CAMPO TÉCNICO

La presente divulgación se relaciona con el desarrollo de un producto para el recubrimiento de racimos de uva, cuyo diseño favorezca la ventilación y la llegada de productos fitosanitarios a la fruta; pero que además tenga propiedades antimicrobianas, sea fácilmente biodegradable, y presente la capacidad de repeler parcialmente el agua y filtrar selectivamente los rayos UV y la radiación infrarroja, de manera de controlar la maduración y mejorar las propiedades organolépticas de las uvas.

ANTECEDENTES

El mercado de exportación de las uvas de mesa es el más grande del país, con $1.530.707 miles de dólares FOB en el 2013, representando el 10% del total de exportaciones silvoagropecuarias chilenas al mundo (ODEPA, 2014). En cantidad de uva de mesa exportada, en la temporada 2014/15, chile exportó

748.35 toneladas (Decofrut, 2015), lo que representa un 52,6% del total exportado por el hemisferio sur. Las variedades que concentran la mayor cantidad de las exportaciones totales son Red Globe (27,7%), Thompson Seedless (24,5%) y Crimpson Seedless (21 %) (Odepa, 2013). La Thompson Seedless (la única uva blanca de la lista), experimenta desde hace varios años una caída sostenida en las exportaciones, de hecho, negocios emblemáticos de Thompson Seedless en EEUU se vieron recientemente enfrentados a problemas en la calidad de la fruta, ya que una alta proporción de esta variedad se encontró con diversos grados de pudrición en febrero y algo en marzo lo que afectó directamente los precios de venta (Red Agrícola, 2015).

Existen diversos factores que pueden afectar la calidad de esta variedad de uva de mesa, y dentro de los principales se encuentra pudrición por Botrytis cinérea, así como la alta radiación del sol a la que están expuestas, lo que genera pérdida de color y pardeamiento de los hombros en el racimo de uva. Para abordar estas problemáticas, los productores han considerado diversas alternativas. La más sencilla y que ha dado mejores resultados es la protección de las uvas mediante el uso de sombrillas o bolsas que se instalan en cada racimo. Esta es una técnica artesanal y totalmente manual, que consiste en cubrir los racimos hasta su recolección, protegiéndolos de factores externos como insectos y aves, y factores climáticos (exceso de sol, lluvia, etc). Sin embargo, estos protectores presentan diversos inconvenientes como:

Lentitud de la instalación: Para la instalación de estos protectores se deben contratar equipos de temporeros que usan amarras y/o corchetes para posicionarlos en los racimos, haciendo muy lento el proceso. Hay que considerar que por hectárea hay un promedio de 45.000 racimos, y si consideramos un predio de 5 hectáreas de uva de mesa blanca, significa un gasto por este concepto de al menos 625 horas hombre solo en la instalación de protectores (considerando 10 segundos por racimo), lo que genera un aumento significativo en los costos de producción.

Problemas con la geometría y/o diseño del protector: Los protectores que actualmente se encuentran en el mercado son o del tipo "falda" o del tipo "sombrilla". Los protectores tipo falda (muy populares en España (Uva Doce, 2016)) tienen el gran inconveniente de que generan una barrera contra productos fitosanitarios (como fungicidas) e impiden el crecimiento horizontal del racimo, además como estos productos son de papel, el agua resbala por fuera, pero por capilaridad vuelve a entrar, generando humedad alrededor del racimo, favoreciendo el crecimiento de hongos. Adicionalmente, estos protectores no optimizan el uso de material, lo que encarece mucho cada dispositivo. Con respecto a los protectores tipo "paragua", estos tienen el inconveniente de que pierden fácilmente su geometría producto del efecto de la capilaridad del agua (se arrugan), perdiéndose la protección del racimo. Debido a la carencia de optimización de su diseño, se pierde un aproximado de 25% de la materia prima en el armado del protector, y no protegen adecuadamente al racimo.

