La présente invention a pour objet des bactéries du type Alteromonas productrices de polysaccharides .

Elle est également relative à ces polysaccharides et a un ose nouveau présent dans certains de ces polysaccharides ainsi qu'à leurs applications .

Des bactéries appartenant au genre Alteromonas et productrices de polysaccharides ont déjà été étudiées .

Ainsi , les brevets japonais portant les numéros de publication JP 58 121 799 et JP 58 121 798 ont pour objet des Alteromonas appartenant à l'espèce Alteromonas vaga. Ces souches produisent des polysaccharides ayant des masses comprises entre 5.10 et 15.10 ⁴ et constitués de 25% de glucose , 25% de mannose , 21% de galactose , 14% de rhamnose et 5% de fucose (JP 58 121 799) , ou ayant des masses comprises entre 2.10 ⁵ et 4.10 ⁵ D et constitués de 53% de rhamnose, 21 % de glucose , 7% de mannose et 6% de galactose (JP 58 121 798). Ces documents mentionnent des utilisations comme médicaments anti-cancéreux , en particulier.

On retiendra que le polysaccharide du brevet JP 58 121 799 contient obligatoirement du fucose et ne contient pas , selon le résumé de ce document , d'acide glucuronique ni de N-acétyl-galactosamine ou de N-acétyl-glucosamine.

La colonisation de sources hydrothermales dans les profondeurs des océans par des bactéries a été mise en évidence au cours des deux dernières décades. II a été montré que des bactéries oxydant le

soufre jouent un rôle primordial dans la chaîne alimentaire de ces sources hydrothermales . Des bactéries ayant d'autres types de métabolismes ont été néanmoins isolées. Des souches productrices de polysaccharides ont été isolées à partir de l'épiderme de l'annélide polychète Alvinella pompejana. Ces souches sont décrites de façon sommaire et de plus aucune indication n'est donnée concernant leur accessibilité. Des polysaccharides produits par ces souches sont décrits par leurs structures dans le compte-rendu de la première Conférence Internationale sur la Biotechnologie Marine à Tokyo (Prieur et al., 1990 - Current Topics in Marine Biotechnology , pages 85-88) où l'on décrit un polysaccharide issu d'une souche dénommée 1545, dans l'article de Talmont et al. (Food Hydrocolloids , volume 5, n'l/2, pages 171-172, 1991) où l'on décrit un polysaccharide d'une masse de 1100 kD et dans le compte-rendu du Congrès de Baltimore (Vincent et al., 1991 - Production of exopolysaccharides by bacteria from deep-sea hydrothermal vents. Kieler Meeresforsch. , 8 : pages 188-192 ) .

Il ressort donc de l'état de la technique connu du demandeur, que l'on connaît seulement un petit nombre de souches d'origine hydrothermale productrices de polysaccharides et qu'elles ne sont pas accessibles dans leur majorité.

En outre , les structures des polysaccharides qu'elles produisent ont été très peu décrites.

Il est pourtant très intéressant de trouver de nouveaux polysaccharides en raison de leurs applications dans de nombreux domaines par exemple comme gélifiants ou comme médicaments. Le demandeur s'est donc attaché à rechercher

d'autres polysaccharides présentant des propriétés applicables industriellement .

Il a ainsi montré de manière surprenante que des souches de bactéries du type Alteromonas , se distinguant des autres espèces , produisent des polysaccharides de structure non connue et comprenant pour certains un ose dont , à sa connaissance, la structure n'a jamais été décrite .

La présente invention a donc pour objet des bactéries du type Alteromonas se distinguant des autres espèces portées à la connaissance du demandeur , telles que A. acleodii , A.colwellii et A. vaga.

Les souches objets de la présente invention possèdent toutes les caractéristiques suivantes permettant de les rapprocher du genre Alteromonas et de les distinguer des autres espèces connues du demandeur . Caractéristiques morphologiques:

- bacilles Gram négatifs droits, dont la taille est comprise entre 0,5 à 0,6 μm de large et 1,3 à 1,5 μm de long , souches mobiles , munies d'un flagelle polaire,

- souches non-pigmentées (absence de pigments diffusibles et non-diffusibles) ,

- souches capsulées. Caractéristiques physiologiques:

- température optimale de croissance: entre 25 et 30 ^* C

- pH optimal de croissance : entre pH 6,5 et pH 7,5 - salinité optimale de croissance: entre 20 et 40 g/1 de NaCl entre 430 et 770 mM de Na ⁺

- temps de génération: entre 35 et 40 minutes Les caractéristiques biochimiques et

nutritionnelles sont mentionnées dans l'exemple 1 de la présente demande.

Les bactéries présentant notamment ces caractéristiques communes peuvent être regroupées en six groupes caractérisés par la nature des polysaccharides produits.

Le premier groupe est caractérisé par une production de polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,6 et 1,2 pour le rhamnose, compris entre 1 et 2 pour le mannose, compris entre 1,1 et 1,5 pour le glucose, compris entre 0,4 et 0,6 pour l'acide glucuronique, inférieur à 0,07 pour la N-acétyl galactosamine, et inférieur à 0,04 pour la N-acétyl glucosamine.

Une bactérie de ce groupe est celle déposée sous le n"1-1283 auprès de la Collection Nationale de Cultures des Microorganismes de l'Institut Pasteur (CNCM).

Le deuxième groupe est caractérisé par des bactéries produisant des polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose , compris entre 0,2 et 1,4 pour le rhamnose, compris entre 0,1 et 0,4 pour le mannose, compris entre 3,3 et 10,2 pour le glucose, et compris entre 0,06 et 0,1 pour l'acide glucuronique.

Une souche particulièrement avantageuse est celle déposée sous le n" 1-1287 auprès de la CNCM.

Le troisième groupe est caractérisé en ce que les bactéries produisent des polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,7 et 0,9 pour le glucose,

compris entre 0,3 et 0,4 pour l'acide glucuronique, et compris entre 0,1 et 0,3 pour l'acide galacturonique. Un tel groupe est représenté avantageusement par la souche déposée sous le n" 1-1282 auprès de la CNCM.

Un quatrième groupe est celui des bactéries produisant des polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,3 et 0,5 pour le rhamnose, compris entre 0,4 et 0,6 pour le mannose compris entre 1 et 1,8 pour le glucose compris entre 0,4 et 0,6 pour l'acide glucuronique, compris entre 0,1 et 0,3 pour l'acide galacturonique. Un tel groupe est représenté avantageusement par la souche déposée sous le n' 1-1284 auprès de la

CNCM .

