FACTEUR X DEPOURVU DE DOMAINE GLA

La présente invention concerne des mutants du facteur X, et leur utilisation pour le traitement des troubles de la coagulation sanguine.

Le facteur X est une protéine présente dans le sang. Cette protéine joue un rôle important dans la cascade de la coagulation. La coagulation du sang est un processus complexe qui permet d'éviter l'écoulement du sang par les vaisseaux endommagés. Aussitôt qu'un vaisseau est brisé, les éléments responsables de la coagulation interagissent entre eux pour former un bouchon, le clou plaquettaire, à l'endroit où le vaisseau est brisé. Les facteurs de la coagulation sont requis pour tenir le clou plaquettaire en place et stabiliser le caillot.

La formation d'un caillot normal s'effectue en quatre étapes :

Étape 1 Le vaisseau sanguin est endommagé.

Étape 2 Le vaisseau sanguin se contracte de façon à restreindre l'apport de sang vers la zone lésée.

Étape 3 Les plaquettes adhèrent à l'espace sous-endothélial exposé lors de la lésion du vaisseau ainsi qu'aux parois des vaisseaux sanguins stimulées. Les plaquettes s'étalent, c'est ce que l'on appelle « l'adhésion plaquettaire ». Ces plaquettes étalées libèrent des substances qui activent d'autres plaquettes avoisinantes de sorte qu'elles s'agglomèrent au siège de la lésion afin de former le clou plaquettaire. C'est ce que l'on appelle « l'agrégation plaquettaire ».

Étape 4 La surface des plaquettes activées constitue ainsi une surface sur laquelle la coagulation du sang peut s'effectuer. Les protéines de la coagulation qui circulent dans le sang (dont le facteur X) sont activées à la surface des plaquettes et forment un caillot de fibrine.

Ces protéines de la coagulation (c'est-à-dire, les facteurs I, II, V, VIII, IX, X, XI, XII et XIII, ainsi que le facteur de Von Willebrand) fonctionnent en une réaction en chaîne, Le. la cascade de la coagulation. Le facteur X sous forme activée (Xa) intervient plus particulièrement dans l'activation de la prothrombine (facteur II) en thrombine (facteur Ha), notamment lorsqu'il est complexé avec le co-facteur V activé pour former le complexe prothrombinase. Ce facteur est un élément essentiel dans la cascade de la coagulation.

Lorsque ce facteur fait défaut, des saignements se manifestent, comme une épistaxis (saignements de nez), une hémarthrose (épanchement de sang dans une cavité articulaire) ou des saignements gastro-intestinaux. La déficience en facteur X est extrêmement rare. Sa transmission est autosomique récessive, et sa prévalence est de 1/1 000 000.

L'activation du FX (FXa) intervient :

- soit très précocement lors de l'étape d'initiation de la cascade de la coagulation par le complexe facteur VIIa/f acteur tissulaire, dans une réaction peu efficace qui conduit à la formation de trace de thrombine ;

- soit lors de l'étape d'amplification de la cascade de la coagulation issue d'un rétrocontrôle positif effectué par les traces de thrombine conduisant à l'activation des facteurs VIII et IX.

Le FXa forme le complexe prothrombinase, qui catalyse la conversion de la prothrombine en thrombine. La thrombine catalyse quant à elle, la conversion du fibrinogène en fibrine, qui conduit à la formation des caillots dans le sang et à l'arrêt des saignements. L'activité du FXa peut être appelée « activité procoagulante ».

Les deux facteurs VIII et IX sont manquants chez les hémophiles A et B, causant ainsi un trouble hémorragique qui peut être fatal sans traitement. L'hémophilie A comme l'hémophilie B regroupe deux types d'hémophilie, l'hémophilie constitutionnelle et l'hémophile acquise.

L'hémophilie constitutionnelle de type A est une maladie hémorragique caractérisée par un déficit quantitatif ou qualitatif en FVIII résultant d'une anomalie du gène du FVIII. L'hémophilie constitutionnelle de type B est également une maladie hémorragique mais caractérisée par un déficit quantitatif ou qualitatif en FIX résultant d'une anomalie du gène du FIX. L'hémophilie acquise de type A ou B se définit par l'apparition d'auto-anticorps dirigés contre ces FVIII ou FIX.

L'hémophilie se traduit par un déficit de la coagulation sanguine en réponse à une hémorragie. L'absence des facteurs VIII et IX ne permet pas de générer des quantités suffisantes de facteur X activé, pour juguler l'hémorragie.

Les patients atteints d'hémophilie A et B peuvent être traités par des concentrés comprenant respectivement du FVIII ou du FIX qui peuvent être des dérivés plasmatiques ou des produits issus du génie génétique. Ces concentrés peuvent être administrés à l'occasion de chaque hémorragie ; dans ce cas, il convient de commencer le traitement le plus rapidement possible, à l'apparition des premiers signes. Le traitement peut également être administré de façon prophylactique, régulièrement 2 à 3 fois par semaine de façon à prévenir les hémorragies. Cependant, le traitement peut donner lieu à l'apparition d'anticorps dirigés contre le FVIII ou le FIX appelés inhibiteurs. La présence de tels anticorps rend alors inefficace les administrations de facteurs VIII ou IX. Ces anticorps se développent tôt dès les premières administrations, souvent avant la dixième. Certains patients restent de faibles répondeurs (titre d'anticorps < 5 Unités Bethesda (UB)), d'autres appelés forts répondeurs atteignent des titres qui ne permettent plus de les traiter avec le facteur correspondant.

A ce jour, il n'existe pas de traitement permettant de prévenir et/ou traiter de façon satisfaisante l'existence d'un risque hémorragique chez les patients atteints d'hémophilie A ou B et présentant un inhibiteur. En effet, les produits disponibles peuvent être inefficaces (Astermark J, Donfield SM, DiMichele DM, Gringeri A, Gilbert SA, Waters J, Berntorp E, for the FSG. A randomized comparison of bypassing agents in hemophilia complicated by an inhibitor: the FEIBA NovoSeven Comparative (FENOC) Study. Blood. 2007; 109: 546-51) ou leur administration compliquée par des accidents thrombotiques (Aledort LM. Comparative thrombotic event incidence after infusion of recombinant factor Vlla versus factor VIII inhibitor bypass activity. J Thromb Haemost. 2004; 2: 1709). Π existe donc un besoin avéré pour des alternatives thérapeutiques aux traitements existants. De telles alternatives doivent en outre présenter les avantages suivants :

- elles doivent permettre d'arrêter l'hémorragie,

- elles ne doivent pas provoquer de thrombose, et

- elles doivent permettre le traitement et/ou la prévention de l'accident hémorragique même en présence d'anticorps anti-FVIII ou FIX.

La présente invention répond à ce besoin. Elle a pour objet un facteur X modifié (appelé GPAD-FXa) consistant en la séquence SEQ ID NO : 11 ou SEQ ID NO :25 ou SEQ ID NO :26, directement fusionnée, ou fusionnée via un linker, notamment -Arg-Lys-Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6. Elle a également pour objet un facteur X (FX) modifié, ledit FX modifié (appelé GPAD-FXa) consistant en la séquence SEQ ID NO : 11 directement fusionnée, ou fusionnée via un linker, notamment -Arg-Lys-Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6.

Un tel facteur FXa modifié est notamment utile pour la prévention et/ou le traitement d'un accident hémorragique chez un patient atteint d'hémophilie A ou B.

La présente invention concerne donc une protéine consistant en la séquence SEQ ID NO : 11 ou SEQ ID NO :25 ou SEQ ID NO :26, directement fusionnée, ou fusionnée via un linker, notamment -Arg-Lys-Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6. Une telle protéine est également appelée GPAD-FXa dans la présente demande.

Des exemples de protéines FX selon l'invention sont notamment les séquences SEQ ID NO :7 et 9, 21 à 24 et 60 à 63.

Un autre objet de l'invention est un polynucléotide codant pour ladite protéine.

Un autre objet de l'invention est un vecteur d'expression comprenant ledit polynucléotide.

Un autre objet de l'invention est une cellule hôte comprenant ledit vecteur d'expression ou ledit polynucléotide.

Un autre objet de l'invention est l'utilisation de ladite protéine comme médicament. En particulier, ladite protéine peut être utilisée pour le traitement des troubles de la coagulation sanguine, notamment les troubles hémorragiques, tels que les hémophilies A, B et C (déficit en facteur XI), les déficits en facteur X, voire des besoins en coagulation d'urgence pour se substituer au Facteur Vlla. Lorsqu'une réponse procoagulante puissante et rapide est requise, ladite protéine peut être utilisée en combinaison avec d'autres molécules hémostatiques, telles que le facteur Vlla et/ou le fibrinogène, voire en association avec des composés procoagulants (transfusion de plaquettes, mélange procoagulant comme FEIBA, Kaskadil, Kanokad etc), qui pourront renforcer l'efficacité du traitement. Tel qu'il est utilisé ici, les termes «protéine» et «polypeptide» sont utilisés ici de manière interchangeable et se réfèrent à une séquence d'acides aminés ayant plus de 100 acides aminés.

La présente invention se rapporte à un facteur X mutant consistant en la séquence SEQ ID NO : 11 ou SEQ ID NO :25 ou SEQ ID NO :26, directement fusionnée, ou fusionnée via un linker, notamment -Arg-Lys-Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6. De préférence, la présente invention se rapporte à un facteur X mutant consistant en la séquence SEQ ID NO :26 directement fusionnée, ou fusionnée via un linker -Arg-Lys-Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6. De préférence, la présente invention se rapporte à un facteur X mutant consistant en la séquence SEQ ID NO : 11 directement fusionnée, ou fusionnée via un linker -Arg-Lys-Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6. De préférence, le GPAD- FXa selon l'invention est monocaténaire.

Le facteur X, appelé également facteur de Stuart-Prower, est codé par le gène F10 et se réfère à la sérine protéase EC3.4.21.6. Le facteur X est composé d'une chaîne lourde, de 306 acides aminés, et d'une chaîne légère, de 139 acides aminés.

Le facteur X est une protéine de 488 acides aminés, constitué d'un peptide signal, d'un propeptide, et des chaînes légère et lourde. La séquence du facteur X humain peut être trouvée dans UniProtKB sous le numéro d'accession P00742. La protéine est traduite sous forme de prépropeptide. Après clivage du peptide signal, le propeptide est finalement coupé, et le facteur X est clivé en une chaîne légère et une chaîne lourde (respectivement de 142 et 306 acides aminés) (zymogène), qui restent associées par des interactions non covalentes et/ou un pont disulfure. Sous cette forme bicaténaire, le facteur X est inactif. Suite au déclenchement de la coagulation, la chaîne lourde est finalement activée par clivage du peptide d'activation, pour ne contenir que 254 acides aminés (les 52 premiers acides aminés sont clivés lors du traitement): c'est la chaîne lourde du facteur Xa (SEQ ID NO :6).

Le prépropeptide de facteur X humain correspond à SEQ ID NO: 4. La chaîne lourde avec peptide d'activation correspond à SEQ ID NO: 1, et la chaîne légère correspond à SEQ ID NO: 5. Le peptide d'activation de la chaîne lourde correspond à SEQ ID NO :3, et comprend 52 acides aminés.

SEQ ID NO: 2 (peptide signal et chaîne légère) est identique aux acides aminés 1 à 182 de SEQ ID NO: 4.

SEQ ID NO: 1 (chaîne lourde avec peptide d'activation) est identique aux acides aminés 183 à 488 de SEQ ID NO: 4.

La chaîne lourde du facteur Xa (SEQ ID NO :6) correspond à la SEQ ID NO : 1, dans laquelle le peptide SEQ ID NO :3 a été clivé. Selon un mode de réalisation particulier, l'invention a pour objet un facteur X modifié (appelé GPAD-FXa) consistant en la séquence SEQ ID NO : 11 ou SEQ ID NO :25 ou SEQ ID NO :26, directement fusionnée, ou fusionnée via un linker, notamment -Arg- Lys-Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6, elle-même étant directement fusionnée, ou fusionnée via un linker à l'extrémité C-terminale de SEQ ID NO :6, à une séquence étiquette comprenant de 1 à 25 acides aminés, de préférence de 1 à 20 acides aminés. De préférence, la séquence étiquette est l'étiquette HPC4 de séquence SEQ ID NO :20, ou l'étiquette de séquence SEQ ID NO : 20 délétée de l'acide aminé Cystéine en position 1. Préférentiellement, le linker placé en C-terminal de SEQ ID NO :6 est choisi parmi les séquences -GSSG-, -(GGGGS)n-, n étant compris entre 1 et 5 et -GSSGSSG-. Avantageusement, la séquence étiquette permet la visualisation de la protéine GPAD- FXa selon l'invention in vitro, in vivo, et/ou permet le dosage et/ou la purification de la protéine d'intérêt. Dans ce mode de réalisation, les séquences nucléiques codant la protéine GPAD-FXa selon l'invention sont fusionnées à leur extrémité C-terminale à une séquence nucléique codant une séquence étiquette, directement ou via une séquence nucléique codant un linker précité.