Material: En el mercado se pueden encontrar diversos materiales para la confección de los protectores: plástico, papel satinado por el exterior, papel reciclado, incluso papel mineral. Al evaluar esta variedad de materiales, nos hemos dado cuenta que ninguno de estos ha sido evaluado en propiedades hidrofóbicas, capacidad de filtración de rayos UV o radiación infrarroja, propiedades antimicrobianas, etc., por lo que ningún papel se encuentra certificado y se desconoce cuál tiene las características adecuadas para el cultivo de la uva de mesa de exportación. Si se dispusiera de esta información, se podría realizar un uso inteligente de los protectores, para retardar la maduración del fruto, aumentar su concentración de azúcares y mejorar en general las propiedades organolépticas de la uva, mejorando su precio y calidad.

Adicionalmente, con dicha investigación se podría optimizar una formulación para el cultivo frutícola, permitiendo la generación de un portafolio con nuevas iniciativas relacionadas en la industria frutícola de exportación.

Disponibilidad del protector: Hoy en día, todos los productores de uva de mesa utilizan algún tipo de protección de sus racimos (en especial los productores de uva blanca), sin embargo debido a la alta demanda de material, algunos se ven en la necesidad de cubrir sus racimos con papel kraft o papel periódico, los que se mojan al regar los parronales, pierden su forma fácilmente, favorecen la proliferación de hongos como Botrytis cinérea y no dejan pasar los rayos UV o radiación infrarroja que es beneficiosa para el cultivo de la uva.

BREVE DESCRIPCIÓN DE LAS FIGURAS.

Figura 1. Protector de racimos de uva de mesa. En A se observa el protector instalado sobre un racimo de uva en estado primario. En B se observa un esquema con el formato del protector. En C se observa el mecanismo de ensamblaje.

Figura 2. Soporte producido para medición de transmitancia en

espectrofotómetro. Se confeccionaron 3 estructuras que funcionan como soporte para el análisis de cada material. Las dimensiones de cada componente corresponden a: Cilindro hueco grande: Diámetro externo (DE) 37mm, Diámetro interno (DI) 32mm; Cilindro hueco pequeño DE: 29mm, DI: 24mm; Paralelepípedo de dimensiones 28x24x32mm cuyo techo está hecho complementario al cilindro grande.

Figura 3. Esquema de inoculación para análisis de superficies antimicrobianas. 1 : Film de polietileno. 2: 0,4 mL de inoculo. 3: Superficie de análisis. 4: Placa de Petri. 5: Tapa placa de Petri. DESCRIPCIÓN DETALLADA DE LA INVENCIÓN.

Tomando en cuenta el desarrollo de los protectores vistos en el mercado, los cuales deben ser armados utilizando una corchetera, surge la necesidad de diseñar un sistema de ensamble fácil y rápido en la instalación en terreno. Para ello se diseñó un protector laminar plegable y con calce en sí mismo para proteger la uva de mesa (figura 1).

El formato del protector (figura 1 B) está hecho para proteger el racimo durante todo el proceso de crecimiento, su tamaño permite proteger al racimo en su tamaño final, hasta antes de la cosecha, pero está pensado para que pueda ser instalado cuando el racimo esta aún pequeño. Su uso, por otro lado, hace que su instalación sea rápida y fácil, sin necesidad de corchetes o fijaciones extra. Está hecho de tal forma que sin importar cómo lo tome el operario, o si la persona es diestra o zurda, se puede instalar de todas formas, detalle que se vuelve relevante al instalar grandes cantidades por cada hectárea plantada. El procedimiento de ensamblaje implica el enganche de una esquina con punta de flecha, la cual es plegada hasta la inserción dentro de un calado posicionado en el otro extremo del eje del protector (figura 1C).