Un cinquième groupe est constitué par des bactéries produisant des polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,2 et 0,3 pour le rhamnose, compris entre 0,2 et 0,4 pour le mannose compris entre 0,5 et 1,1 pour le glucose compris entre 0,1 et 0,3 pour l'acide glucuronique, et compris entre 0,1 et 0,3 pour l'acide galacturonique. Un tel groupe est avantageusement représenté par la souche de bactéries déposée sous le n ^* 1-1285 auprès de la CNCM. Enfin, un sixième groupe est représenté par des bactéries produisant des polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,9 et 1,1 pour le mannose, et • compris entre 0,9 et 1,1 pour le glucose.

La souche déposée sous le n" 1-1286 auprès de la CNCM représente avantageusement ce sixième groupe.

Les espèces du genre Alteromonas connues du demandeur se distinguent des bactéries objet de la présente invention comme suit .

Alteromonas macleodii (Baumann et al., 1972,

Taxonomy of aérobic marine eubacteria . J. Bacteriol.,

110: 402-429 ; Bergey's Manual of Systematic Biology,

Vol.I, 1984) se distingue des souches productrices selon l'invention par plusieurs critères:

- pas d'assimilation des substrats suivants : succinate et D-ribose.

- assimilation des substrats suivants : DL- glycérate, caprate, pyruvate, N-acétylglucosamine, DL- lactate, D-mannitol, D-xylose, n-propanol et L- sérine..

A. colwellii (Weiner, Segall et Col ell, 1985, Characterization of a marine bacterium associated with crassotrea virginica. Appl . Environ. Microbiol., 49:83-90 produit un pigment soluble brun-noir (mélanine) en phase stationnaire de croissance, lorsqu'elle est cultivée sur milieu Marine Broth,

- le temps de génération de cette souche en conditions optimales (25 ^* C, milieu Marine Broth) est de 106 minutes, soit plus du double par rapport aux souches selon l'invention ,

- cette souche répond positivement aux tests indole et nitrate réductase et négativement au test β- galactosidase (ONPG) , - cultivée en présence d'un des substrats suivants: arbutine, tréhalose, saccharose, cellobiose et mannose, aucune acidification n'est mise en évidence.

Alteromonas vaga ( Baumann, Baumann, Mandel et Allen, 1972) ( Bergey's Manual of Systematic

Bacteriology, Vol.l, 1984) se distingue des bactéries selon l'invention par de nombreux critères :

- pas de croissance à 40°C,

- pas de production d'amylase, de gélatinase et de lipase,

- pas d'assimilation des substrats suivants: saccharose, mélibiose, lactose, L-tyrosine, salicine et L-leucine, assimilation des substrats suivants : N- acétyl-glucosaminé, D-mannitol, citrate, sarcosine, putrescine, D-sorbitol, DL-malate, α-céto-glutarate, m-hydroxybenzoate, p-hydroxybenzoate, pyruvate, L- arabinose et D-arabinose.

Ces distinctions d'une part entre les différents groupes de bactéries selon l'invention et d'autre part entre les bactéries selon l'invention et les autres espèces d'Alteromonas mises en évidence par des caractéristiques biochimiques, nutritionnelles, ou physiologiques se retrouvent lorsqu'on effectue des profils de ribotypage des différentes bactéries en utilisant par exemple les enzymes de restriction:

Hind III, EcoRI, Xho I.

Il ressort clairement de ce qui précède que les bactéries objets de la présente invention forment un groupe , voire une espèce nouvelle d'Alteromonas , se distinguant des souches et espèces portées à la connaissance du demandeur et accessibles .

La présente invention a également pour objet les produits issus de ces bactéries , et en particulier les polysaccharides susceptibles d'être isolés à partir de ces bactéries.

Avantageusement , un premier groupe de polysaccharides est celui contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,6 et 1,2 pour le rhamnose,

compris entre 1 et 2 pour le mannose, compris entre 1,1 et 1,5 pour le glucose, compris entre 0,4 et 0,6 pour l'acide glucuronique, inférieur à 0,07 pour la N-acétyl galactosamine, et inférieur à 0,04 pour la N-acétyl glucosamine.

Préférentiellement , de tels polysaccharides présentent une masse inférieure à 10 D. Ils peuvent être substitués par des groupements acétyle et/ou pyruvyle. Un second groupe est constitué par des polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose , compris entre 0,2 et 1,4 pour le rhamnose, compris entre 0,1 et 0,4 pour le mannose, compris entre 3,3 et 10,2 pour le glucose, et compris entre 0,06 et 0,1 pour l'acide glucuronique.

De tels polysaccharides peuvent être substitués par des groupements acétyle et présentent f_ avantageusement une masse de l'ordre de 10°D. Un troisième groupe est constitué de polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,7 et 0,9 pour le glucose, compris entre 0,3 et 0,4 pour l'acide glucuronique, et compris entre 0,1 et 0,3 pour l'acide galacturonique.

De tels polysaccharides peuvent de plus comprendre un acide hexuronique de structure furanique substitué sur son carbone en position 3 par un résidu lactyle . Un tel acide hexuronique peut être compris dans le polysaccharide dans un rapport molaire de 0,1 à 0,5 par rapport au galactose.

Ce troisième groupe de polysaccharides peut présenter une masse de l'ordre de 4.10 D et être substitué par des groupements acétyle. Avantageusement , les liaisons entre les oses

sont effectuées sur le carbone en position 4 du glucose, les carbones en positions 3, ou 4 et 6 du galactose et les carbones en positions 4 ou 3 de l'acide glucuronique. Ces polysaccharides peuvent en outre être ramifiés par l'intermédiaire d'un résidu galactose.

Dans ce troisième groupe , les polysaccharides comprennent avantageusement des répétitions d'enchaînements constitués de trois galactoses , un glucose , deux acides glucuroniques , un acide galacturonique et un acide hexuronique de structure furanique substituée sur son carbone en position 3 par un résidu lactyle .

Le quatrième groupe est composé de polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,2 et 0,3 pour le rhamnose, compris entre 0,2 et 0,4 pour le mannose compris entre 0,5 et 1,1 pour le glucose compris entre 0,1 et 0,3 pour l'acide glucuronique, et compris entre 0,1 et 0,3 pour l'acide galacturonique.