Le facteur X modifié selon l'invention, GPAD-FXa, est dépourvu de son domaine γ- carboxyglutamic acid (Gla) de liaison aux phospholipides et de son peptide d'activation (SEQ ID NO :3). Les 42 premiers acides aminés de la chaîne légère (résidus 1-42 de SEQ ID NO :5) représentent le domaine Gla, car il contient 11 résidus modifiés de façon post- traductionnelle (acide γ-carboxyglutamique). Une digestion par la chymotrypsine permet de supprimer les résidus 1-42 permettant de générer enzymatiquement un FX dépourvu de son domaine de fixation aux phospholipides. Alternativement cette molécule peut être aussi exprimée directement sans ce domaine par génie génétique. Le GPAD-FXa contient ainsi uniquement un fragment de la chaîne légère, i.e. la séquence SEQ ID NO : 11 ou la séquence SEQ ID NO :25 ou la séquence SEQ ID NO :26. Les séquences SEQ ID NO : 11, SEQ ID NO :25 et SEQ ID NO :26 ne diffèrent que par l'ajout éventuel d'un ou deux acides aminés en N-terminal. Le GPAD-FXa est également :

soit fusionné directement à la séquence SEQ ID NO :6, notamment pour donner le mutant de séquence SEQ ID NO : 9 ;

soit fusionné via un linker, notamment -Arg-Lys-Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6, notamment pour donner le mutant de séquence SEQ ID NO : 7.

De préférence, le facteur X modifié selon l'invention consiste en le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO : 11 ou SEQ ID NO :25 ou SEQ ID NO :26 fusionné directement à la séquence SEQ ID NO :6, qui est elle-même éventuellement fusionnée à une séquence étiquette. Le facteur X modifié consistant en :

- le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO : 11 fusionné directement à la séquence SEQ ID NO :6, , ou - le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO :25 fusionné directement à la séquence SEQ ID NO :6 (cette séquence totale correspond au mutant de séquence SEQ ID NO : 21), ou

- le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO :26 fusionné directement à la séquence SEQ ID NO :6,

correspond au mutant appelé GPAD1.

De préférence, le facteur X modifié selon l'invention consiste en le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO :25 fusionné via un linker, notamment -Arg-Lys- Arg-, à la séquence SEQ ID NO :6, qui est elle-même éventuellement fusionnée à une séquence étiquette. Le facteur X modifié consistant en :

- le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO :25 fusionné via un linker - Arg-Lys-Arg- à la séquence SEQ ID NO :6 (cette séquence correspond au mutant de séquence SEQ ID NO : 22), ou

- le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO : 11 fusionné via un linker - Arg-Lys-Arg- à la séquence SEQ ID NO :6, ou

- le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO :26 fusionné via un linker - Arg-Lys-Arg- à la séquence SEQ ID NO :6,

correspond au mutant appelé GPAD2.

De préférence, le facteur X modifié selon l'invention est optimisé pour son expression par la cellule hôte. La cellule hôte peut être une cellule recombinante ou une cellule d'un animal transgénique. Dans ce cas, il est de préférence choisi parmi les séquences SEQ ID NO :23 (appelée GPAD1 optimisé) et SEQ ID NO :24 (appelée GPAD2 optimisé).

Un tel GPAD-FXa peut également comprendre d'autres modifications. Notamment, il peut comprendre au moins une mutation choisie parmi une substitution ponctuelle, une délétion et une insertion, de préférence une substitution ponctuelle ou une insertion. Ainsi, différentes mutations ont été introduites dans le gène codant pour le GPAD-FXa, permettant de garder une activité de génération de thrombine. Ces mutations peuvent être introduites par utilisation du kit QuickChange (Stratagene) et en suivant les recommandations du fabricant et selon la publication Wang & Malcolm (1999) - BioTechniques, 26 : 680-682. Ces mutations peuvent porter sur l'arginine 138 de la chaîne lourde du GPAD-FXa (i.e. SEQ ID NO : 6), qui peut être mutée pour donner tout autre acide aminé, préférentiellement la phénylalanine (par exemple SEQ ID NO : 16), la glycine (par exemple SEQ ID NO : 13), l'isoleucine (par exemple SEQ ID NO : 14) ou la tyrosine (par exemple SEQ ID NO : 15). Similairement la lysine 82 de la chaîne lourde (i.e. SEQ ID NO : 6) peut également être remplacée par un acide aminé tel que la tyrosine (par exemple SEQ ID NO : 12). Le GPAD-FXa selon l'invention peut ainsi comprendre au moins l'une des mutations décrites ci-dessus. Il peut également comprendre la double mutation de l'arginine 138 de SEQ ID NO :6 en un acide aminé choisi parmi la phénylalanine, la glycine, l'isoleucine et la tyrosine, et de la lysine 82 de SEQ ID NO :6 en tyrosine. De préférence, il comprend la double mutation de l'arginine 138 de SEQ ID NO :6 en phénylalanine, et de la lysine 82 de SEQ ID NO :6 en tyrosine. De préférence, il comprend la double mutation de l'arginine 138 de SEQ ID NO :6 en glycine, et de la lysine 82 de SEQ ID NO :6 en tyrosine. De préférence, il comprend la double mutation de l'arginine 138 de SEQ ID NO :6 en isoleucine, et de la lysine 82 de SEQ ID NO :6 en tyrosine. De préférence, il comprend la double mutation de l'arginine 138 de SEQ ID NO :6 en tyrosine, et de la lysine 82 de SEQ ID NO :6 en tyrosine.

De préférence, le GPAD-FXa selon l'invention peut également être modifié par une insertion dans la séquence SEQ ID NO : 11, 25 ou 26.

De préférence, l'insertion dans la séquence SEQ ID NO : 11, 25 ou 26 correspond à l'insertion d'un linker. De préférence, le linker est choisi parmi les linkers :

-GSSG-, -RGSSG-, -GSSGR-, -RKRGSSGR-, -(GGGGS)n-, -R(GGGGS)n-, - (GGGGS)nR-, -RKR(GGGGS)nR-, dans lequel n est un entier de 1 à 5, de préférence 1 à 3, et

X, R-X, X-R, et RKR-X-R, X étant un peptide de 4 à 52 acides aminés, G une glycine, S une sérine, R une arginine et K une lysine.

X est de préférence choisi parmi les séquences suivantes (provenant du site parts.igem.org):

De préférence, la séquence SEQ JD NO :25 est modifiée pour comprendre, entre les acides aminés 99 et 100, une insertion du linker -GSSGR-, -RKRGSSGR-, - (GGGGS)nR- ou -RKR(GGGGS)nR-, dans lequel n est un entier de 1 à 5, de préférence de 1 à 3, X-R ou RKR-X-R où X est un peptide de 4 à 52 acides aminés, G une glycine, S une sérine, R une arginine et K une lysine.

Alternativement, de préférence, la séquence SEQ JD NO :25 est modifiée pour comprendre, entre les acides aminés 98 et 99, une insertion d'un linker. De préférence, le linker est un linker -GSSG-, -RGSSG-, -R(GGGGS)n- ou -(GGGGS)n-, dans lequel n est un entier de 1 à 5, de préférence de 1 à 3, X ou R-X où X est un peptide de 4 à 52 acides aminés et G une glycine, S une sérine, R une arginine.

De façon similaire, de préférence, la séquence SEQ ID NO :26 est modifiée pour comprendre, entre les acides aminés 98 et 99, une insertion du linker -GSSGR-, - RKRGSSGR-, -(GGGGS)nR- ou -RKR(GGGGS)nR-, dans lequel n est un entier de 1 à 5, de préférence de 1 à 3, ou X-R ou RKR-X-R où X est un peptide de 4 à 52 acides aminés, G une glycine, S une sérine, R une arginine et K une lysine. Alternativement, de préférence, la séquence SEQ ID NO :26 est modifiée pour comprendre, entre les acides aminés 97 et 98, une insertion du linker -GSSG-, - RGSSG-, -R(GGGGS)n- ou -(GGGGS)n-, dans lequel n est un entier de 1 à 5, de préférence de 1 à 3, X ou R-X où X est un peptide de 4 à 52 acides aminés et G une glycine, S une sérine, R une arginine.

Préférentiellement, selon une première alternative, le GPAD-FXa selon l'invention consiste en le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO :26 fusionné directement à la séquence SEQ ID NO :6, qui est elle-même éventuellement directement fusionnée à une séquence étiquette, dans laquelle la séquence SEQ ID NO :26 est modifiée pour comprendre, entre les acides aminés 98 et 99, une insertion du linker - GSSGR-, -RKRGSSGR-, -(GGGGS)nR- ou -RKR(GGGGS)nR-, dans lequel n est un entier de 1 à 5, de préférence de 1 à 3, ou X-R ou RKR-X-R où X est un peptide de 4 à 52 acides aminés, G une glycine, S une sérine, R une arginine et K une lysine.

Préférentiellement, selon une seconde alternative, le GPAD-FXa selon l'invention consiste en le fragment de la chaîne légère de séquence SEQ ID NO :26 fusionné à la séquence SEQ ID NO :6, qui est elle-même éventuellement fusionnée à une séquence étiquette, dans laquelle la séquence SEQ ID NO :26 est modifiée pour comprendre, entre les acides aminés 97 et 98, une insertion du linker -GSSG-, -RGSSG-, - R(GGGGS)n- ou -(GGGGS)n-, dans lequel n est un entier de 1 à 5, de préférence de 1 à 3, X ou R-X où X est un peptide de 4 à 52 acides aminés et G une glycine, S une sérine, R une arginine.

De telles insertions correspondent aux mutants nommés GPAD3.

De préférence, le GPAD-FXa selon l'invention est choisi parmi les séquences SEQ ID NO :28 (appelée GPAD3-LC), SEQ ID NO :29 (appelée GPAD3-LL) et SEQ ID NO :30 (appelée GPAD3-2F), SEQ ID NO :27, SEQ ID NO :52, SEQ ID NO:53, SEQ ID NO :64, SEQ ID NO :65, SEQ ID NO :66, SEQ ID NO :67, SEQ ID NO : 75, SEQ ID NO :76. Le GPAD3 tel que défini ci-dessus peut notamment être muté sur l'arginine 138 de la chaîne lourde (i.e. de la séquence SEQ ID NO : 6), qui peut être substituée en phénylalanine, en glycine, en isoleucine ou en tyrosine. Similairement, le GPAD3 tel que défini ci-dessus peut être muté sur la lysine 82 de la chaîne lourde (i.e. de la séquence SEQ ID NO : 6), qui peut être remplacée par la tyrosine.

Selon un aspect particulier de l'invention, le GPAD3 peut être muté sur l'arginine 138 de la chaîne lourde (i.e. de la séquence SEQ ID NO : 6) et en outre muté sur la lysine 82 de la chaîne lourde (i.e. de la séquence SEQ ID NO : 6). Le GPAD-FXa selon l'invention peut également être fusionné, en N-terminal ou en C- terminal, à au moins un fragment d'immunoglobuline de type sauvage. On entend, par fragment d'immunoglobuline de type sauvage, un fragment choisi parmi les fragments Fc de type sauvage et les fragments scFc de type sauvage.

Par "fragment Fc", on entend la région constante d'une immunoglobuline de longueur totale à l'exclusion du premier domaine de région constante d'immunoglobuline (i.e. CH1-CL). Ainsi le fragment Fc fait référence à un homodimère, chaque monomère comprenant les deux derniers domaines constants des IgA, IgD, IgG (i.e. CH2 et CH3), ou les trois derniers domaines constants des IgE et IgM (i.e. CH2, CH3 et CH4), et la région charnière flexible N-terminale de ces domaines. Le fragment Fc, lorsqu'il est issu d'IgA ou d'IgM, peut comprendre la chaîne J. De préférence, la région Fc d'une IgGl se compose de la charnière flexible N-terminale et des domaines CH2-CH3, c'est-à-dire la portion à partir de l'acide aminé C226 jusqu'à l'extrémité C-terminale, la numérotation étant indiquée selon l'indice EU ou équivalent dans Kabat.