A su vez, se presenta una composición antimicrobiana novedosa que incluye una mezcla de polivinilpirrolidona (PVP), polietilenglicol (PEG), ácido poliacrílico (PAA) y cobre en determinadas proporciones, las cuales han demostrado conferir un efecto sorprendente y efectivo en su efecto antimicrobiano, distinto a lo probado por cada componente por separado. Este efecto sorprendente se encontró luego de testar 1100 formulaciones diferentes. Se presenta el uso de esta composición, la cual se adhiere a superficies sólidas, otorgando con ello protección frente al ataque de patógenos. Se presenta un recubrimiento de superficies sólidas formado por la composición de PVP, PEG, PAA y cobre, la que es adherida sobre un soporte sólido que puede corresponder a un papel o un film. Así también, el uso del recubrimiento, cuyo objeto presenta la capacidad de repeler parcialmente el agua y filtrar selectivamente los rayos UV y la radiación infrarroja, de manera de controlar la maduración y mejorar las propiedades organolépticas de la fruta.

El recubrimiento se adhiere sobre un soporte sólido que puede ser un papel o un film, el cual se selecciona del grupo comprendido por papel mineral, papel periódico o de diario, papel de estraza o kraft, papel antigrasa o greaseproof, papel mantequilla, film de polietileno de baja densidad (LDPE), film de polietileno de alta densidad, film de polietileno tereftalato, film de polipropileno y fil de poliestireno.

EJEMPLOS DE APLICACIÓN Ejemplo 1. Actividad antimicrobiana en la superficie

Se evaluó la capacidad antimicrobiana de las superficies de cada material usado como protector en el mercado agrícola. Esta característica es relevante, puesto que un material que presenta actividad antimicrobiana inmediatamente es excluido como un foco de contaminación microbiana para el fruto. Si no así, este punto en contra se transforma en una oportunidad para innovar y mejorar en los materiales de interés.

Ejemplo 4.1. Medios de cultivo.

Se usaron medios de cultivo preparados de la siguiente forma:

Medio líquido: Se disolvieron 3 gramos de extracto de levadura, 10 gramos de peptona y 5 gramos de cloruro de sodio en 1000 mL de agua nanopura. Se ajusta el pH en valores entre 6,8 y 7,2 usando hidróxido de sodio o ácido clorhídrico. Se esteriliza el medio de cultivo mediante el proceso de autoclave bajo las Condiciones de 0,18 MPa, 121 °C durante 25 minutos. Posteriormente el medio es almacenado a temperatura ambiente o en refrigeración entre 5 a 10°C. Medio sólido: Se disuelven 5 gramos de extracto de levadura, 10 gramos de peptona, 5 gramos de cloruro de sodio y 15 gramos de Agar Agar en 1000 mL de agua nanopura. Se calienta con un agitador magnético/térmico durante unos minutos hasta que el agar se disuelva completamente. Se ajusta pH a valores entre 7 y 7,2 (a 25 °C) con hidróxido de sodio y ácido clorhídrico. Se esteriliza mediante proceso de autoclave bajo las condiciones de 0, 8 MPa, 121 °C

durante 25 minutos. Posteriormente se almacena a temperatura ambiente o en refrigeración entre 5 a 10 °C.

Para la preparación de los cultivos bacterianos, usando un tubo estéril, se transfirió un stock de medio de cultivo de 5 mL e inoculó la bacteria proveniente de un stock de almacenaje de -80 °C sobre el medio de cultivo. Se incubó la mezcla a 35 °C durante 16hr a 24hr. Posteriormente, a este cultivo saturado con bacterias se le retiran 100 uL para inocularlo en un nuevo stock de 5 mL de medio de cultivo para incubarlo nuevamente a 35 °C durante 16 a 24 horas.

Ejemplo 4.2. Preparación de los test.

Para el desarrollo de la prueba, esta se realizará en al menos tres muestras de cada material de ensayo tratado. Se requieren al menos seis especímenes del material no tratado. La mitad de las muestras de ensayo no tratadas se usan para medir células viables inmediatamente después de la inoculación y la mitad se usan para medir células viables después de la incubación durante 24 h. El uso de más de tres ejemplares replicados del material de ensayo tratado puede ayudar a reducir la variabilidad, especialmente para materiales que muestran efectos antimicrobianos menores.