Un tel polysaccharide peut contenir un acide hexuronique substitué sur son carbone en position 3 par un résidu lactyle , de la même façon que pour le troisième groupe de polysaccharides . Les polysaccharides de ce groupe présentent avantageusement une masse comprise entre 5.10 et 2.10 ⁶ D .

Enfin, dans un cinquième groupe , les polysaccharides sont caractérisés en ce qu'ils produisent des polysaccharides contenant du galactose et présentant des rapports molaires par rapport à cet ose compris entre 0,9 et 1,1 pour le mannose, et compris entre 0,9 et 1,1 pour le glucose.

Un troisième objet de la présente demande est un hexose susceptible d'être compris dans un des polysaccharides précédemment défini.

Ainsi , un tel hexose de structure furanique substituée par un résidu lactyle présente la formule suivante :

dans laquelle R ¹ à R ⁴ représentent chacun un atome d'hydrogène et OR ₅ représente la liaison osidique avec les autres sucres.

De tels polysaccharides présentent des propriétés susceptibles de les rendre applicables industriellement , en particulier du fait de leur capacité à former des gels et émulsions, de leur pouvoir de rétention d'ions en solution et de leur activité biologique.

Ils peuvent donc être utilisés dans une large variété d'applications .

A titre d'exemple , il est possible de mettre à profit leur pouvoir de rétention d'ions pour le traitement de milieux contenant des ions métalliques, par exemple des ions calcium ou de métaux lourds (plomb, cadmium et mercure ) ou de certains radionucléides ( uranium, thorium) . Les applications concernées par un tel traitement appartiennent au

domaine de la bioépuration , de la détoxification de l'environnement et de la lutte contre la pollution.

Dans de telles applications, le milieu à traiter, avantageusement sous forme de solution ou de suspension, est mis en présence avec une quantité efficace d'au moins un polysaccharide selon l'invention , qui retient les ions métalliques , après quoi on sépare de manière conventionnelle le milieu épuré et le(s) polysaccharide(s) chargé (s) des ions métalliques à éliminer .

Egalement , les nouveaux polysaccharides selon 1'invention possèdent des activités biologiques , qui permettent de les utiliser comme agents thérapeutiques ou de diagnostic . En particulier , ils présentent des pouvoirs anticoagulant et/ou antithrombotique , pouvant être mis à profit dans des traitements préventifs ou curatifs d'affections liées au sang et à la circulation sanguine.

Pour ce qui est du domaine agroalimentaire , la capacité à former des gels et émulsions des nouveaux polysaccharides peut être notamment valorisée dans les applications usuelles des polysaccharides, par exemple pour la réalisation de crèmes , de glaces, de produits de charcuterie et autres. Les présents polysaccharides peuvent être obtenus par culture des souches les produisant dans un milieu de culture adapté puis par extraction de ces polysaccharides par des méthodes connues en soi, et illustrées par exemple dans l'ouvrage de P.A. Sanford et A. Laskin : " Extracellular microbial polysaccharides ", Americ. Chem. Soc. (1977) Symposium Séries n' 45.

Les polysaccharides peuvent alors être purifiés sur une colonne de chromatographie d'échange d'anions. La présente invention est illustrée par les

exemples qui suivent , dans lesquels :

Les figures 1, 3, 5, 7, 9 et 11 illustrent la croissance , la modification du pH , l'absorbance et la biomasse ( en ordonnée) en fonction du temps de culture ( en abscisse ) pour des souches représentatives des groupes énumérés ci-dessus, à savoir respectivement les souches 342 (groupe 2 ) I- 1286 ( groupe 6 ) , 1-1283 (groupe 1), 1-1284 ( groupe 4 ) , 1625 et 1-1282 ( groupe 3). Les figures 2, 4, 6, 8, 10 et 12 illustrent la consommation de sucre, la quantité d'exopolysaccharide produite et la viscosité du milieu de culture ( en ordonnée) en fonction du temps de culture ( en abscisse) pour des souches représentatives des groupes énumérés ci-dessus, à savoir respectivement les souches 342 ( groupe 2), 1-1286 ( groupe 6 ) 1-1283 (groupe 1 ) , 1-1284 (groupe 4 ) , 1625 et 1-1282 (groupe 3 ) .

Les figures 13A et 13B représentent des chromatographes en phase gazeuse du polysaccharide de la souche 1-1282 après méthanolyse et triméthylsilylation ( figure 13A) , et après réduction , méthanolyse et triméthylsilylation ( figure 13B) .

Les figures 14A et 14B représentent des spectres de masse en mode d'ionisation chimique (figure 14A) et en mode d'ionisation électronique (figure 14B) des deux pics X libérés par méthanolyse du polysaccharide purifié et analysé par chromatographie en phase gazeuse ( CPG/SM ) après triméthylsilylation.

Les figures 15A et 15B représentent des spectres de masse en mode d'ionisation chimique (figure 15A) et en mode d'ionisation électronique (figure 15B) des deux pics X obtenus après méthanolyse du polysaccharide purifié réduit et analysé par CPG/SM

après triméthylsilylation.

La figure 16 A est un chromatogramme en phase gazeuse des polyolacétates obtenus après réduction du polysaccharide , hydrolyse totale , réduction par BD ₄ K et peracétylation. Les figures 16 B et 16 C sont respectivement les spectres de masse du composé X en mode d'ionisation chimique ( figure 16 B) et en mode d'ionisation électronique ( figure 16 C) correspondant au chromatogramme de la figure 16 A. La figure 17 représente un spectre de masse en mode d'ionisation électronique de l'éther methylique du composé X. EXEMPLE 1 :

Caractéristiques biochimiques et réponses aux tests nutritionnels des souches selon l'invention. Caractéristiques biochimiques:

Réponse positive: Réponse négative:

- catalase - fermentation du glucose

- oxydase - production d'indole

- β galactosidase (ONPG) - chitinase - gélatinase - accumulation du PHB

(polyhydroxybutyrate)

- lipase - citrate

- production d'H ₂ S/ - nitrate réductase cystéine - nitrite réductase Toutes les souches, sauf la souche 1-1284 du groupe 4 , ont donné une réponse négative au test arginine dihydrolase.