Par « fragment scFc » (« single chain Fc »), on entend un fragment Fc simple chaîne, obtenu par fusion génétique de deux monomères Fc reliés par un linker polypeptidique. Le scFc se replie naturellement en une région Fc dimérique fonctionnelle.

La fusion du GPAD-FXa à au moins un fragment d'immunoglobuline de type sauvage (notamment un fragment Fc ou scFc) en N-terminal ou en C-terminal, permet d'améliorer la stabilité et la rétention du GPAD-FXa dans l'organisme, et ainsi sa biodisponibilité ; elle permet également d'améliorer sa demi-vie dans l'organisme. En outre, elle peut permettre de simplifier la purification de la molécule obtenue par le ciblage du fragment Fc lors d'une des étapes de la purification. De préférence, le fragment Fc de type sauvage est choisi parmi la séquence SEQ ID NO :39 et la séquence SEQ ID NO : 54 éventuellement suivie d'une lysine en C-terminal (226 ou 227 acides aminés respectivement pour la SEQ ID NO :39 ; 231 ou 232 acides aminés respectivement pour la SEQ ID NO : 54). Le fragment Fc correspondant à la séquence SEQ ID NO :39 comprend les domaines constants CH2 et CH3 d'une IgG de type sauvage et la région charnière partielle en N-terminal (DKTHTCPPCP, SEQ ID NO :55). Le fragment correspondant à la séquence SEQ ID NO :54 comprend les domaines constants CH2 et CH3 d'une IgG de type sauvage et la région charnière entière en N-terminal (séquence EPKSCDKTHTCPPCP, SEQ ID NO :56).

Préférentiellement, le GPAD2 est utilisé pour être fusionné en C-terminal avec le Fc SEQ ID NO :39, suivi d'une lysine. De préférence, dans ce cas, le GPAD-FXa fusionné à un Fc selon l'invention correspond à la séquence SEQ ID NO :32 (GPAD2-FX-Fc). Alternativement, le GPAD2 est utilisé pour être fusionné en C-terminal avec le Fc SEQ ID NO : 54, suivi d'une lysine. De préférence, dans ce cas, le GPAD-FXa fusionné à un Fc selon l'invention correspond à la séquence SEQ ID NO :33 (GPAD2-Fcl). Préférentiellement, le GPAD2 peut également être directement fusionné en C-terminal avec le Fc SEQ ID NO :39 ou le Fc SEQ ID NO :54, ledit Fc étant lui-même fusionné en C-terminal à un autre Fc identique ou différent, via un linker -(GGGGS)n-, où n est un entier de 1 à 3, correspondant dans ce cas à un fragment scFc. De préférence, dans ce cas, le GPAD-FXa fusionné à un scFc selon l'invention est choisi parmi SEQ ID NO :35 (GPAD2-scFcL) et 36 (GPAD2-scFcS).

Le GPAD-FXa fusionné à un Fc selon l'invention peut également consister en la séquence SEQ ID NO :26 fusionnée via un linker -Arg-Lys-Arg- à la séquence SEQ ID NO :6, elle-même fusionnée au Fc SEQ ID NO :54 suivi d'une lysine. Il a dans ce cas pour séquence SEQ ID NO :34 (GPAD2-FcLss).

Alternativement, le GPAD2 ou le GPADl peut être utilisé pour être fusionné en N- terminal, directement ou via un linker -GGGGS-, avec le Fc SEQ ID NO :39. Préférentiellement, dans ce cas, le GPAD2 ou le GPADl est fusionné en N-terminal via un linker -GGGGS- avec le Fc SEQ ID NO :39 ou le Fc SEQ ID NO :54, ledit Fc étant lui-même fusionné en N-terminal à un autre Fc identique ou différent, via un linker - (GGGGS)n-, où n est un entier de 1 à 3. De préférence, dans ce cas, le GPAD-FXa fusionné à un Fc selon l'invention est choisi parmi SEQ ID NO :37 (scFcL-GPAD2) et 38 (scFcL-GPADl).

Selon l'invention, dans sa forme immature, le GPAD-FXa correspond à une protéine monocaténaire dépourvue de peptide d'activation. Le clivage entre la chaîne lourde SEQ ID NO :6 et le fragment de la chaîne légère SEQ ID NO : 11 ou SEQ ID NO :25 ou SEQ ID NO :26 peut soit se faire grâce à la présence de la séquence naturelle de clivage du facteur X par des enzymes cellulaires, les furines (RRKR), dans la séquence SEQ ID NO : 11 ou 25 ou 26, soit se faire via un linker qui permet d'améliorer le clivage de la protéine (i) dans la cellule productrice ; (ii) à l'extérieur de la cellule lors du processus de production/purification de la molécule ; et/ou (iii) lors de l'activation de la molécule in vivo. Par « linker », on entend une courte séquence d'acides aminés, i.e. entre 2 et 5 acides aminés.

Parmi les linkers possibles, ceux clivés dans la cellule productrice peuvent sans limitations et à titre d'exemple être ceux de la furine RX(K ou R)R (Hosaka J Biol Chem 1991), ou bien de toute autre protéase impliquée dans la maturation ou l'activation des protéines intracellulaires. Le linker peut aussi être choisi parmi les sites de clivages des protéases impliquées dans la cascade de la coagulation telles que par exemple le FVIIa, le FIXa, le FXa, le FXIa, le FXIIa, la kallikréine ou la protéine C activée. Le linker peut aussi être composé d'une séquence peptidique connue par l'homme du métier pour séparer les protéines recombinantes telle par exemple celle reconnue par la TEV (Tobacco Etch Virus) ou l'entérokinase. De préférence, le linker est une séquence de 3 acides aminés. Plus préférentiellement, le linker est -Arg-Lys- Arg-.

De façon avantageuse, suite au clivage du GPAD-FXa entre la chaîne légère et la chaîne lourde, le GPAD-FXa est directement obtenu sous forme activée, et ne nécessite donc pas d'étape supplémentaire de clivage du peptide d'activation.

Ladite protéine selon l'invention est un facteur X muté qui est efficace dans le traitement de troubles de la coagulation. La composition selon l'invention peut également être utilisée pour la prévention ou le traitement d'un accident hémorragique chez des patients hémophiles présentant des anticorps anti-facteur VIII (FVIII) ou facteur IX (FIX). Les anticorps sont apparus soit à la suite d'un traitement par des facteurs FVIII ou FIX, ou spontanément, comme dans l'hémophilie acquise.

Les séquences décrites dans la présente demande peuvent être résumées comme suit:

SEQ ID NO : Protéine

1 Chaîne lourde de facteur X humain (306 acides aminés), comprenant le peptide d'activation

2 Peptide signal et chaîne légère de facteur X humain (182 acides aminés)

3 Peptide d'activation de la chaîne lourde (52 acides aminés)

4 Prépropeptide de facteur X humain (488 acides aminés)

5 Chaîne légère de facteur X humain (142 acides aminés)

6 Chaîne lourde du Facteur X humain activé (FXa) (254 acides aminés)

7 Mutant de facteur X humain GPAD-FXa selon l'invention

(357 acides aminés)

8 Séquence nucléique codant pour le mutant de SEQ ID

NO :7

9 Mutant de facteur X humain GPAD-FXa selon l'invention

(354 acides aminés)

10 Séquence nucléique codant pour le mutant de SEQ ID

NO :9

11 Fragment de chaîne légère présent dans les séquences

SEQ ID NO :7 et 9 (100 acides aminés)

12 Mutant de facteur X humain GPAD-FXa identique à SEQ

ID NO :7 avec K82Y

13 Mutant de facteur X humain GPAD-FXa identique à SEQ ID NO :7 avec R138G

14 Mutant de facteur X humain GPAD-FXa identique à SEQ

ID NO :7 avec R138I

15 Mutant de facteur X humain GPAD-FXa identique à SEQ

ID NO :7 avec R138Y

16 Mutant de facteur X humain GPAD-FXa identique à SEQ

ID NO :7 avec R138F

17-18 Amorces utilisées en exemple

19 Peptide signal MB7

20 Etiquette HPC4

21 GPAD1

22 GPAD2

23 GPAD1 optimisé

24 GPAD2 optimisé

25 SEQ ID NO : 11 comprenant en plus les acides aminés

Ser-Asn- en N terminal (soit 102 acides aminés au total)

26 SEQ ID NO : 11 comprenant en plus l'acide aminé Asn- en N terminal (soit 101 acides aminés au total)

27 Exemple de GPAD-3 : SEQ ID NO :26 comprenant une insertion de -GSSG- entre les acides aminés 97 et 98, directement fusionnée à SEQ ID NO :6

28 GPAD3-LC

29 GPAD3-LL

30 GPAD3-2F

31 Chaîne lourde du Facteur X humain activé (SEQ ID

NO :6) comprenant en C-terminal un linker fusionné à une étiquette de séquence SEQ ID NO : 20 sans la cystéine en position 1

32 GPAD2-FX-Fc

33 GPAD2-Fcl

34 GPAD2-FcLss GPAD2-scFcL

GPAD2-scFcS

scFcL-GPAD2

scFcL-GPADl

Fragment Fc sauvage, éventuellement suivi d'une lysine à 51 Séquences nucléiques codant respectivement les séquences SEQ ID NO :2l à 24 et 31 à 38

Exemple de GPAD-3 : SEQ ID NO :26 comprenant une insertion de -RGGGGS- entre les acides aminés 97 et 98 fusionnée via un linker Arg-Lys-Arg à SEQ ID NO :6

Exemple de GPAD-3 : SEQ ID NO :26 comprenant une insertion de -GSSGR- entre les acides aminés 98 et 99, directement fusionnée à SEQ ID NO :6

SEQ ID NO :39 (Fragment Fc sauvage) comprenant la région charnière entière en N-terminal

Région charnière partielle N-terminal

Région charnière entière N-terminal

à 59 Séquences nucléiques codant respectivement les séquences SEQ ID NO :28 à 30

GPAD1 avec peptide signal MB7 en N-terminal

GPAD2 avec peptide signal MB7 en N-terminal

GPAD1 optimisé avec peptide signal MB7 en N-terminal

GPAD2 optimisé avec peptide signal MB7 en N-terminal

Exemple de GPAD-3 avec peptide signal MB7 en N- terminal : SEQ ID NO :27 avec peptide signal MB7 en N- terminal

GPAD3-LC avec peptide signal MB7 en N-terminal

GPAD3-LL avec peptide signal MB7 en N-terminal

GPAD3-2F avec peptide signal MB7 en N-terminal

GPAD2-FX-Fc avec peptide signal MB7 en N-terminal 69 GPAD2-Fcl avec peptide signal MB7 en N-terminal

70 GPAD2-FcLss avec peptide signal MB7 en N-terminal

71 GPAD2-scFcL avec peptide signal MB7 en N-terminal

72 GPAD2-scFcS avec peptide signal MB7 en N-terminal

73 scFcL-GPAD2 avec peptide signal MB7 en N-terminal

74 scFcL-GPADl avec peptide signal MB7 en N-terminal

75 Exemple de GPAD-3 : SEQ ID NO :52 avec peptide signal MB7 en N-terminal

76 Exemple de GPAD-3 : SEQ ID NO :53 avec peptide signal MB7 en N-terminal

77 à 90 Séquences nucléiques codant respectivement les séquences SEQ ID NO : 60 à 63 et 65 à 74

91 Linker décrit à l'exemple 20

92 et 93 Séquences décrites dans la figure 9

Un autre objet de l'invention est un acide nucléique (polynucléotide ou séquence nucléotidique) codant pour ladite protéine. La séquence nucléotidique codant pour le GPAD-FXa peut être synthétisée par voie chimique (Young L and Dong Q., 2004,- Nucleic Acids Res., Apr 1 5;32(7), Hoover, D.M. and Lubkowski, J. 2002,. Nucleic Acids Res., 30, Villalobos A, et al., 2006. BMC Bioinformatics, Jun 6;7:285). La séquence nucléotidique codant pour le GPAD-FXa peut être également amplifiée par PCR en utilisant des amorces adaptées.