Cuando se prueba una serie de tratamientos anti bacterianos para un único polímero, cada tratamiento antibacteriano puede compararse con un único conjunto de muestras no tratadas si todos los ensayos se realizan al mismo tiempo usando el mismo inóculo de ensayo.

Preparar muestras planas (50 ± 2) mm χ (50 ± 2) mm de los materiales de ensayo tratados y no tratados. Al preparar las muestras, se tomaron los cuidados de evitar la contaminación con microorganismos o desechos orgánicos extraños.

Del mismo modo, no se permitió que los especímenes entren en contacto unos con otros. Se utiliza un aparato metálico para evitar la contaminación cruzada, el cual no tiene ningún efecto antibacteriano. Las muestras de ensayo fueron esterilizados con UV por 20 minutos antes de ensayar.

Ejemplo 4.3. Preparación del inóculo para el ensayo.

Respecto a la preparación del inóculo para el ensayo, utilizando un asa microbiológica, se transfiere las bacterias de ensayo pre-incubadas como se expuso anteriormente en una pequeña cantidad de medio líquido. Se debe asegurar de que las bacterias de prueba estén uniformemente dispersas y se estima el número de bacterias usando observación microscópica directa y una cámara de recuento u otro método apropiado (por ejemplo, espectrofotométricamente). Para posteriormente diluir esta suspensión con 1 / 500 en medio líquido, según sea apropiado para la concentración bacteriana estimada, para obtener una concentración bacteriana que esté entre 2,5 * 10 ⁵ células/mL y 10 χ 10 ⁵ células/mL, con una concentración diana de 6 x 10 ⁵ células / mL.

Ejemplo 4.4. Inoculación de las muestras de ensayo.

Para la inoculación de las muestras, la superficie ensayada es la superficie exterior expuesta del producto. No se analizaron en secciones transversales del producto. Se colocó cada muestra de ensayo preparada en una placa de Petri estéril separada con la superficie de ensayo más arriba. Se pipetearon 0,4 mi del inóculo de prueba preparado sobre la superficie de ensayo. Se cubrió el inóculo de prueba con un trozo de film (polietileno) que mide 40 mm ^χ 40 mm, el cual fue presionado suavemente sobre la película para que el inóculo de prueba se extienda hasta los bordes. Se observó que el inóculo de prueba no gotee más allá de los bordes de la película. Después de que la muestra fue inoculada y la película de cubierta aplicada, se reemplazó la tapa de la placa de Petri (ver Figura 3).

Es esencial que el inóculo de prueba no se escape más allá de los bordes de la película de cubierta. Para algunas superficies (por ejemplo, aquellas que son muy hidrófilas), puede ser difícil evitar dicha fuga. En el caso de los papeles analizados, se recurrió a disminuir el volumen de inoculo de prueba aplicado a la superficie de ensayo, tomando el resguardo de no utilizar menos de 0,1 mide inóculo de ensayo. Cuando disminuye el volumen del inóculo de ensayo, se aumenta la concentración de las células bacterianas en el inóculo para proporcionar el mismo número de células bacterianas que cuando se aplica el volumen normal del inóculo de ensayo. Para otros casos, se aumentó la viscosidad del inóculo de ensayo añadiendo un espesante inerte tal como agar para asegurar que no se produzcan fugas. Ejemplo 4.5. Incubación de las muestras inoculadas.

Las placas de Petri fueron incubadas a una temperatura de 35±1°C y una humedad relativa no inferior al 90% durante 24±1 horas. La eficacia antimicrobiana de un producto se evaluó en base al valor de la actividad antimicrobiana obtenida del ensayo a la temperatura de incubación especificada.

Ejemplo 4.6. Recuperación de las bacterias de las muestras de ensayo.