Toutes les souches, sauf les souches 342 et I-

1287 du groupe 2 , ont donné une réponse positive au test amylase.

Détermination du G-C% :

Toutes les souches ont un G-C% compris entre 40 et 50.

Réponses aux tests nutritionnels. I. Réponses positives communes aux souches.

Les 21 substrats assimilés communément par les souches sont présentés ci-dessous en fonction du milieu utilisé :

- milieu BM ( Baumann et Baumann, 1981- The Prokaryotes, Vol.2 : 1302-1331) ;

- milieu AS ( Ruby et Jannasch, 1982 J. Bacteriol., 149 : 161-165 ).

A. Assimilation sur milieu BM et milieu ASW: Fructose Glucose Maltose Lactose Cellobiose Saccharose Tréhalose Galactose Tyrosine Leucine Glycérol Ribose Succinate ( réponse faible sur milieu BM) Lactate ( réponse faible sur milieu BM) .

Pour certains substrats, les souches n'ont été testées que sur l'un des deux milieux.

B. Assimilation sur milieu BM:

Lévulose Mélibiose Mélézitose Raffinose

C. Assimilation sur milieu ASW: Salicine Propionate Gluconate Dans le cas du fructose, lactose, cellobiose, tréhalose, mélibiose, mélézitoze et D-raffinose, les tests ont montré une très faible acidification pour les souches 342 et 1-1287 par rapport aux autres souches . L'acidification est également très faible pour la souche 1-1285 du groupe 5 dans le cas du tréhalose et pour les souches 1625 et 1-1282 dans le cas du mélibiose.

Le gluconate est assimilé par toutes les souches mais aucune acidification n'a été mise en évidence . Enfin, dans le cas du glycérol, les souches 342 et 1-1287 n'ont pas acidifié et l'acidification est très faible pour les autres souches . II. Réponses négatives communes aux souches : 41 substrats ne sont pas assimilés. A. Pas d'assimilation sur milieu BM et milieu ASW:

D-arabinose L-arabinose Xylose Serine citrate Malate

B. Pas d'assimilation sur milieu BM:

Rhamnose Sorbose Méthanol Méthylamine Pyruvate Aspartate Méthionine Valine Lysine Tryptophase Thréonine Citruline Glycérate Glucuronate L-ornithine Adénine 5-valérate

C. Pas d'assimilation sur milieu ASW: Glutarate Mannitol Ethanolamine Taurine

Hydroxyproline Hydroxy- 2-céto-glutarate Propanol-1 benzoate

Glycogène Sorbitol Benzoacétate Dulcitol Sarcosine D-glucosa- Putrescine Arabitol mine n-inositol Xanthine

III. Réponses particulières en fonction des souches

Pour un certain nombre de substrats, les réponses varient suivant les souches. Le mannose est assimilé par la souche 1-1283 .

L'acétate et l'éthanol ne sont assimilés que par les souches du groupe IV et par les souches 342 et 1-1287 .

Les souches 1-1286 et 722 du groupe 6 présentent des réponses particulières pour certains substrats et notamment des réponses négatives pour les suivants : glutamate, glycine, 3 hydroxy-butyrate, proline, phénylalanine , et arginine.

Dans le cas de l'alanine, les souches 342, I- 1287, et 1-1285 ont présenté une réponse négative comme les souches 1-1283, 1-1284, 1666 , 1-1282 et 1625 .

Les réponses aux tests d'assimilation permettent de mettre en évidence des metabolismes très voisins pour les souches 1-1286 et 722 .

EXEMPLE 2 :

Production d'exopolysaccharides par des souches de type Alteromonas selon l'invention:

La culture des bactéries se fait dans un fermenteur de 2 1 , à pression atmosphérique normale, sur milieu de culture 2216 E ( Oppenheimer et Zobell, (1952) J. Mar. Res. ϋ, 10-18) contenant 750 ml d'eau de mer filtrée, 250 ml d'eau distillée, 4 g de peptone, 0,01 g de FeP0 ₄ , 1 g d'extrait de levure, 15 g de bacto-agar , additionné de glucose (30 g/1) et tamponné à pH 7,2 avec de l'acide 3-[N- Morpholino]propanesulfonique (MOPS) (50mM) . Le rendement est de 4,8 g/litre.

Les résultats de croissance ( en unités formant des colonies/ml) , de changement de pH , d'absorbance à 520 nm et de biomasse ou masse cellulaire en g/1 sont illustrés pour les souches 342, 1-1286, 1-1283, 1-1284, 1625 et 1-1282 respectivement sur les figures 1, 3, 5, 7, 9 et 11. La consommation de glucose est estimée par la concentration de ce sucre dans le milieu de culture (g/1) ; la quantité d'exopolysaccharide produite (g/1) et la viscosité du milieu de culture sont illustrées pour les souches 342, 1-1286, 1-1283, I- 1284, 1625 et 1-1282 respectivement sur les figures 2, 4, 6, 8, 10 et 12. EXEMPLE 3 :

Extraction des polysaccharides

Les moûts de culture sont centrifugés 2 h à 24000 g afin d'éliminer le maximum d'espèces insolubles formées en partie de débris cellulaires . Le culot est séché à l'étuve à 80 ^° C afin d'en déterminer le poids . Le surnageant est recueilli et filtré successivement sur membranes Sartorius de porosité décroissante ( de 8μm à 0,45μm) .

A la solution récupérée, on ajoute du chlorure de sodium en poudre avantageusement à 20 g/1 afin d'obtenir la forme sel de sodium du polysaccharide, mais aussi pour diminuer la qualité du solvant afin de précipiter préférentiellement les polysaccharides par rapport aux autres composés présents de masses plus faibles (protéines) lors de l'addition d'alcool éthylique. La précipitation est obtenue généralement pour un rapport éthanol (EtOH)/H ₂ 0 de 1/1 (V/V) . Le précipité est alors lavé abondamment avec des mélanges EtOH/H ₂ 0 à rapports croissants en EtOH ( de 50 % V/V à 100 % V/V) . Les polysaccharides sont ensuite séchés sous vide à 30 ^* C et pesés afin de déterminer la teneur des moûts en polysaccharide. Les rendements de production des polysaccharides par les souches selon l'invention sont les suivants :

- souche 1-1283: 9 g/kg de moût en moyenne ( 3 g/kg de produits insolubles) - souches 1-1287 et 342 : 4 à 6,5 g/kg de moût

( 6 à 8 g/kg de produits insolubles ) ,

- souches 1-1282 et 1625 : 2 à 3 g/kg de moût (8 à 18 g/kg de produits insolubles),

- souches 1-1284 et 1666: 3 g/kg de moût ( 15 g/kg de produits insolubles ) ,

- souche 1-1285 : 3 g/kg de moût ( 12 g/kg de produits insolubles ) .