Le GPAD-FXa peut également être produit par des techniques de génie génétique bien connues de l'homme du métier. La séquence nucléotidique codant pour le facteur X humain peut ainsi être clonée dans un vecteur d'expression ; la partie de la séquence nucléotidique codant pour le peptide signal, le propeptide et domaine Gla est délétée, un peptide signal est fusionné, comme celui du TIMP-1 (Crombez et al., 2005). L'ADN codant pour un tel FX modifié est inséré dans un plasmide d'expression et inséré dans une lignée cellulaire ad hoc pour sa production (par exemple la lignée HEK-293 FreeStyle), la protéine ainsi produite étant ensuite purifiée par chromatographie. Ces techniques sont décrites en détails dans les manuels de référence : Molecular cloning : a laboratory manual, 3 ^ieme édition-Sambrook and Russel eds. (2001) et Current Protocols in Molecular Biology - Ausubel et al. eds (2007).

Le polynucléotide selon l'invention est de préférence choisi parmi les séquences SEQ ID NO : 8, SEQ ID NO : 10, SEQ ID NO :40 à 51, SEQ ID NO :57 à 59 et SEQ ID NO :77 à 90.

Le polynucléotide selon l'invention codant pour le GPAD-FXa peut comprendre en N- terminal une séquence codant pour un peptide signal, notamment optimisé. Dans un mode de réalisation, le peptide signal utilisé est celui du TIMP-1. Dans un mode de réalisation particulièrement avantageux, le peptide signal utilisé est optimisé pour l'expression et la sécrétion d'une protéine GPAD-FXa selon l'invention. De tels peptides signaux sont décrits notamment dans la demande WO2011/114063. De préférence, un peptide signal utilisé est le MB7 (SEQ ID NO : 19 : MRWSWIFLLLLSITSANA).

Le polynucléotide selon l'invention codant pour le GPAD-FXa peut également comprendre des codons optimisés, notamment pour son expression dans certaines cellules. Par exemple, lesdites cellules comprennent les cellules COS, les cellules CHO, les cellules HEK, les cellules BHK, les cellules PER.C6, les cellules HeLa, les cellules NIH/3T3, 293 (ATCC # CRL1573), des cellules T2, les cellules dendritiques ou les monocytes. L'optimisation de codon a pour but de remplacer les codons naturels par des codons dont les ARN de transfert (ARNt) portant les acides aminés sont les plus fréquents dans le type cellulaire considéré. Le fait de mobiliser des ARNt fréquemment rencontrés a pour avantage majeur d'accroître la vitesse de traduction des ARN messagers (ARNm) et donc d'augmenter le titre final (Carton JM et al, Protein Expr Purif, 2007). L'optimisation de codons joue aussi sur la prédiction des structures secondaires d'ARNm qui pourraient ralentir la lecture par le complexe ribosomal. L'optimisation de codons a également un impact sur le pourcentage de G/C qui est directement lié à la demi-vie des ARNm et donc à leur potentiel de traduction (Chechetkin, J. of Theoretical Biology 242, 2006 922-934). L'optimisation de codons peut être faite par substitution des codons naturels en utilisant des tables de fréquence des codons (codon Usage Table) pour mammifères et plus particulièrement pour Homo sapiens. Il existe des algorithmes présents sur internet et mis à disposition par les fournisseurs de gènes de synthèse (DNA2.0, GeneArt, MWG, Genscript) qui permettent de faire cette optimisation de séquence.

De préférence, le polynucléotide selon l'invention comprend des codons optimisés pour son expression dans les cellules HEK, telles que des cellules HEK293. Un tel polynucléotide est de préférence choisi parmi les séquences SEQ ID NO :42 et SEQ ID NO :43. Alternativement, le polynucléotide selon l'invention comprend des codons optimisés pour son expression dans les cellules d'animaux transgéniques, de préférence la chèvre, la lapine, la brebis ou la vache.

Le polynucléotide selon l'invention peut également avantageusement être choisi parmi les séquences SEQ ID NO :45 à 51. Un autre objet de l'invention est une cassette d'expression comprenant ledit polynucléotide codant pour ladite protéine, ou un vecteur d'expression comprenant ledit polynucléotide ou ladite cassette d'expression. Selon l'invention, les vecteurs d'expression appropriés pour une utilisation selon l'invention peuvent comprendre au moins un élément de contrôle d'expression fonctionnellement lié à la séquence d'acide nucléique. Les éléments de contrôle d'expression sont insérés dans le vecteur et permettent de réguler l'expression de la séquence d'acide nucléique. Des exemples d'éléments de contrôle d'expression incluent notamment des systèmes lac, le promoteur du phage lambda, les promoteurs de levure ou les promoteurs viraux. D'autres éléments opérationnels peuvent être incorporés, comme une séquence de tête, des codons de terminaison, des signaux de polyadénylation et des séquences nécessaires pour la transcription et la traduction ultérieure de la séquence d'acide nucléique dans le système hôte. Il sera compris par l'homme de l'art que la combinaison correcte des éléments de contrôle d'expression dépend du système hôte choisi. Il sera également entendu que le vecteur d'expression doit contenir les éléments supplémentaires nécessaires pour le transfert et la réplication ultérieure du vecteur d'expression contenant la séquence d'acide nucléique dans le système hôte. De tels vecteurs sont facilement construits en utilisant des méthodes conventionnelles ou disponibles dans le commerce. De préférence, de tels vecteurs sont ceux décrits dans les demandes WO2013/061010 et WO2013/117871. Un autre objet de l'invention est une cellule recombinante comprenant un vecteur d'expression tel que décrit ci-dessus, ou un polynucléotide tel que décrit ci-dessus. Selon l'invention, des exemples de cellules hôtes qui peuvent être utilisées sont des cellules eucaryotes, comme les cellules animales, végétales, d'insectes et de levure ; et des cellules procaryotes, comme E. coli. Les moyens par lesquels le vecteur portant le gène peut être introduit dans les cellules comprennent notamment la microinjection, l'électroporation, la transduction ou la transfection à l'aide de DEAE-dextran, la lipofection, le phosphate de calcium ou d'autres procédures connues de l'homme de l'art. Dans un mode de réalisation préféré, les vecteurs d'expression eucaryotes qui fonctionnent dans les cellules eucaryotes sont utilisés. Des exemples de tels vecteurs comprennent les vecteurs viraux tels que les rétrovirus, adénovirus, virus de l'herpès, virus de la vaccine, virus de la variole, le poliovirus, lentivirus, les vecteurs d'expression bactériens ou des plasmides tels que pcDNA5. Les lignées cellulaires eucaryotes préférées comprennent les cellules COS, les cellules CHO, les cellules HEK, les cellules BHK, les cellules Per.Cô, les cellules HeLa, les cellules NIH/3T3, 293 (ATCC # CRL1573), des cellules T2, les cellules dendritiques ou les monocytes.

La protéine selon l'invention peut être produite dans le lait d'animaux transgéniques. Dans ce cas, selon un premier aspect, l'expression d'une séquence d'ADN codant pour le GPAD-FXa selon l'invention est contrôlée par un promoteur de caséine de mammifère ou un promoteur de lactosérum de mammifère, ledit promoteur ne contrôlant pas naturellement la transcription dudit gène, et la séquence d'ADN contenant en outre une séquence de sécrétion de la protéine. La séquence de sécrétion comprend un signal de sécrétion interposé entre la séquence codante et le promoteur. Selon un aspect particulièrement avantageux, la séquence d'ADN codant pour le GPAD-FXa comprend des codons optimisés pour son expression dans les cellules d'animaux transgéniques. L'animal transgénique utilisé est capable non seulement de produire la protéine désirée, mais également de transmettre cette capacité à sa descendance. La sécrétion de la protéine dans le lait facilite la purification et évite l'utilisation de produits sanguins. L'animal peut ainsi être choisi parmi la chèvre, la lapine, la brebis ou la vache.

Un tel procédé de production est notamment décrit dans le brevet EP0264166. Ce procédé peut comprendre les étapes suivantes :

(a) insérer dans un embryon de mammifère non humain une séquence d'ADN comprenant un polynucléotide selon l'invention, ledit polynucléotide étant sous le contrôle transcriptionnel d'un promoteur de la caséine de mammifère ou un promoteur de lactosérum de mammifère, ladite séquence d'ADN comprenant en outre une séquence signal permettant la sécrétion de la protéine GPAD-FXa,

(b) laisser ledit embryon se développer en un mammifère adulte,

(c) induire la lactation chez ledit mammifère ou dans un descendant femelle dudit mammifère dans lequel ledit polynucléotide, le promoteur et la séquence signal sont présents dans le génome du tissu mammaire,

(d) recueillir le lait dudit mammifère en lactation, et

(e) isoler ladite protéine à partir dudit lait recueilli.

De préférence, une séquence codant une enzyme furine ou une autre endopeptidase spécifique est insérée dans l'embryon de mammifère non humain à l'étape a).

De préférence, le procédé de production du GPAD-FXa selon l'invention comprend les étapes suivantes :

(a) insérer dans un embryon de mammifère non humain une séquence d'ADN comprenant un polynucléotide choisi parmi SEQ ID NO : 8, SEQ ID NO : 10, SEQ ID NO : 45 à 51, SEQ ID NO :57 à 59 et SEQ ID NO :77 à 90, ledit polynucléotide étant sous le contrôle transcriptionnel d'un promoteur de la caséine de mammifère ou un promoteur de lactosérum de mammifère, ladite séquence d'ADN comprenant en outre une séquence signal permettant la sécrétion de ladite protéine,

(b) laisser ledit embryon se développer en un mammifère adulte, (c) induire la lactation chez ledit mammifère ou dans un descendant femelle dudit mammifère dans lequel ledit polynucléotide, le promoteur et la séquence signal sont présents dans le génome du tissu mammaire,

(d) recueillir le lait dudit mammifère en lactation, et

(e) isoler ladite protéine à partir dudit lait recueilli.

Un tel procédé utilise directement un polynucléotide qui ne contient pas de séquence codant un peptide d'activation.

De préférence, une séquence codant une enzyme furine ou une autre endopeptidase spécifique est insérée dans l'embryon de mammifère non humain à l'étape a).

La protéine selon l'invention peut également être produite selon le procédé suivant : a) transfection de cellules eucaryotes, par exemple des cellules HEK293 ou CHO, avec des vecteurs d'expression comprenant au moins un polynucléotide selon l'invention. Le polynucléotide est de préférence choisi parmi SEQ ID NO : 8, SEQ ID NO : 10, SEQ ID NO : 45 à 51, SEQ ID NO :57 à 59 et SEQ ID NO :77 à 90. De préférence, les cellules sont également transfectées avec un vecteur exprimant la furine ;

b) culture des cellules obtenues en a), pour exprimer la protéine. La culture se fait selon les conditions classiques, bien connues de l'homme du métier. De préférence, lorsque les cellules co-expriment la protéine et la furine, la protéine produite est directement sous forme activée ; et

c) optionnellement, purification de la protéine obtenue.

Là encore, un tel procédé utilise directement un polynucléotide qui ne contient pas de séquence codant un peptide d'activation

La protéine selon l'invention peut être utilisée en tant que médicament. Par conséquent, la protéine selon l'invention peut être introduite dans une composition pharmaceutique. En particulier, la protéine selon l'invention peut être utilisée pour le traitement des troubles de la coagulation, notamment des troubles hémorragiques.

De préférence, la protéine selon l'invention peut être utilisée dans la prévention ou le traitement chez un patient, notamment un être humain ou un animal, des événements hémorragiques induits par la prise d'anticoagulants, qui sont des inhibiteurs spécifiques du facteur Xa. Dans une telle utilisation, la protéine selon l'invention sert d'antidote aux inhibiteurs spécifiques du facteur Xa. Par « antidote », on désigne les molécules, et notamment les protéines, capables de neutraliser ou de renverser tout ou partie de l'activité anticoagulante des anticoagulants. Cet effet doit pouvoir intervenir dans un délai plus ou moins court, en relation avec la localisation et l'ampleur de l'événement hémorragique pour ralentir, atténuer ou interrompre totalement cet événement hémorragique. L'activité anticoagulante des anticoagulants peut être mesurée par des tests coagulométriques globaux (temps de Quick (PT), temps de céphaline activé (aPTT)). En leur présence, il y a diminution de l'INR (International Normalized Ratio). La mesure de leurs effets peut aussi être envisagée par des tests de coagulation qui mesurent la génération de thrombine (TGT).