Inmediatamente después de la inoculación, fueron procesados la mitad de los especímenes de ensayo no tratados añadiendo 10 mi de medio LB o un neutralizador adecuado y validado a la placa de Petri que contiene la muestra de ensayo. Este valor fue utilizado para determinar la tasa de recuperación de las bacterias de los especímenes objeto de la investigación. Es importante asegurarse de que el neutralizador lava por completo los especímenes usando una pipeta para recoger y liberar el medio LB al menos cuatro veces.

Cuando se trabaja con medio suplementado con agar para aumentar la viscosidad se puede requerir agitación mecánica, tal como vórtex o sonicación. Si estos muestran una tasa de recuperación equivalente o superior a la obtenida usando el método anterior, pueden usarse tales métodos. En caso de que sea difícil recuperar la bacteria de prueba con 10 mi del neutralizador debido al tamaño y características de la muestra de ensayo, entonces se puede aumentar el volumen de solución. Si el volumen del neutralizador utilizado es diferente de 10 mi, el volumen real utilizado se incluirá en el informe de ensayo y se tendrá en cuenta en el cálculo del efecto antibacteriano.

Después de la incubación, se procesan las muestras restantes mediante el conteo de las bacterias viables recuperadas de la muestra de ensayo. Ejemplo 4.7. Determinación del recuento de bacterias viables mediante el método de cultivo de placa de vertido.

Adicionalmente, se desarrolló un recuento de las bacterias viables medíante el método de cultivo de placa de vertido.. Para ello se enumeraron las bacterias viables mediante la realización de diluciones en serie del medio de cultivo en tampón salino fosfato. Se colocó 1 ml_ de cada dilución, así como 1 mL del medio de cultivo recuperado de la muestra de ensayo, en placas Petri estériles separadas. Se transfirieron 15 mi de Medio LB agar en cada placa de Petri y se agitó suavemente para dispersar las bacterias. Todo el recubrimiento se realizaré por duplicado. Invertir las placas de Petri e incubarlas a (35 ± 1) ° C durante 40 h a 48 h.

Después de la incubación, se contaron el número de colonias en las placas de Petri que contienen de 30 a 300 colonias. Para cada serie de dilución, se registró el número de colonias recuperadas a dos cifras significativas, así como el factor de dilución para las placas utilizadas para el recuento.

Ejemplo 4.8. Determinación del número de microorganismos viables.

Para la determinación del número de microorganismos viables recuperadas, se utilizó la ecuación (1):

^ _ (100x C* Z} xI/) Dónde N es el número de bacterias viables recuperadas por cm ² por muestra de ensayo; C es el recuento promedio de planchas para las placas duplicadas; Des el factor de dilución para las placas contadas; V es el volumen, en mi, de Medio de cultivo añadido a la muestra; A es la superficie, en mm ² , de la película de cubierta. Calcular la media geométrica del número de bacterias viables recuperadas para cada conjunto de muestras de ensayo y expresar este valor a dos cifras significativas.

Ejemplo 4.9. Condiciones que deben cumplirse para validar el ensayo.

Para considerar la valides del ensayo de actividad antimicrobiana en superficies, se deben cumplir tres Condiciones:

I. - El valor logarítmico del número de bacterias viables recuperadas inmediatamente después de la inoculación de las muestras de ensayo no tratadas deberá satisfacer el siguiente requisito:

( ^α □□□ ~ P□ α□ ) _< Q 2

^□□□□

dónde:

Lmax es el logaritmo común (es decir, logaritmo de base 10) del número máximo de bacterias viables encontradas en una muestra;

Lmin es el logaritmo común del número mínimo de bacterias viables encontradas en una muestra;

Lmean es el logaritmo común del número medio de bacterias viables encontradas en los especímenes.

II. - El número medio de bacterias viables recuperadas inmediatamente después de la inoculación de la prueba no tratada están dentro del rango de 6,2 x 10 ³ células/cm ² a 2,5 * 10 ⁴ células/cm ² .