EXEMPLE 4 :

Détermination de la composition des polysaccharides.

1) Méthodes utilisées.

Les polysaccharides sont hydrolyses 1 nuit à

100'C dans I^SO^^M, neutralisés au carbonate de baryum, puis évaporés à sec, repris avec 200 μl 1^0 et filtrés sur membrane 3 μm . Sur une moitié on élimine

les sels avec une résine mixte (Amberlite M.B.3) et on injecte en HPLC sur une colonne échangeuse d'ions (CHO 682; température 85 ^° C; éluant H ₂ 0 distillée, débit 0,5 ( ml/min) afin d'analyser la composition en sucres neutres .

L'autre partie est injectée directement sur une colonne analytique d'acides organiques ( exclusion ionique HP x 87 H; éluant H ₂ S0 ₄ 8.10 ^-3 M, débit 0,6 ml/min. ) . Les polysaccharides peuvent aussi être soumis à une méthanolyse afin de les mettre sous la forme de méthylglycosides N-acétylés et O-triméthylsilylés selon la méthode de Kamerling et al. ( Biochem. J.,(1975) 151, 491-495) modifiée par Montreuil et al (1986 , Glycoproteins . In Carbohydrate analysis: a practical approach. Eds Chaplin et Kennedy, I.R.L Press, Oxford, Washington D.C., 143-204). Les espèces obtenues sont alors chromatographiées.

Cette méthode permet de déterminer les sucres neutres constitutifs de la structure ainsi que leurs rapports respectifs . Elle permet de mettre en évidence la présence d'acides uroniques , mais elle ne permet pas de préciser la nature de ces sucres.

Les colonnes de chromatographie utilisées permettent de bien mettre en évidence les substituants acétate. La présence des autres substituants et du rhamnose est obtenue à partir des spectres RMN -^H à 80"C sur un AC300 Bruker, ce qui permet de quantifier leur dosage. Dans la solution de polysaccharide à 5 g/1 dans D ₂ 0 , on ajoute comme étalon du succinate de sodium à concentration connue.

La présence des groupes acétate et carboxyliques est vérifiée par spectroscopie infrarouge. Cette méthode permet d'exclure la présence de groupements sulfate ou sulfonate sur les chaînes

des polysaccharides étudiés.

La proportion des sucres et groupements acides est estimée par dosage conductimétrique sur les sels des polysaccharides purifiés. Les masses moléculaires des polysaccharides ont été mesurées par diffusion de la lumière.

On a en outre mesuré le pouvoir optique rotatoire des polysaccharides ainsi que la viscometrie de leur solution, à l'aide d'un Low Shear 30 (Contraves) .

Les méthodes colorimétriques suivantes sont aussi utilisées . Dosages des oses neutres:

Méthode de TILLMANS J. et PHILLIPPI K.((1929) Biochem.. Z.,215, 36-60) modifiée par REMINGTON C.(1931) ( Biochem. J., 25, 1062-1071).

Modification apportée: Elimination de l'interférence due aux acides uroniques dosés par la méthode de DISCHE Z.((1947) J. Biol . Chem. 167, 189- 198) (Montreuil J. et Spik G., Méthodes colorimétriques de dosage des glucides totaux Microdosage des glucides, fascicule 1.(1963) . Réactif : Orcinol sulfurique Référence : 1 mannose/1 galactose Dosages des oses acides:

Deux méthodes ont été utilisées :

1- Méthode de DISCHE (J. Biol. Chem., (1947), 167,

189-198) .

Modification apportée: Elimination de l'interférence due aux hexoses dosés par la méthode de TILLMANS et PHILLIPPI (1929) modifiée par REMINGSTON (1931) précédemment cité .

Réactif : Carbazol sulfurique Référence: Acide glucuronique 2- Méthode de BLUMENKRANTZ N. et ASBOE-HANSEN

G. ( (1973)-Anal. Biochem._54 _. ,484-489). Réactifs : Méta-hydroxy diphényl Tétraborate de sodium 0,0125 M dans acide sulfurique concentré. Référence : Acide glucuronique.

Dosages des osamines:

Méthode d'ELSON L.A. MORGAN W.T.J. ((1933) Biochem J. 27, 1824-1828) modifiée par BELCHER et Col.

Modification apportée : Transformation du réactif d'EHRLICH selon le procédé de BLIX. (MONTREUIL et SPIK, microdosage des glucides, fascicule 1, 1963). Réactifs : Solution alcaline d'acétyl-acétone

Réactif d'EHRLICH Référence: glucosamine. Dosages des protéines:

Méthode LOWRY O.H. ROSENBROUGH N.J., et al. (1951 J. Biol; Chem., 193, 265-275). Réactifs : Réactif A Réactif B Réactif FOLIN-CIOCALTEU 1 N

Référence : Albumine bovine. 2° ) Résultats: a) Souches 1-1283 et similaires. Dosages colorimétriques : Oses neutres (Orcinol) : 46 à 70 % Oses acides (Carbazol) : 8 à 12 %

(Blumenkrantz) : 8 à 11 % Osamines (Elson-Morgan) : 0,2 à 3,7 % Protéines (Lowry) : < = 11% Rapports molaires au galactose obtenus par chromatographie en phase gazeuse: Rhamnose : 0,6 à 1,2 Mannose : 1,0 à 2,0 Galactose : 1

Glucose : 1 , 1 à 1 , 5

Acide glucuronique : 0,4 à 0,6

Acide galacturonique : 0

N acétyl-galactosamine : O à 0,07 N acétyl-glucosamine : 0 à 0,04.

Substituants : en général acétate, dans un cas pas de substituant et dans deux autres acétate et pyruvate

Masse d'un éguivalent : 1800 g à 2200 g ( soit 1 sucre acide pour 8 à 10 sucres neutres) Transition conformationnelle : oui, induite par la force ionique et la température.