Par « inhibiteurs spécifiques du facteur Xa », on désigne les composés capables d'inhiber, directement ou indirectement, l'activité procoagulante du FXa qui consiste en la conversion de la prothrombine en thrombine in vitro, et/ou ex vivo, et/ou in vivo. Les inhibiteurs du FXa peuvent être classés en inhibiteurs de nature peptidique, extraits et purifiés ou obtenus par génie génétique et en inhibiteurs de nature non peptidique obtenus par synthèse chimique (Kher et al., 1998, La Lettre du pharmacologue, 12(6), 222-226). Les inhibiteurs qui bloquent le site actif du FXa sont appelés inhibiteurs directs alors que les inhibiteurs qui agissent en se liant et en catalysant l'effet de l'antithrombine vis-à-vis du FXa sont appelés inhibiteurs indirects. Des exemples d'inhibiteurs peptidiques directs du FXa incluent notamment le TAP (tick anticoagulant peptide) extrait de la salive de la tique, antistasine extraite des glandes salivaires de la sangsue Haementeria officinalis, l'ACAP (ancylostoma caninum anticoagulant peptide) isolé à partir de l'ankylostome ou ses formes recombinantes r Ac AP5, r Ac AP2 (également appelé NAP-5) ou encore FXa I (factor Xa inhibitor) extraite de la salive de la sangsue Hirudo medicinalis ou la protéine recombinante lui correspondant nommée Yagin. Parmi les inhibiteurs non peptidiques directs du FXa, on trouve le DX 9065a, le LY517717 et les xabans (eribaxaban, apixaban, betrixaban, edoxaban, otamixaban, rivaroxaban). Les HBPM, les oligosaccharides fondaparinux ou idraparinux et les héparinoïdes (danaparoïd, sulfodexide, sulfate de dermatan) constituent des exemples d'inhibiteurs indirects du FXa. L'utilisation de la protéine selon l'invention comme antidote des inhibiteurs du FXa permet la titration de ces inhibiteurs. De préférence, l'activité inhibitrice de la protéine selon l'invention sur les inhibiteurs spécifiques de FXa est d'au moins environ 10%, 20%, 30%, 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, 90% ou 100%.

La composition pharmaceutique de l'invention peut être combinée avec des excipients pharmaceutiquement acceptables, et éventuellement des matrices à libération prolongée, comme des polymères biodégradables, pour former une composition thérapeutique. La composition pharmaceutique de la présente invention peut être administrée par voie orale, sublinguale, sous-cutanée, intramusculaire, intraveineuse, intra- artérielle, intrathécale, intra-oculaire, intra-cérébrale, transdermique, pulmonaire, locale ou rectale. Le principe actif, seul ou en association avec un autre principe actif, peut alors être administré sous forme unitaire d'administration, en mélange avec des supports pharmaceutiques classiques. Des formes unitaires d'administration comprennent les formes par voie orale telles que les comprimés, les gélules, les poudres, les granules et les solutions ou suspensions orales, les formes d'administration sublinguale et buccale, les aérosols, les implants sous-cutanés, transdermique, topique, intrapéritonéale, intramusculaire, intraveineuse, sous-cutanée, intrathécale, les formes d'administration par voie intranasale et les formes d'administration rectale.

De préférence, la composition pharmaceutique contient un véhicule pharmaceutiquement acceptable pour une formulation susceptible d'être injectée. Il peut s'agir en particulier de formules isotoniques, stériles, de solutions salines (avec phosphate monosodique ou disodique, chlorure de sodium, de potassium, de calcium ou de magnésium et analogues, ou des mélanges de tels sels), ou de compositions lyophilisées, qui, lors de l'addition d'eau stérilisée ou de sérum physiologique selon les cas, permettent la constitution de solutés injectables.

Les formes pharmaceutiques appropriées pour une utilisation injectable comprennent des solutions aqueuses stériles ou des dispersions, des formulations huileuses, y compris l'huile de sésame, l'huile d'arachide, et des poudres stériles pour la préparation extemporanée de solutions injectables stériles ou de dispersions. Dans tous les cas, la forme doit être stérile et doit être fluide dans la mesure où elle doit être injectée par seringue. Elle doit être stable dans les conditions de fabrication et de stockage et doit être préservée contre l'action contaminante de micro-organismes, comme les bactéries et les champignons.

Les dispersions selon l'invention peuvent être préparées dans du glycérol, des polyéthylèneglycols liquides ou leurs mélanges, ou dans des huiles. Dans des conditions normales de stockage et d'utilisation, ces préparations contiennent un conservateur pour empêcher la croissance des micro-organismes.

Le véhicule pharmaceutiquement acceptable peut être un solvant ou milieu de dispersion contenant, par exemple, l'eau, l'éthanol, un polyol (par exemple, la glycérine, le propylène glycol, le polyéthylène glycol, et analogues), des mélanges appropriés de ceux-ci, et/ou les huiles végétales. La fluidité convenable peut être maintenue, par exemple, par l'utilisation d'un tensioactif, tel que la lécithine. La prévention de l'action de micro-organismes peut être provoquée par divers agents antibactériens et antifongiques, par exemple, des parabènes, le chlorobutanol, le phénol, l'acide sorbique ou encore le thimérosal. Dans de nombreux cas, il sera préférable d'inclure des agents isotoniques, par exemple, des sucres ou du chlorure de sodium. L'absorption prolongée des compositions injectables peut être provoquée par l'utilisation dans les compositions d'agents retardant l'absorption, par exemple, le monostéarate d'aluminium ou la gélatine. Les solutions injectables stériles sont préparées en incorporant les substances actives en quantité requise dans le solvant approprié avec plusieurs des autres ingrédients énumérés ci-dessus, le cas échéant, suivie d'une stérilisation par filtration. En règle générale, les dispersions sont préparées en incorporant les divers ingrédients actifs stérilisés dans un véhicule stérile qui contient le milieu de dispersion basique et les autres ingrédients requis parmi ceux énumérés ci-dessus. Dans le cas de poudres stériles pour la préparation de solutions injectables stériles, les procédés de préparation préférés sont le séchage sous vide et la lyophilisation. Lors de la formulation, les solutions seront administrées d'une manière compatible avec la formulation posologique et en une quantité thérapeutiquement efficace. Les formulations sont facilement administrées dans une variété de formes galéniques, telles que les solutions injectables décrites ci-dessus, mais les capsules de libération de médicament et similaires peuvent également être utilisés. Pour l'administration parentérale dans une solution aqueuse par exemple, la solution doit être convenablement tamponnée et le diluant liquide rendu isotonique avec suffisamment de solution saline ou de glucose. Ces solutions aqueuses particulières conviennent particulièrement pour une administration intraveineuse, intramusculaire, sous-cutanée et intrapéritonéale. À cet égard, les milieux aqueux stériles qui peuvent être utilisés sont connus de l'homme de l'art. Par exemple, une dose peut être dissoute dans 1 ml de solution de NaCl isotonique puis ajoutée à 1000 ml de liquide approprié, ou injectée sur le site proposé de la perfusion. Certaines variations de posologie devront nécessairement se produire en fonction de l'état du sujet traité.

La composition pharmaceutique de l'invention peut être formulée dans un mélange thérapeutique comprenant environ 0.0001 à 1.0 milligrammes, soit environ 0.001 à 0.1 milligrammes, soit environ de 0.1 à 1.0 milligrammes, voire environ 10 milligrammes par dose ou plus. Des doses multiples peuvent également être administrées. Le niveau de dose thérapeutiquement efficace spécifique pour un patient particulier dépendra d'une variété de facteurs, y compris le trouble qui est traité et la gravité de la maladie, l'activité du composé spécifique employé, la composition spécifique utilisée, l'âge, le poids corporel, la santé générale, le sexe et le régime alimentaire du patient, le moment de l'administration, la voie d'administration, le taux d'excrétion du composé spécifique utilisé, la durée du traitement, ou encore les médicaments utilisés en parallèle.

Les exemples suivants sont donnés en vue d'illustrer divers modes de réalisation de l'invention.

Les légendes des figures sont les suivantes :

Figure 1 : Analyse du GPAD-FXA produit en HEK293

Le FX plasmatique non activé (FX) ou activé (FXa) et le GPAD-FXa sont révélés en immunoblot par un anticorps polyclonal anti-FX après séparation en SDS-PAGE 4- 12%. Les échantillons ont été non réduit (NR) ou réduit (R) par un traitement au β- mercaptoéthanol. Deux marqueurs de poids moléculaire distincts (PM) sont utilisés. Seules les valeurs de celui de droite sont indiquées. Les deux flèches indiquent le niveau de migration du GPAD-FXa non réduit (flèche supérieure) et réduit (flèche inférieure).

Figure 2 : Activité amidolytique du GPAD-FXa L'activité amidolytique vis-à-vis du substrat Pefachrome 8595 au cours du temps du GPAD-FXa (diamants blancs) est comparée à l'activité des facteurs X (ronds blancs) et X activé (carrés noirs).

en abscisses : le temps (en minutes)

- en ordonnées : la vitesse d'apparition du produit de dégradation du

Pefachrome 8595 en mUDO/min

Figure 3A : Thrombinogramme obtenu à partir de l'ajout de 0,18 ma/ml ou 0,36 ug/ml de GPAD-FXa dans un pool de plasma déficient en FVIII suite à l'activation par du facteur tissulaire:

en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM) L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe · et l'échantillon correspondant à un plasma déficient en facteur VIII par la courbe o. La courbe ■ représente un plasma déficient en FVIII substitué par 1 U/ml de FVIII recombinant (Recombinate).

Le GPAD-FXa a été ajouté à raison de 0,18 μg/ml (courbe 0) ou 0,36 μg/ml (courbe de ♦) dans l'échantillon de plasma déficient en FVIII.

Figure 3B : Thrombinogramme obtenu à partir de l'ajout de 0,18 ug/ml ou 0,36 ug/ml de GPAD-FXa dans un pool de plasma déficient en FVIII suite à l'activation par la céphaline:

- en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe · et l'échantillon correspondant à un plasma déficient en facteur VIII par la courbe o. La courbe des■ représente un plasma déficient en FVIII substitué par 1 U/ml de FVIII recombinant (Recombinate). Le GPAD-FXa a été ajouté à raison de 0,18 μg/ml (courbe 0) ou 0,36 μg/ml (courbe♦) dans l'échantillon de plasma déficient en FVIII.

Figure 4A : Thrombinogramme obtenu à partir de l'ajout de 0,18 ug/ml ou 0,36 ug/ml de GPAD-FXa dans un pool de plasma déficient en FIX suite à l'activation par du facteur tissulaire:

en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe · et l'échantillon correspondant à un plasma déficient en facteur IX par la courbe o. La courbe ■ représente un plasma déficient en FIX substitué par 1 U/ml de Betafact (FIX plasmatique).

Le GPAD-FXa a été ajouté à raison de 0,18 μg/ml (courbe 0) ou 0,36 μg/ml (courbe♦) dans l'échantillon de plasma déficient en FIX.

Figure 4B : Thrombinogramme obtenu à partir de l'ajout de 0,18 ug/ml ou 0,36 ug/ml de GPAD-FXa dans un pool de plasma déficient en FIX suite à l'activation par la céphaline:

en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM) L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe ·. L'échantillon correspondant à un plasma déficient en facteur IX par la courbe o. La courbe ■ représente un plasma déficient en FIX substitué par 1 U/ml de Betafact (FIX plasmatique).