III.- El número de bacterias viables recuperadas de cada muestra de ensayo no tratada después de la incubación durante 24 h, no deberá ser inferior a 6,2 χ 10 ¹ células / cm ²

Ejemplo 4.10. Cálculo de la actividad antibacteriana

Cuando la prueba se considera válida, se calcule la actividad antibacteriana usando la ecuación, registrando el resultado con un decimal.

α = (α _η -□„) - ( t=¡ _D - c=i ₀ ) = α _α - a _D

R es la actividad antibacteriana;

Uo es el promedio del logaritmo común del número de bacterias viables, en células/cm ² , recuperado de las muestras de ensayo no tratadas inmediatamente después de la inoculación;

Ut es el promedio del logaritmo común del número de bacterias viables, en células/cm ² , recuperado de las muestras de ensayo no tratadas después de 24 h;

At es el promedio del logaritmo común del número de bacterias viables, en células/cm ² , recuperado de las muestras de ensayo tratadas después de 24 h.

Ejemplo 4.11. Eficacia del agente antibacteriano

El valor de la actividad antibacteriana se puede utilizar para caracterizar la eficacia de un agente antibacteriano. Los valores de la actividad antibacteriana utilizados para definir la eficacia serán acordados por todas las partes interesadas. Ejemplo 4.12. Ensayos de actividad

Los experimentos fueron desarrollados utilizando dos microorganismos modelo: Escherichia coli y Streptococcus thermophilus. Estos microorganismos son representantes de característica fisiológica arraigada a su tipo de membrana celular, al ser Gram - y Gram +, respectivamente.

Los resultados se muestran a continuación:

Numero de colonias por cm ²

Material £ coli S. thermophilus

Papel de diario (56g) 840 ± 43 736 ± 34

Papel Kraft (80gr) 838 ± 54 735± 23

Papel Kraft (100gr) 836 ± 32 740 ±52

Papel Greaseproff (35gr) 839 ± 44 732± 33

Papel Mantequilla (40gr) 840 ± 32 737 ± 34

Papel mineral (140gr) 835 ± 54 730± 53

Film LDPE 842 ± 33 738 ± 45

PET (control) 837 ± 33 745 ± 52

Los resultados demuestran que todos los materiales no poseen características antimicrobianas en su superficie, por lo cual refuerza su calidad de foco contenedor de microorganismos fitopatógenos.

Estos antecedentes experimentales permiten demostrar que existen problemáticas que son contrarrestables mediante el uso de otros materiales (en el caso de la mojabilidad y el efecto de absorción de las radiaciones) y la investigación y desarrollo de un recubrimiento que otorgue propiedades antimicrobianas a las superficies de estos materiales.

Ejemplo 2. Aditivo antimicrobiano para superficies.

Se diseñó un recubrimiento de racimos de uva, cuyo diseño favorece la ventilación y la llegada de productos fitosanitarios a la fruta; pero que además es fácilmente biodegradable, y presente la capacidad de repeler parcialmente el agua y filtrar selectivamente los rayos UV y la radiación infrarroja; sin embargo ninguno de los materiales analizados tiene capacidad antimicrobiana, por lo que se requiere la generación de un recubrimiento que se aplique sobre dichos materiales de manera de otorgar esta propiedad.

En el estado del arte es conocida la capacidad antimicrobiana del cobre esferoidal, con un amplio espectro de actividad sobre bacterias u hongos; sin embargo para ser utilizado para recubrir los materiales antes analizados se deben corregir dos grandes problemáticas técnicas, la primera es lograr adherirlo a la superficie de los mismos, y además buscar las condiciones que permitan favorecer su solubilización en las condiciones de desarrollo del experimento, por cuanto es un reactivo de alta insolubilidad.