Viscosité:

Forte influence de la force ionique, mais stable à partir de 0,02 à 0,05 M NaCl Très bonne stabilité en température ( viscosité en général à peine réduite d'un facteur 2 après 48 heures à 90 ^* C, parfois accrue )

Mesure de viscosité à très faible gradient de cisaillement, 25 ^* C, 0,1 N NaCl, pour 0,4 g/1 de polymère : ⁿ red = 200 à 1000 cm ³ /g pour des masses <

10 ⁶ . b) Souches n ^* 1-1287 et 342.

Dosages colorimétrigues :

Oses neutres (Orcinol) : 42 à 58 % Oses acides (Carbazol) : 5 à 13 %

(Blumenkrantz) : 5 à 11 %

Osamines (Elson-Morgan) : 1,2 et 1,7 %

Protéines (Lowry) : 12 à 18 %.

Rapports molaires au galactose obtenus par chromatographie en phase gazeuse:

Rhamnose : 0,2 à 1,4

Mannose : 0,1 et 0,4

Galactose : 1

Glucose : 3,3 à 10,2 Acide glucuronique : 0,06 à 0,1

Acide galacturonique : O

N acétyl-galactosamine : O

N acétyl-glucosamine : O

Substituants : acétate Masse d'un éguivalent : 1700 g à 1900 g

Transition conformationnelle : absence Viscosité:

Assez insensible à la force ionique ( présence d'agrégats) Stabilité en température moyenne

Mesure de viscosité à très faible gradient de cisaillement 25 ^° C, 0,1 N NaCl, pour 0,4 g/1 de polymère : ⁿ red=200 à 4000 cm3/g pour des masses voisines de 10 . c) Souches 1-1282 et 1625

Dosages colorimétrigues :

Oses neutres (Orcinol) : 38 à 56 %

Oses acides (Carbazol) : 32 à 46 %

(Blumenkrantz) : 29 à 47 % Osamines (Elson-Morgan) : 0,1 à 1,0%

Protéines (Lowry) : <=9%

Rapports molaires au galactose obtenus par chromatographie en phase gazeuse:

Rhamnose : 0,1 à 0,2 Mannose : 0,1 à 0,2

Galactose : 1

Glucose : 0,7 à 0,9

Acide glucuronique : 0,3 à 0,4

Acide galacturonique : 0,2 N acétyl-galactosamine : O

N acétyl-glucosamine : 0 .

Substituants : absence pour 1-1282, acétate pour 1625

Masse d'un éguivalent : 280 à 320 g Masse : 10 ⁶ à 4.10 ⁶ pour 1-1282 Transition conformationnelle : oui

Viscosité :

Forte influence de la force ionique ( 1625 : ⁿ red=5000 ml/g pour 0,01M NaCl et ⁿ red=1200 ml/g pour 0,1M NaCl:

1-1282: ⁿ red=16000 ml/g pour 0,02M NaCl et nred=4000 ml/g pour NaCl=0,lM)

Faible stabilité en température à 90"C

Mesure de viscosité à très faible gradient de cisaillement, 25"C, 0,1N NaCl, pour 0,4 g/1 de polymère : ⁿ red=500 à 8000 cm^/g pour des masses voisines de 5.10 ⁵ à 2.10 ⁶ .

Gélification:

Formation d'un gel à propriétés physiques originales par interaction spécifique avec les ions multivalents, tels que Ca ^A . Remarque :

Précipitation du polymère avec une solution d'ethanol à une concentration de 30% ou avec des concentrations plus faibles en fonction de la concentration en ions multivalents lors de la précipitation (Ca* par exemple) , en ce qui concerne

1-1282 . d) Souches 1-1284 et 1666.

Dosages colorimérigues :

Oses neutres (Orcinol) : 45 à 55% Oses acides (Carbazol) : 20 à 40%

(Blumenkrantz) : 36 %

Osamines ( Elson-Morgan) : 0,2 à 3 %

Protéines (Lowry): <=3%.

Rapports molaires au galactose obtenus par chromatographie en phase gazeuse :

Rhamnose : 0,4

Mannose : 0,5

Galactose : 1

Glucose : 1,0 à 1,8 Acide glucuronique : 0,4 à 0,6

Acide galacturonique : 0,2

N acétyl-galactosamine : O

N acétyl-glucosamine : 0,3.

Substituants : acétate et pyruvate pour 1-1284 et pour 1666

Masse d'un éguivalent : 540 à 590 g

Transition conformationnelle : non

Viscosité :

Forte influence de la force ionique : 1-1284 : ⁿ red=4000 ml/g pour 0,005M NaCl et ⁿ red=1500 ml/g pour

0,1M NaCl; 1666 : ⁿ red=2000 ml/g pour 0,01M NaCl et ⁿ red=400 ml/g pour NaCl=0,lM

Faible stabilité en température à 90"C

Mesure de viscosité à très faible gradient de cisaillement, 25 ^* C, 0,1N NaCl, pour 0,4 g/1 de polymère : ⁿ red=500 à 8000 cm ³ /g pour des masses voisines de 5.10 ⁵ à 2.10°

Gélification :

Formation d'un gel faible par interaction spécifique avec Ca ²⁺ " e) Souche 1-1285

Dosages colorimétrigues :

Oses neutres (Orcinol): 47 à 55 %

Oses acides (Carbazol) : 26 à 44% (Blumenkrantz) : 25 à 42%

Osamines (Elson-Morgan): 0,2 à 1,6%

Protéines (Lowry) : <= 5 %

Rapports molaires au galactose obtenus par chromatographie en phase gazeuse : Rhamnose : 0,2 à 0,3

Mannose : 0,2 à 0,4

Galactose : 1

Glucose : 0,5 à 1,1

Acide glucuronique : 0,2 Acide galacturonique : 0,2

N acétyl-galactosamine : O N acétyl-glucosamine : O

Présence d'un sucre nouveau identique à celui du polysaccharide de 1-1282 ; présence de fucose selon les lots .