Le GPAD-FXa a été ajouté à raison de 0,18 μg/ml (courbe 0) ou 0,36 μg/ml (courbe♦) dans l'échantillon de plasma déficient en FIX. Figure 5 : Thrombinogramme obtenu à partir de l'ajout de 0,18 ma/ml ou 0,36 ug/ml de GPAD-FXa dans un pool de plasma déficient en FVIII en présence d'anticorps inhibiteurs du FVIII suite à l'activation par du facteur tissulaire:

en abscisses : le temps (en minutes)

- en ordonnées la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

La génération de thrombine obtenue à partir d'un échantillon de pool de plasma normal est représentée par la courbe ·, à partir d'un plasma déficient en facteur VIII par la courbe o. La courbe■ représente un plasma déficient en FVIII substitué par 1 U/ml de FVIII recombinant (Recombinate) et, la courbe □ le même échantillon en présence d'anticorps polyclonaux anti-FVIII possédant une activité inhibitrice de 20 Unités Bethesda/ml. Les courbes♦ et 0 représentent le signal d'un plasma déficient en FVIII et contenant des anticorps polyclonaux anti-FVIII possédant une activité inhibitrice de 20 Unités Bethesda/ml en présence respectivement de 0,18 et 0,38 μg/ml GPAD-FXa.

Figure 6A : Thrombinogramme obtenu à partir de l'ajout de 0,18 ug/ml ou 0,36 ug/ml de GPAD-FXa dans un pool de plasma déficient en FIX en présence d'anticorps inhibiteurs du FIX suite à l'activation par du facteur tissulaire:

en abscisses : le temps (en minutes)

- en ordonnées la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

La génération de thrombine obtenue à partir d'un échantillon de pool de plasma normal est représentée par la courbe ·, à partir d'un plasma déficient en facteur IX par la courbe o. La courbe■ représente un plasma déficient en FIX substitué par 1 U/ml de FIX plasmatique (Betafact) et, la courbe□ le même échantillon en présence d'anticorps polyclonaux anti-FIX (100 μg/ml). Les courbes ♦ et 0 représentent le signal d'un plasma déficient en FIX et contenant des anticorps polyclonaux anti-FIX en présence respectivement de 0,18 et 0,38 μg/ml GPAD-FXa.

Figure 6B : Thrombinogramme obtenu à partir de l'ajout de 0,18 ug/ml ou 0,36 ug/ml de GPAD-FXa dans un pool de plasma déficient en FIX en présence d'anticorps inhibiteurs du FIX suite à l'activation par la céphaline: en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

La génération de thrombine obtenue à partir d'un échantillon de pool de plasma normal est représentée par la courbe ·, à partir d'un plasma déficient en facteur IX par la courbe o. La courbe■ représente un plasma déficient en FIX substitué par 1 U/ml de FIX plasmatique (Betafact) et, la courbe□ le même échantillon en présence d'anticorps polyclonaux anti-FIX (100 μg/ml). Les courbes ♦ et 0 représentent le signal d'un plasma déficient en FIX et contenant des anticorps polyclonaux anti-FIX en présence respectivement de 0,18 et 0,38 μg/ml GPAD-FXa.

Figure 7 : Thrombinogrammes obtenus à partir de l'ajout de 0,36 ma/ml de GPAD- FXa en plasma déficient en FVIII contenant du Fondaparinux (1 ma/ml) ou du Rivaroxaban (0,35 ug/ml) suite à l'activation par la céphaline:

- en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe ·. Les courbes (♦) et (0) représentent respectivement l'effet de l'ajout de Fondaparinux (^g/ml) dans le plasma avec ou sans GPAD-FXa (0,36 μg/ml). Les courbes (A) et (Δ) représentent respectivement l'effet de l'ajout de Rivaroxaban (0,35 μg/ml) dans le plasma avec ou sans GPAD-FXa (0,36 μg/ml). Figure 8 : Effet de la présence de GPAD-FXa sur les temps de prothrombine et de céphaline activée en présence d'inhibiteurs de la coagulation

Les temps de prothrombine (Pt ; colonne noire) et de céphaline activée (TCA ; colonne blanche) ont été mesurés sur du plasma normal ou du plasma inhibé par le Fondaparinux (1 μg/ml) ou du Rivaroxaban (0, 35 μg/ml) en présence ou non de GPAD-FXa (0,36 μg/ml).

Figure 9 : Constructions GPAD1, GPAD2, et leurs versions optimisées Les constructions GPAD 1 et GPAD 2 et leur version optimisée sont schématiquement représentées ainsi que 2 constructions GPAD 3 contenant un linker de taille variable (Ll ou L2). Les séquences GPADl-FXa et GPAD2-FXa diffèrent par l'adjonction d'un site furine supplémentaire dans le GPAD2-FXa en aval du site d'activation du FX (RKR en gras, flèche double). Le site de séparation de la chaîne légère et de la chaîne lourde est indiqué par la flèche jaune. Dans GPAD3, Ll est un linker de taille et de composition variable se terminant par une arginine à l'extrémité C-terminale ; L2 est un linker de taille et de composition variable débutant par la séquence RKR et se terminant à l'extrémité C- terminale par une arginine

Figure 10: Comparaison des productions des différentes molécules GPAD-FXa dans HEK293

Production (en μ^πύ) des molécules GPADl-FXa et GPAD2-FXa (panel A) et GPAD2-FXa, GPADlopt-FXa et GPAD2opt-FXa (panel B) dans la lignée HEK293. Les productions sont une moyenne de valeurs obtenues suite à différentes transfections à partir de différents vecteurs d'expression (pCEP4, OptiHEK, pTT) et suite à différents temps de production (7 ou 11 jours). Panel A : GPADl-FXa, n=6 ; GPAD2-FXa, n=20 ; Panel B : GPAD2-FXa, n= 4 ; GPADlopt-FXa, n=7; GPAD2opt-FXa, n=4. Figure 11 : Activité chromogénique du GPAD2opt-FXa

Le GPAD2opt-FXa a été purifié suivant un protocole utilisant une colonne d'héparine suivie d'une colonne de phenyl-sepharose. L'activité amidolytique vis-à-vis du substrat Pefachrome 8595 au cours du temps du GPAD2opt-FXa (courbe pointillée) est comparée à l'activité du facteur X activé (courbe pleine).

- en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la vitesse d'apparition du produit de dégradation du

Pefachrome 8595 en mUDO/min

Figure 12 : Thrombinogrammes obtenus à partir de l'ajout de GPAD2opt-FXa produit ou non en présence de furine dans un pool de plasma déficient en FVIII suite à l'activation par la céphaline:

en abscisses : le temps (en minutes) en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe · et l'échantillon correspondant à un plasma déficient en facteur VIII par la courbe o non reliée. La courbe pointillée · représente un plasma déficient en FVIII substitué par 1 U/ml de FVIII recombinant (Recombinate) et celle reliée des o substitué par 0,1 U/ml.

Les GPAD2op-FXa (2 μg/ml) produits avec la furine (courbe 0) ou sans furine (courbe♦) ont été analysés dans du plasma déficient en FVIII.

Figure 13 : Thrombinogrammes obtenus à partir de l'ajout de GPAD2opt-FXa dans un pool de plasma déficient en FVIII:

en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe · et l'échantillon correspondant à un plasma déficient en facteur FVIII par la courbe o. Dans le panel A, la coagulation est stimulée par l'ajout d'un mélange de FT 0,5 nM/PL 4 μΜ. Dans le panel B, la stimulation est initiée par de la céphaline. La courbe■ représente un plasma déficient en FVIII substitué par 1 U/ml de Recombinate (FVIII recombinant Baxter) et la courbe □ représente un plasma déficient en FVIII substitué par 0,1 U/ml. Le GPAD2op-FXa (2 μg/ml, courbe ) produit en présence de furine a été analysé dans du plasma déficient en FVIII.

Figure 14 : Thrombinogrammes obtenus à partir de l'ajout de GPAD2opt-FXa dans un pool de plasma déficient en FIX:

en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM) L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe · et l'échantillon correspondant à un plasma déficient en facteur IX par la courbe o. Dans le panel A, la coagulation est stimulée par l'ajout d'un mélange de FT 0,5 nM/PL 4 μΜ. Dans le panel B, la stimulation est initiée par de la céphaline. La courbe■ représente un plasma déficient en FIX substitué par 1 U/ml de FIX (Betafact) et la courbe□ représente un plasma déficient en FIX substitué par 0,1 U/ml. Le GPAD2op-FXa (2 μg/ml, courbe♦) produit en présence de furine a été analysé dans du plasma déficient en FIX.

Figure 15 : Thrombinogrammes obtenus à partir de l'ajout de GPAD2opt-FXa dans un pool de plasma déficient en FX:

en abscisses : le temps (en minutes)

en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM) L'échantillon de pool de plasma normal est représenté par la courbe · et l'échantillon correspondant à un plasma déficient en facteur X est représenté par la courbe o. Cette dernière courbe n'est pas distinguable car elle se situe au niveau de l'axe des abscisses. Dans le panel A, la coagulation est stimulée par l'ajout d'un mélange de FT 0,5 nM/PL 4 μΜ. Dans le panel B, la stimulation est initiée par de la céphaline. La courbe■ représente un plasma déficient en FX substitué par 10 μg/ml de FX plasmatique (Cryopep) et celle des□ substitué par 1 μg/ml. Le GPAD2op-FXa (2 μg/ml, courbe ) produit en présence de furine a été analysé dans du plasma déficient en FX.

Figure 16 : Schéma des constructions des GPAD2opt-FXa fusionnés aux scFc

Représentation schématique des molécules GPAD2opt-scFcs et GPAD2opt-scFcl (A) et scFcl-GPAD2opt-FXa (B). Les ellipses oranges et rouges représentent les domaines CH3 et CH2 respectivement des immunoglobulines gamma. Les linkers sont représentés par les lignes noires. Le domaine GPAD2opt-FXa est représenté par un cercle bleu. Dans les constructions GPAD2opt-scFcs et GPAD2opt-scFcl, le domaine GPAD2opt- FXa est cloné en position N-terminale par rapport au fragment scFc. Dans la construction scFcl-GPAD2opt-FXa, il est cloné en position C-Terminale. La différence entre GPAD2opt-scFcs et GPAD2opt-scFcl réside dans la taille du linker qui n'est pas montré sur cette figure.

Figure 17 : Purification du scFcl-GPAD2opt-FXa

La molécule scFcl-GPAD2opt-FXa (900 μg) produite par expression transitoire dans HEK a été purifiée sur gel de protéine A puis analysée après séparation en SDS-PAGE et coloration au Nupage Blue. 1, Marqueurs moléculaires ; 2, scFcl-GPAD2opt purifié ; *, poids moléculaire attendu pour le scFcl-GPAD2opt-FXa

Figure 18 : Thrombinogrammes obtenus à partir de l'ajout de GPAD2opt-FXa ou scFcl-GPAD2opt-FXa dans un pool de plasma déficient en FVIII suite à l'activation par la céphaline:

en abscisses : le temps (en minutes)

- en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

Les échantillons de pool de plasma déficient en facteur VIII et substitué par 1 U/ml ou 0, 1 U/ml de FVIII sont représentés par les courbes · et o respectivement. L'effet du GPAD2op-FXa (2 μg/ml, courbe♦) et du scFcl GPAD2op-FXa (4 μg/ml, courbe▲) a été analysé dans du plasma déficient en FVIII après activation par de la céphaline.

Figure 19 : Inhibition de l'activité chromogénique du scFcl-GPAD2opt-FXa par le Rivaroxaban

Les activités chromogéniques sur le substrat Pefachrome 8595 du FXa d'origine plasmatique (courbe ·) ou du scFcl-GPAD2opt-FXa (courbe ♦) ont été mesurées comme décrit dans l'exemple 1. Ces activités ont aussi été mesurées en présence de Rivaroxaban (0,35 μ^πύ). Les résultats du FXa d'origine plasmatique sont représentés par la courbe o et pour le scFcl-GPAD2opt-FXa par la courbe 0.

Figure 20 : Thrombinogrammes obtenus à partir de l'ajout de scFcl-GPAD2opt- FXa dans un plasma normal supplémenté en Rivaroxaban

en abscisses : le temps (en minutes) en ordonnées : la concentration maximale de thrombine observée (en nM)

Les échantillons de pool de plasma normal ou supplémenté en Rivaroxaban (0,25 μg/ml) sont représentés par les courbes · et o respectivement. L'effet de l'adjonction de doses croissantes de scFcl GPAD2opt-FXa (25 ou 50 μg/ ml) dans du plasma normal supplémenté en Rivaroxaban (0,25 μg/ml) est visualisé respectivement par les courbes: ♦ et O. Panel A, initiation du TGT par le mélange FT 0.5 pM/PL 4 μΜ. Panel B, initiation du TGT par de la céphaline.