Respecto a lograr la adhesión del cobre esferoidal a los materiales, se decidió utilizar ácido poliacrílico (PAA). Para ello, se prepararon 7 mL de un stock 2% de ácido poliacrílico (PAA) en agua calidad nanopura y a temperatura ambiente. La solubilidad del PAA es lenta en el tiempo, se aplicó agitación por vórtex a máxima velocidad durante 10 segundos. Se forma una espuma consistente que se adhiere fácilmente a las paredes de una punta de P1000, la cual fue usada para realizar el proceso de mezcla por pipeteo. El stock con espuma fue dejado en reposo durante 12 horas, para evaluar si presenta una cinética de disolución en el tiempo. Los resultados demostraron la solubilización completa del PAA 2% en agua, donde no se observaron partículas en suspensión que evidenciaran la solubilidad parcial del reactivo. Adicionalmente se observó un cambio en viscosidad en comparación con el tubo falcon de 15 mL. Se evaluó pH de la solución el cual indico un valor de 1.85 que indica su característica de acida. Se neutralizó el reactivo aplicando 4 alícuotas de hidróxido de sodio 3M para subir su pH±7.

Para lograr solubilizar el cobre esferoidal se masaron 0,9 gr de polivinilpirrolidona (PVP) en un mini tubo de 15 ml_, la cual posteriormente se le añadió 1,8 gr de polietilenglicol (PEG) 400. La mezcla fue hidratada con agua nanopura y mezclada por agitación durante 10 segundos. Se dejó reposar 5 minutos y se volvió a mezclar por inversión. Se logro solubilizarían completa del compuesto, el cual cambió su viscosidad. Posteriormente se masaron 0,6 gr de cobre esferoidal y fue añadido a la formulación anterior. El resultado demostró insolubilidad del cobre en la solución la cual mediante procesos de incubación a temperaturas por sobre los 60°C no demostraron solubilizar al cobre. Sin embargo, si la formulación se mantiene la agitación se puede obtener una re- suspensión completa del cobre, el cual es aspersable y aplicable homogéneamente sobre las superficies.

De esta manera, se evaluó una formulación que permita otorgar capacidades antimicrobianas en superficies equivalentes a papel.

Para ello se confeccionó una matriz de pruebas que considera un barrido de concentraciones para cada reactivo seleccionado, con esto se establecen las condiciones donde se establece el menor costo posible de formulación generando el mismo efecto. Se probaron 1100 formulaciones diferentes.

Las condiciones exploradas fueron realizadas en triplicado en papeles cuya área fue de 1 cm ² y se evaluaron los resultados en base a la remoción del film mediante abrasión con la yema de los dedos.

Los resultados demostraron que el uso de la formula a concentraciones superiores a 2% (p/V) de PÁA, generan un film que no se remueve por abrasión, manteniendo una película estable. Cabe mencionar que en concentraciones de hasta el 1% de cobre esferoidal, se observa actividad antimicrobiana. A continuación, se muestra la tabla con el resultado de recuento de colonias, sobre la superficie de papel mineral tratada con la formulación cuya producción cumple con la razón calidad/precio y su variación de cobre esferoidal entre 0,5% y 4%.

Recuento de colonias viables

Formulación (2%PAA) Escheríchia coli Streptococcus thermophilus

141 (2%PAA) 436 + 21 371 ± 17

142 (2%PAA) 123 ± 1 1 109 ± 21

143 (2%PAA) 46 ± 10 44 ± 5

144 (2%PAA) 20 ± 4 23 ± 1

145 (2%PAA) 3 ± 1 4 ± 2

Control 898 ± 55 763 ± 43

Como se observa en la tabla, los resultados demuestran el efecto del recubrimiento en la viabilidad de las bacterias durante su exposición durante 24 horas a 35 °C. El efecto de las formulaciones en presencia de 0,5%, 1%, 2%, 3% y 4% de cobre esferoidal, reduce la viabilidad del crecimiento de £ coli un 48.5%, 13,7%, 5,1%, 2% y 0,3% respectivamente. Por otro lado, para S thermophilus existe una reducción de 48,6%, 14,3%, 5,7%, 3% y 0,5% respectivamente.