Substituants : absence Masse d'un éguivalent : 545 g Transition conformationnelle : non Viscosité : Très forte influence de la force ionique ( ⁿ red=8000 ml/g pour 0,02M NaCl et ⁿ red=3500 ml/g pour 0,1M NaCl) Bonne stabilité en température à 90 ^* C ( présence d'agrégats)

Mesure de viscosité à très faible gradient de cisaillement, 215 ^* C, 0,1N NaCl, pour 0,4 g/1 de polymère : ⁿ red=500 à 8000 cm ³ /g pour des masses voisines de 5.10 ⁵ à 2.10 ⁶ Gélification:

Formation d'un gel faible par interaction spécifique avec des ions multivalents, tels que Ca 2 ⁴ + ^* f) Souches 1-1286 et 722

Dosages colorimétrigues :

Oses neutres : 48 % à 50 %

Oses acides ( Carbazol ) : 7 % à 9 % ( Blumenkrantz) : 7% à 9 %

Osamines ( Elson-Morgan) : 1% à 3 %

Protéines ( Lowry) : 8% à 12 %. Rapports molaires au galactose obtenus par chromatographie en phase gazeuse : Glucose : 0,8 à 1,2

Mannose : 0,8 à 1,2

Pas d'acides uroniques

Présence de substituants acétate et pyruvate Masse par équivalent : 2000 g à 3000 g Pas de transition conformationnelle

Forte viscosité

EXEMPLE 5 : Analyse structurale du polysaccharide de la souche 1-1282.

1 ^* 1 Méthodes utilisées a) Méthylation

Les difficultés rencontrées pour solvater le polysaccharide dans le DMSO utilisé comme solvant de la méthylation, ont incité à effectuer préalablement une peracétylation, afin de rompre les interactions polysaccharide/polysaccharide.

5 mg de polysaccharide sont dissous dans 3 ml de formamide (Merck) et peracétylés à l'aide de 1 ml de pyridine et de 1,5 ml d'anhydride acétique sous agitation pendant 24 h à température ambiante . Le polysaccharide peracétylé est ensuite dialyse contre de l'eau distillée, puis lyophilisé. Enfin, le polysaccharide peracétylé est méthylé selon la méthode de Paz-Parente et al.( (1984) Carbohydr. Res, 141, 149-164) .

Le polysaccharide peracétylé est dissous dans 0,5 ml de DMSO dans un tube en verre et placé dans un bain ultrasonique pendant 30 minutes. On ajoute 0,5 ml de base de méthylation (lithium méthylsulfinyl carbanion) à la solution de polysaccharide que l'on place à nouveau au bain ultrasonique pendant 2 heures . Après congélation, 1 ml d'iodure de méthyle (Merck) est additionné et l'alkylation se déroule pendant 2 heures au bain ultrasonique puis pendant une nuit à température ambiante. outes ces opérations s'effectuent sous atmosphère d'argon.

La méthylation est arrêtée par addition de 10 ml d'eau. Quelques cristaux de thiosulfate de sodium

sont ajoutés pour décolorer la solution . Le polysaccharide perméthylé est extrait à 4 reprises par 0,5 ml de chloroforme . Les phases organiques sont réunies , lavées abondamment à l'eau et séchées par du sulfate de sodium anhydre. Le polysaccharide perméthylé est enfin purifié par filtration sur une colonne de Sephadex LH20 et élue par un mélange méthanol/chloroforme.

Le polysaccharide perméthylé est méthanolyse pendant 24 heures à 80 ^* C à l'aide de méthanol/HCl 0,5 N . Après évaporation sous courant d'azote, les méthylglycosides partiellement méthylés sont acétylés par le mélange pyridine anhydride, acétique (v/v) pendant une nuit à température ambiante L'identification des éthers méthyliques est effectuée par couplage chromatographique en phase gazeuse- spectrométrie de masse (CPG/SM) selon la méthode décrite par Fournet et al. ((1981) Anal. Biochem, 116, 489-502) . b. Coupure réductive du polysaccharide perméthylé (Rolf et Grav.f 1982) J. A . Chem. Soc, 104, 3539-3541 ..

Cette technique réalise le clivage de la liaison osidique en réduisant les monosaccharides sous forme d'anhydrosucres et permet en outre 1 'acétylation de l'hydroxyle du monosaccharide engagé dans la liaison osidique. Une solution est préparée par addition dans un tube saturé en argon, de CaH (0,2 g), CH ₂ C1 ₂ ( 9 ml), Et ₃ SiH (0,8 ml) et de TMSOTf (1 ml). Le tube est fermé et placé dans un dessicateur saturé en argon, 1 jour à température ambiante . Le réactif est ensuite conservé à 4 ^° C.

Dans un tube, sont placés 3 mg de polysaccharide perméthylé ainsi que 300 μl de la solution préparée précédemment. On laisse sous

agitation 24 heures à température ambiante . 15 μl d'anhydride acétique sont ensuite ajoutés et l'on remet sous agitation 20 h à température ambiante . Toutes les réactions se déroulent en milieu anhydre. 2 ^' ) Résultats: a) Nature du nouveau sucre ( composé X.. L'analyse par couplage CPG/SM en mode d'ionisation chimique des deux pics X ( figure 13A ), obtenus après méthanolyse du polysaccharide purifié suivie d'une triméthylsilylation, permet d'identifier pour ces deux pics un même ion moléculaire [M+NH4] de 470 ( figure 14A ) . Les deux pics X correspondent certainement aux deux anomères d'un même méthylglycoside triméthylsilylé de masse moléculaire 452.

Les spectres de masse des deux pics X obtenus en mode d'ionisation électronique ( figure 14B ) sont identiques et permettent d'obtenir des renseignement d'ordre structural : les pics m/z 59; 161; 218; 437 correspondent respectivement aux groupements COOCH3, CO0CH ₃ -CH-O-Si(CH ₃ )3, au fragment 2~ ^c 3 ^{et au} monosaccharide ayant perdu un groupement méthyle .

Afin de vérifier la présence de groupements carboxyliques dans le composé X, celui-ci a été analysé après réduction des fonctions carboxyliques selon la méthode de Dutton et al. ( (1986), Carbohydr. Res., 152, 249-259) . La figure 13B fournit le chromatogramme des méthylglycosides triméthylsilylés obtenus après méthanolyse partielle, réduction des fonctions méthylesters, méthanolyse et triméthylsilylation. On note une modification des temps de rétention du composé X indiquant la transformation des fonctions carboxyliques en fonctions alcools correspondantes . Cette modification est confirmée par l'analyse en CPG/SM en mode

d'ionisation chimique, qui permet d'identifier un ion de spectromètre de masse du produit X natif ( [5M+18] ⁺ :470) et du produit X réduit ( [M+18] ⁺ :558) permet de mettre en évidence un incrément de masse de 88 qui correspond à la transformation de deux groupements COOCH3 en deux groupements CH ₂ ~0-Si(CH3)3 . Cette analyse permet de conclure à la présence de deux fonctions carboxyliques dans le composé X. Ce résultat est confirmé par l'analyse du composé X réduit en spectromètre de masse en mode d'ionisation électronique ( figure 15B ) . On constate la disparition de l'ion 59 correspondant à la fonction COOCH3, la disparition de l'ion 161 et son remplacement par l'ion 205, la disparition de l'ion 218 et son remplacement par l'ion 262 et la disparition de l'ion 437.