Exemples

Exemple 1 : Préparation du GPAD-FXa Matériel :

Les facteurs X plasmatiques humain activé ou non (FXa/FX), les substrats chromogéniques pNAPEP 1025 et Pefachrome 8595, et le plasma d'hémophile A avec inhibiteurs et les anticorps polyclonaux anti-FX et anti-FIX proviennent de Haematologic Technologies (Cryopep Montpellier, France).

Le facteur VIII recombinant de contrôle (Recombinate) provient de chez Baxter. Le facteur IX plasmatique provient de LFB. Les plasmas déficients en FVIII proviennent de chez Siemens, ceux en FIX de chez Stago.

Les Anticorps polyclonaux anti-FVIII proviennent de chez Cedarlane. Méthodes :

Production de l'ADNc de GPAD-FXa

L'ADNc codant pour un facteur X dénué du domaine gamma-carboxyglutamique et étiqueté par la séquence HPC4 (voir brevet FR 11 51637 déposée le 1 ^er mars 2011) va servir de matrice pour la génération de GPAD-FXa. La délétion du peptide d'activation et son remplacement par un site furine (RKR) est apporté par l'utilisation de l'amorce sens (5'-ctggaacgcaggaagaggaggaagaggatcgtgggaggc, SEQ ID NO : 17) et anti-sens (5'-: gcctcccacgatcctcttcctcctcttcctgcgttccag, SEQ ID NO : 18). La modification de l'ADNc est réalisée avec la méthode Quickchange (Stratagène) et l'enzyme pFU Ultra.

Production du GPAD-FXa recombinant

La veille de la transfection, les cellules HEK 293F sont repiquées à une concentration cellulaire de 7 X 10 ⁵ vc/ml. La densité cellulaire et la viabilité des cellules sont déterminées le jour de la transfection. Le volume de culture correspondant à 30 X 10 ⁶ cellules est centrifugé. Le surnageant est éliminé et le culot de cellules est repris dans 28 ml de milieu de culture F17 (Invitrogen), transféré dans un Erlenmeyer de 250 ml et incubé à 37 °C. Un complexe agent de transfection / ADN en rapport 2: 1 est formé. L'agent de transfection et l'ADN correspondant au vecteur contenant une des séquences du GPAD-FXa sont préparés dans du milieu OptiMEM (Invitrogen) de la façon suivante:

- Ajout de 30 μg d'ADN dans 1 ml d'OptiMEM

- Ajout de 60 μΐ d'agent de transfection dans 1 ml d'OptiMEM.

Ces deux préparations sont incubées séparément pendant 5 minutes à température ambiante puis la solution contenant l'agent de transfection est ajoutée à celle contenant l'ADN. Le mélange est incubé pendant 25 minutes à température ambiante avant d'être ajouté au 28 ml de cellules HEK 293F. Les cellules sont alors incubées à 37 °C en agitation à 125 rpm.

Un vecteur exprimant la GFP (Green Fluorescent Protein ; témoin positif de transfection) est également transfecté dans les mêmes conditions. L'efficacité de transfection est déterminée 24h post-transfection par microscopie à fluorescence en établissant le rapport du nombre de cellules exprimant la GFP sur le nombre total de cellules. Les cellules sont maintenues en culture durant 7 jours. La densité cellulaire et la viabilité sont déterminées tous les jours entre le 5 ^eme et le 7 ^eme jour à l'aide d'un automate d'analyse de culture cellulaire (Cedex, Innovatis - Roche Applied Science). La mesure de la viabilité est basée sur le comptage des cellules ayant incorporées du bleu trypan. Le 7 ^eme jour, les cellules sont centrifugées à 3000g pendant 15 minutes. Le culot cellulaire est éliminé et le surnageant cellulaire contenant le GPAD-FXa recombinant est filtré en 0,22 μιη puis congelé à -20°C. Avant utilisation, les surnageants sont concentrés jusqu'à 10 fois sur des colonnes Vivaspin 10 kDa. Visualisation des protéines suivant une séparation en SDS-PAGE

Pour chaque gel au moins un témoin de masse moléculaire approprié est utilisé. Une quantité identique de protéine à détecter est ensuite chargée dans chaque puits en tampon de charge 2X concentré (Tris HC1 1M pH 6,8; 20% SDS; 20% glycérol ; 0,1% bleu bromophénol). Les échantillons réduits sont traités par du tampon de charge en présence de 0,5 M β-mercaptoéthanol. Le tampon de migration NuPAGE MOPS SDS lx (Invitrogen) est utilisé pour la migration. Les échantillons sont laissés à migrer à 200V durant 50 minutes dans un gel NuPAGE Novex Bis-Tris 4-12 %.

Lorsque l'électrophorèse est terminée, les protéines séparées sur le gel sont

immunodétectées après électrotransfert sur membrane de nitrocellulose ou PVDF en Tampon de Towbin (25 mM Tris, 192 mM glycine, 3,5 mM SDS, éthanol 10 %) en appliquant un courant de 0,8 mA/cm ² pendant lh30. La membrane est ensuite rincée en eau et incubée en tampon de saturation (PBS, 1% Sérum albumine bovine, 0,05% Tween-20). La membrane est ensuite incubée en tampon de saturation en présence de l'anticorps de mouton anti-FX humain (Cryopep 9-PAHFX-S) à 2 μg/ml pendant lh puis en présence de l'anticorps secondaire (anti-mouton IgG H+L péroxidase - Jackson Laboratory) au 1/10 000 ^eme pendant lh suite à 4 lavages par une solution d'eau physiologique (0,9% NaCl) contenant 0,05% de Tween-20. Un protocole de lavages identiques est appliqué avant révélation. L'immunoblot est révélé par chemiluminescence en utilisant le kit Super signal WEST PICO substrat chemiluminescent (PIERCE).

Mesure de la concentration en facteur X

La mesure de concentration des FX, FXa et GPAD-FXa est effectuée grâce au kit commercial Zymutest Factor X (Hyphen Biomed). L'ELIS A donne un signal linéaire pour des concentrations allant de 200 ng/ml à 1,5 ng/ml de factor X plasmatique. Les trois protéines sont reconnues de manière identique par le kit. Mesure de l'activité chromogénique du facteur X activé

La mesure de l'activité du FX, FXa et GPAD-FXa ont été étudiées à 37°C dans le tampon stop (50 mM Tris, pH 8,8, 0,475 M NaCl, 9 mM EDTA). L'activité chromogénique du FXa à différentes concentrations a été suivie dans le temps par la mesure de l'hydrolyse du substrat Pefachrome 8595 (250 μΜ) à 405 nm.

Protocole de la mesure de génération de thrombine :

Le Fluoroskan Ascent, tous les réactifs après reconstitution et les échantillons sont préchauffées à 37°C. Les réactifs 0,5 pM FT/4 μΜ PL (concentration finale) et Céphaline (16,7% concentration finale) seront utilisés comme inducteurs de la réaction. Le réactif « Thrombin Calibrator » (Diagnostica Stago) est utilisé systématiquement comme contrôle des essais. Chaque échantillon à tester (80 μΐ) est étudié en dupliquât en présence de 20 μΐ du mélange FT/PL ou 20 μΐ de Céphaline. Le substrat fluorogénique (20 μΐ _^ ; FluCa Kit (Diagnostica Stago) est alors ajouté et l'apparition de thrombine est suivie par une excitation à 390 nm et une émission à 460 nm durant 60 min. Les résultats sont ensuite analysés grâce au logiciel Thrombinoscope (Stago, Asnières, France).

Exemple 2 : Analyse du GPAD-FXA produit en HEK293

Les surnageants de culture des cellules transfectées par un vecteur vide ou un vecteur codant pour GPAD-FXa ont été dosés avec le Kit Zymutest Factor X (Hyphen Biomed). Dans les milieux témoins, aucune quantité significative de FX n'a été détectée. En revanche dans les milieux des cellules exprimant GPAD-FXa des taux de 0,11 à 0,44 μg/ml ont été dosés. Ces concentrations varient en fonction des différents essais et des volumes de production. Ces données indiquent que GPAD-FXa est produit par les cellules HEK293 et qu'il est reconnu par le kit de détection du facteur X.

Afin de confirmer la présence et de visualiser la qualité du GPAD-FXa produit dans le surnageant de HEK293, un aliquot de milieu concentré a été analysé par SDS-PAGE sur gradient d'acrylamide (figure 1). Des quantités de protéines identiques ont été déposées sur gel et les signaux obtenus en immunoblot sont très proches suggérant que la quantification par ELISA de GPAD-FXa est correcte. Les échantillons ont été déposés réduits (R) par le β-mercaptoéthanol ou non (NR). Ils ont été comparés avec les FX et FXa plasmatiques traités de manière identique. Le GPAD-FXa non réduit migre sous une seule forme moléculaire à un poids moléculaire apparents de 42,1 kDa correspondant au poids attendu (flèche supérieure). Après réduction, le GPAD-FXa migre sous deux formes moléculaires l'une au même poids moléculaire que la forme non réduite et l'autre à un poids moléculaire de 35,6 kDa (flèche inférieure). Cette dernière forme migre de la même manière que la chaîne lourde du FXa. Ces résultats suggèrent que le GPAD-FXa est produit sous deux formes moléculaires : une forme simple chaîne non-clivée de 42,1 kDa et une forme dont les chaînes lourdes et légères sont clivées et retenues par un pont disulfure.

Exemple 3 : Activité amidolytique du GPAD-FXa

Les résultats en immunoblot suggèrent que la molécule est produite au moins partiellement sous sa forme active. Afin de confirmer cette hypothèse et de vérifier que le site catalytique du GPAD-FXa est resté fonctionnel, une mesure de l'activité amidolytique de la molécule est réalisée. Différentes concentrations de GPAD-FXa sont incubées 5 min à 37°C en présence du substrat chromogénique Pefachrome 8595, spécifique du FXa. La vitesse initiale d'apparition du substrat (en mUDO/min) est déterminée en fonction de la concentration initiale en FX(a) ou GPAD-FXa (figure 2). Comme attendu, le FX non activé (courbe o) ne clive pas le substrat contrairement au FXa (courbe■). De 0 à 10 nM de FXa la vitesse d'apparition du substrat augmente de manière linéaire. GPAD-FXa (courbe 0) montre aussi une capacité à cliver le Pefachrome 8595. Cette capacité est toutefois plus faible que celle du FXa. Cependant la présence dans le surnageant de molécules de GPAD-FXa non activées par la furine, et donc dépourvues d'activité enzymatique peut expliquer cette différence quantitative.

Exemple 4 : Le GPAD-FXa corrige un déficit en FVIII

La capacité du GPAD-FXa à restaurer la génération de thrombine en plasma déficient en FVIII a été évaluée suite à une induction par le facteur tissulaire (figure 3A) ou la céphaline (figure 3 B). Dans les conditions expérimentales, le plasma déficient en FVIII (Siemens) ne permet pas de générer de thrombine (courbe o). La supplémentation de ce plasma par 1 unité/ml de FVIII (Recombinate, Baxter) permet une génération de thrombine importante (courbe■). La quantité de thrombine générée totale est de 1579 nM de thrombine (Table I). L'adjonction de surnageant de culture contenant le GPAD- FXa à 0,18 μg/ml (1,8 % de la concentration plasmatique de FX soit 0,018 U/ml) permet de restaurer une production de thrombine (courbe 0). La quantité de thrombine générée par GPAD-FXa (ETP) est de l'ordre de 1545 nM correspondant à 98 % de la génération de thrombine par du FVIII de substitution normalisateur. Par ailleurs, la présence de GPAD-FXa permet aussi de normaliser le temps d'apparition de la thrombine avec un temps pour atteindre le somment du pic à 6,83 min contre 8,67 min pour le plasma substitué. Une dose deux fois plus importante de GPAD-FXa (0,36 μg/ml) possède même un effet plus important que le FVIII normalisateur avec une quantité de thrombine générée de 1651 nM et un temps d'apparition du pic raccourci à 4,83 min. Le contrôle positif Unicalibrator (Stago) permet de vérifier la validité de l'expérience par la génération de thrombine dans un plasma sain (courbe ·). Une expérience similaire est réalisée en induisant la génération de thrombine par la céphaline. Dans ces conditions le plasma déficient en FVIII ne permet pas de générer de la thrombine (courbe o). Au contraire du plasma déficient substitué en FVIII génère 1472 nM de thrombine (courbe■). La présence de GPAD-FXa 0,18 μg/ml permet de générer une quantité de thrombine correspondant à 1160 nM (courbe 0 ; 79 % du FVIII). Le signal dépend de la dose rajoutée puisque une dose double de GPAD-FXa (0,36 μg/ml) permet d'obtenir 1316 nM de thrombine (courbe♦ ; 89% du FVIII). Le contrôle positif Unicalibrator (Stago) permet de vérifier la validité de l'expérience par la génération de thrombine dans un plasma sain (courbe ·).