Se realizó el mismo ejercicio, pero aplicando el recubrimiento sobre un film de LDPE, trabajándose con las mismas formulaciones. Los resultados se muestran a continuación: Recuento de colonias viables

Formulación (2%PAA) Escherichia coli Streptococcus thermophilus

141 (2%PAA) 587 ± 45 389 ± 24

142 (2%PAA) 153 ± 30 122 ± 13 43 (2%PAA) 61 ± 9 52 ± 11

144 (2%PAA) 16 ± 2 14 + 1

145 (2%PAA) 5 + 2 2 ± 0,5

Control 921 + 42 732 ± 31

Como se observa en la tabla, los resultados demuestran el efecto del recubrimiento en la viabilidad de las bacterias durante su exposición durante 24 horas a 35 °C. El efecto de las formulaciones en presencia de 0,5%, 1%, 2%, 3% y 4% de cobre esferoidal, reduce la viabilidad del crecimiento de E coli un 63,7%, 16,6%, 6,6%, 1 ,7% y 0,5% respectivamente. Por otro lado, para S thermophilus existe una reducción de 53,1%, 16,6%, 7,1%, 1 ,9% y 0,27% respectivamente.

Basados en estos resultados, se obtiene que el recubrimiento inhibe el crecimiento y la viabilidad bacteriana.

Bibliografía

Bravo, J. (2010) "El mercado de fruta fresca 2010". Oficina de

Estudios y Políticas Agrarias (ODEPA) Enero 2011.

Bravo, J. (2013) "Uva de mesa: Se ratifica liderazgo exportador mundial de Chile" (ODEPA) Julio 2013.

Quiroz, I (2015) "Los desafíos de Chile como exportador de uva de mesa" Red Agrícola 2015 (httpJ/www.uvanova.cl/articulos/isabel- quiroz- los-desafios-de-chile-como-exportador-de-uva-de-mesa/)

Uvadoce (2016) (http://uvasdoce.com/embolsado-de-la-uva- y-su- origen/)

Guerrero López, A. y Rodríguez, J.M. (2014) "Evolución de las exportaciones silvoagrepecuarias de Chile, 2004-2013" (ODEPA) Mayo 2014

Alcaíno, M.J. (2015) "Análisis de la Temporada 2014-15 Uva de Mesa y Carozos" Decofrut Agosto 2015

Eustathopoulos, N., Nicholas, M.G. and Drevet, B. (1999).

"Wettability at high temperatures". Pergamon Materials Series, Vol3. p 106-147.

Pecsok, R.L and Shields D.L. (1983) "Métodos modernos de

análisis químicos"

ISO 22196 "Plástic- Measurement of antibacterial activity on

plastics surfaces" (2007).

Boulton, R., Singleton, V., Bisson, L. and Kunkee, R.

(1996). "Principies and Practices of Winemaking".

Chapman & Hall.

Payne J.H. (1968) "Sugar cañe factory control" Ed. Elservier 5th. Salibury, F.B and Ross, C.W. (1994) "Fisiología Vegetal". Grupo Ed. Iberoamérica, México D.F.

Ross, J. (1981) "The radiation regime and architecture of plant stands". Junk, La Haya, Holanda.

Larcher, W. (2003) "Physiological plant ecology". 4 ^a Ed. Springer, Berlín, Alemania. • Tadeo, F.R. (2000) "Fisiología de las plantas y el estrés".

Fundamentos de la fisiología vegetal. McGraw Hill pp 481-498.

• Tadeo, F.R. y Gomez-Cadenas, A. (2008) "Fisiología de las plantas y el estrés". Fundamentos de la fisiología vegetal. McGraw Hill pp. 577-597.

• Kays, S. (1997) "Post-harvest physiology of perishable plant

producís" Exon Press, Athens, GA.

• Fischer, G. and Orduz-Rodríguez, J.O. (2012) " Ecofisiología en frutales". Ed. Manual para el cultivo de frutales en el trópico.

pp.54-72.