Afin de préciser la structure du composé X, celui-ci a été analysé par couplage CPG/SM après réduction du polysaccharide purifié selon Dutton et al. (1986) (précédemment cités) , hydrolyse totale à l'ATFA, réduction des fonctions carbonyles apparues et peracétylation, la réduction des fonctions carbonyles par du BD^K permettant de marquer le carbone 1 d'une masse M+l. Les résultats sont illustrés dans la figure 16 . On constate la présence de méso-inositol ( témoin interne), de glucitol, de galactitol ainsi que du produit X dont le spectre de masse obtenu en impact électronique indique clairement la substitution du carbone 3 par un groupement de type propanol. Les résultats des analyses du monosaccharide X sous forme de méthylglycoside méthylester triméthylsilylé ( figure 14 ) , de méthylglycoside réduit triméthylsilylé (figure 15) et de polyol acétate après réduction des fonctions carboxyliques (figure 16 ) permettent de dire qu'il s'agit d'un

acide uronique de type furanique possédant un substituant de type lactique sur le carbone 3. Ce résultat est confirmé , en particulier pour la nature furanique du sucre, par l'analyse des éthers méthyliques obtenus après perméthylation du polysaccharide purifié, hydrolyse totale, réduction de la fonction carbonyle par du BH ₄ K, méthylestérification des fonctions acides carboxyliques à l'aide du méthanol/HCl et peracétylation ( figure 17 ) . La substitution du carbone 3 par l'acide lactique est confirmée par les fragments m/z 233 et 291, et la nature furanique du monosaccharide de départ l'est par la présence du fragment 349 (O-CH3 sur le carbone 5) et l'absence des pics 277 et 175 caractéristiques de la forme pyranique.

Le composé X est donc bien un acide hexuronique furanique possédant un groupement acide lactique . Il est à noter qu'un 4-0-[ (S)-l-carboxyéthyl]-D-acide glucuronique a déjà été décrit dans la littérature comme appartenant à un exopolysaccharide de Klebsiella ( Kenne et Lindberg, (1983) Bacterial Polysaccharides ; In The Polysaccharides, Eds Aspinall, 2, 287-353 ) . A la connaissance du demandeur , c'est la première fois qu'un acide uronique substitué par un résidu lactique de conformation furanique est identifié, b) Analyse structurale du polysaccharide. Afin d'accéder à la connaissance de la structure du polysaccharide, celui-ci a été soumis à des expériences de méthylation. Cette technique permet en effet de connaître la nature des liaisons inter- glycosidiques . La présence d'une proportion importante d'acides uroniques dans ce polymère a incité à utiliser, après perméthylation, plusieurs méthodes de coupure des liaisons glycosidiques :

méthanolyse, hydrolyse et coupure réductive . D'autre part, on a effectué sur le polysaccharide perméthylé, une réduction des fonctions méthylesters par un borohydrure alcalin suivi d'une hydrolyse totale ou d'une méthanolyse. Dans chacun des cas, les éthers méthyliques libérés sont analysés par couplage CPG/SM. Les résultats obtenus sont consignés dans le tableau 1 ci-après .

L'analyse des éthers méthyliques, obtenus à partir du polysaccharide natif perméthylé à l'aide des trois clivages, donne des résultats comparables en ce qui concerne les hexoses neutres : rapport équimolaire entre le 2,3,6 tri-O-méthylglucose, 2,4,6 tri-O- méthylgalactose et le 2,3 di-O-méthylgalactose . La présence de cet éther diméthylique ainsi que l'identification par méthanolyse et coupure réductive du 2,3,5 tri-O-méthyl-X ( monosaccharide perméthylé en position terminale non réductrice ) indique que le polysaccharide est branché au niveau du galactose . Enfin, ces résultats indiquent la présence d'acides hexuroniques diméthylés non quantifiables compte-tenu de leur labilité en milieu acide.

Des renseignements intéressants sont obtenus par analyse des éthers méthyliques obtenus à partir du polysaccharide méthylé , réduit puis soumis à méthanolyse et à hydrolyse . En effet, on identifie deux nouveaux éthers diméthyliques: le 2,4- et le 2,3 di-O-méthylglucose provenant de la réduction du 2,4- et du 2,3 di-O-méthyl acide glucuronique. On mesure aussi une augmentation du pic de 2,3 di-O- méthylgalactose lors de l'hydrolyse qui s'explique par l'élution conjointe du 2,3 di-O-méthylgalactose et du 2,3 di-O-méthylglucose lors de la chromatographie en phase gazeuse. On comptabilise désormais 3 galactoses pour 1 glucose. Cette expérience n'a cependant pas

donné de nouveaux dérivés diméthylés provenant de l'acide galacturonique. On pense que la réduction de cet acide selon Dutton et al; (1986) est difficile, hypothèse qui semble confirmée par l'analyse des mléétthhyyllggllyyccoossiiddeess ttrriimméétthhyyllssiillyyllééss oobbtteennuuss aapprrèèss mlééit ^" hanolyse du polysaccharide réduit ( figure 13B ) qluuii indique la présence résiduelle d'acide galacturonique,

Les expériences de méthylation permettent donc d'identifier dans le polysaccharide les glucosides suivants:

> _Glc ».• -3, _>Gal ^. -fi ^ _Gal — _> . ^Λ - VGlcUA—>

>GlcUA—>

TABLEAU I

Rapports molaires des éthers méthyliques obtenus par méthanolyse

(M), hydrolyse (H) et coupure réductive (CR) du polysaccharide perméthylé et du polysaccharide perméthylé et réduit

(+ : présent ; - absent)

Glc - glucose

Gai = galactose

He:cUA= acide hexuronique