Table I : Paramètres cinétiques de la génération de thrombine en plasma déficient en FVIII activé par le facteur tissulaire

Table II : Paramètres cinétiques de la génération de thrombine en plasma déficient en FVIII activé par la céphaline

Exemple 5 : Le GPAD-FXa corrige un déficit en FIX

La capacité du GPAD-FXa à restaurer la génération de thrombine en plasma déficient en FIX a été évaluée suite à une induction par le facteur tissulaire (figure 4 A) ou la céphaline (figure 4 B). Dans les conditions expérimentales, le plasma déficient en FIX (Stago) ne permet pas de générer de thrombine (courbe o). La supplémentation de ce plasma par 1 unité/ml de FIX (Betafact, LFB) permet une génération de thrombine importante (courbe■). La quantité de thrombine générée totale est de 1123 nM de thrombine (Table III). L'adjonction de surnageant de culture contenant le GPAD-FXa à 0,18 μg/ml (1,8 % de la concentration plasmatique de FX soit 0,018 U/ml) permet de restaurer une production de thrombine (courbe 0). La quantité de thrombine générée par GPAD-FXa (ETP) est de l'ordre de 1395 nM correspondant à 124 % de la génération de thrombine par du FIX de substitution normalisateur. Par ailleurs, la présence de GPAD- FXa permet aussi de normaliser le temps d'apparition de la thrombine avec un temps pour atteindre le somment du pic à 9,67 min contre 14,17 min pour le plasma substitué. Une dose deux fois plus importante de GPAD-FXa (courbe♦ ; 0,36 μg/ml) possède un effet encore plus important que le FIX normalisateur avec une quantité de thrombine générée de 1437 nM et un temps d'apparition du pic raccourci à 6,17 min. Le contrôle positif Unicalibrator (Stago) permet de vérifier la validité de l'expérience par la génération de thrombine dans un plasma sain (courbe ·). Une expérience similaire est réalisée en induisant la génération de thrombine par la céphaline. Dans ces conditions le plasma déficient en FIX ne permet pas de générer de la thrombine (courbe o). Au contraire du plasma déficient substitué en FIX génère 1030 nM de thrombine (courbe ■). La présence de GPAD-FXa 0,18 μg/ml permet de générer une quantité de thrombine correspondant à 493 nM (courbe 0 ; 48 % du FIX). Le signal dépend de la dose rajoutée puisque une dose double de GPAD-FXa (0,36 μg/ml) permet d'obtenir 1032 nM de thrombine (courbe ♦ ; 100% du FIX). Cette dose de GPAD-FXa permet aussi de raccourcir le temps au pic de 28 à 14 min. Le contrôle positif Unicalibrator (Stago) permet de vérifier la validité de l'expérience par la génération de thrombine dans un plasma sain (courbe ·).

Table III : Paramètres cinétiques de la génération de thrombine en plasma déficient en FIX activé par le facteur tissulaire

Table IV: Paramètres cinétiques de la génération de thrombine en plasma déficient en FIX activé par la céphaline

Exemple 6 : Le GPAD-FXa corrige un déficit en F VIII en présence d'anticorps inhibiteurs du FVIII

Une expérience similaire à l'exemple 4 a été conduite mais en ajoutant dans le plasma des anticorps inhibiteurs du facteur VIII (figure 5). Les anticorps ont été dosés et une dose équivalente à 20 Unité Bethesda/ml a été rajoutée. Cette dose est capable d'inhiber toute génération de thrombine induite par 1 U/ml de FVIII (courbe□). En présence de ces anticorps, GPAD-FXa à 0,18 μg/ml (courbe♦) ou 0,36 μg/ml (courbe 0) est capable de restaurer une génération de thrombine supérieure au plasma déficient en FVIII substitué avec du FVIII (1 U/ml ; courbe■) mais aussi à un plasma normal (·).

Il est à noter que les temps de pic sont diminués en présence de GPAD-FXa par rapport aux différents contrôles.

Exemple 7 : Le GPAD-FXa corrige un déficit en FIX en présence d'anticorps inhibiteurs du FIX

Une expérience similaire à l'exemple 6 a été conduite mais en ajoutant dans du plasma déficient en FIX des anticorps inhibiteurs du facteur IX (figure 6A). La génération de thrombine a été suivie soit après une induction par le facteur tissulaire (figure 7 A) soit après une induction par la céphaline (figue 6B). L'efficacité des anticorps a été mesurée et une dose de 100 μg/ml d'anticorps a été rajoutée lors de la mesure de génération de thrombine. Cette dose est capable d'inhiber toute génération de thrombine induite par 1 U/ml de FIX (courbe □). En présence de ces anticorps, GPAD-FXa à 0,18 μg/ml (courbe♦) ou 0,36 μg/ml (courbe 0) est capable de restaurer une génération de thrombine supérieure au plasma déficient en FIX substitué avec du FIX (lU/ml ; courbe ■) mais aussi à un plasma normal (·). Comme pour la déficience en FVIII en présence d'inhibiteurs, les temps au pic sont aussi diminués par rapport aux contrôles. Exemple 8 : Le GPAD-FXa corrige la présence d'inhibiteurs de la coagulation en génération de thrombine

Un essai de TGT a été réalisé en additionnant dans du plasma normal des doses thérapeutiques soit de Fondaparinux (^g/ml) soit de Rivaroxaban (0,35 μg/ml). La génération de thrombine est très diminuée aux concentrations d'inhibiteurs utilisées (figure 7, courbes 0 et Δ) par rapport à la courbe témoin (·). La supplémentation de GPAD-FXa (0,36 μg/ml) permet de restaurer signifie ativement une partie de la génération de thrombine (figure 7, courbes ♦ et ▲). Le GPAD-FXa semble plus efficace pour corriger la présence de Fondaparinux puisque plusieurs paramètres du TGT sont améliorés (temps de latence, hauteur du pic, aire sous la courbe et vélocité). La correction du Rivaroxaban intervient surtout sur la quantité de thrombine générée et non sur la cinétique de son apparition. La concentration molaire des inhibiteurs étant en grand excès par rapport à GPAD-FXa, la correction de la génération de thrombine demeure partielle par rapport au plasma témoin.

Exemple 9 : Le GPAD-FXa corrige la présence d'inhibiteurs de la coagulation en tests chronométriques

L'effet du GPAD-FXa en présence des inhibiteurs Fondaparinux (^g/ml) et Rivaroxaban (0,35 μg/ml) a été mesuré par les tests chronométriques de mesure du temps de prothrombine (PT) et du temps de céphaline activée (TCA) (figure 8). Comme déjà démontré, la présence de Fondaparinux (1 μg/ml) n'affecte pas le temps de prothrombine (Smogorzewska A et al. Arch Pathol Lab Med. 2006 130(11): 1605- 11). En conséquence, l'effet du GPAD-FXa ne peut être évalué. La présence de Rivaroxaban (0,35μg/ml) augmente le temps de prothrombine (de 13,75 à 32,3 s). La présence de GPAD-FXa ramène le temps de coagulation à 31,2 s soit une diminution de 4,5%.

La présence de Fondaparinux (1 μg/ml) augmente le TCA qui passe de 33,1 s à 37,3 s. La présence de GPAD-FXa permet de normaliser le TCA à 33,5 s en présence de cet inhibiteur. La présence de Rivaroxaban (0,35μg/ml) augmente très significativement le temps de prothrombine (de 33,1 à 63,25 s). La présence de GPAD-FXa permet de le diminuer à 56,65 s soit une diminution de 11 %.

Ces diminutions modestes de l'effet des inhibiteurs corrèlent avec les données obtenues dans l'exemple 8. Elles sont toutefois obtenues avec une dose de GPAD-FXa (0,36 μg/ml) beaucoup plus faible en molarité que celles des inhibiteurs (82 X et 115 X plus faible respectivement). Exemple 10 : Génération de constructions optimisées

La construction GPAD-FXa correspondant à la fusion de la chaîne légère tronquée du FX à la chaîne lourde sans ajout de séquence supplémentaire est appelée GPADl-FXa Cette fusion permet la formation naturelle d'une séquence protéique consensus correspondant à un site de clivage de la furine et qui sépare les deux chaînes. La construction GPAD-FXa contenant un site de furine supplémentaire à la séquence protéique correspondant à une séquence fusionnée entre la chaîne lourde et la chaîne légère tronquée est appelée GPAD2-FXa (figure 9).. Pour tenter d'améliorer la production de ces molécules, des versions optimisées ont été réalisées en introduisant plusieurs modifications : un peptide signal du MB7 remplace le peptide signal TIMP, et la séquence codante a été optimisée pour une expression dans un système eucaryote. Les deux molécules résultantes sont nommées GPADlopt-FXa et GPAD2opt-FXa (figure 9).

Par ailleurs, des structures de molécules GPAD3opt-FXa et GPAD3-2Fopt-FXa ont été réalisées soit en ajoutant un linker de taille variable se terminant par une arginine en amont du site RKR du peptide d'activation (Ll dans GPAD3opt-FXa), soit en ajoutant au même endroit des linkers débutant par la séquence RKR à l'extrémité N-terminale et se terminant par une arginine en C-terminale (L2 dans GPAD3-2Fopt-FXa, figure 9). Les molécules ont été exprimées de manière transitoire dans la lignée HEK293F et les taux de FX produits ont été mesurés par ELISA comme décrit dans l'exemple 1.

La comparaison de l'expression du GPADl-FXa et du GPAD2-FXa montre un léger avantage non significatif pour l'expression de GPAD2-FXa (figure 10 A). La comparaison de l'expression de GPAD2-FXa, GPADlopt-FXa et GPAD2opt-FXa montre elle, un avantage significatif à exprimer la molécule GPAD2opt-FXa (4,57 μg/ml) au lieu de 1,25 μg/ml de sa version non-optimisée (figure 10 B).

Exemple 11 : Activité chromogénique de GPAD2opt-FXa GPAD2opt-FXa produit dans HEK293 a été purifié suivant le protocole décrit dans l'article de Husi et al. J. Chromato 2001. Son activité chromogénique sur substrat Pefachrome 8595 a été mesurée comme décrit et comparée à celle d'un FXa plasmatique (figure 11). L'activité du GPAD2opt-FXa purifié est retrouvée identique à celle du FXa plasmatique. Ce résultat indique que l'activité enzymatique du GPAD2opt-FXa sur un petit substrat est identique à celle d'un FX plasmatique activé.

Exemple 12 : Effet de la co-expression de la furine sur l'activité TGT du GPAD2opt-FXa

Le GPAD2opt-FXa a été exprimé dans HEK en sur-exprimant la furine ou non par co- transfection. Les activités des deux GPAD2opt-FXa ont été évaluées en génération de thrombine dans un plasma déficient en FVIII après induction de la coagulation par la céphaline (figure 12). La molécule GPAD2opt-FXa permet de corriger efficacement le déficit en FVIII après une induction par la céphaline (♦). La co-expression avec la furine permet d'obtenir une molécule de GPAD2opt-FXa active ( ) plus précocement et plus intensément qu'une molécule produite sans co-exprimer la furine (♦). Ces résultats montrent que la présence de furine lors de la production améliore l'activité spécifique de la molécule produite.

Exemple 13 : Le GPAD2opt-FXa corrige la déficience en FVIII en génération de thrombine

Un essai de TGT a été réalisé en additionnant dans du plasma déficient en FVIII du GPAD2opt-FXa (figure 13 A et B). Le plasma contrôle (courbe ·) possède une activité TGT attendue. La déficience en FVIII (courbe o) abolit complètement la génération de thrombine induite par le mélange TF/PL ou par la céphaline (panel A et B, respectivement). La complémentation du plasma déficient par une dose thérapeutique de 1 U/ml de FVIII (courbe■) permet d'obtenir un signal très proche du signal obtenu par un plasma normal. La supplémentation par 0,1 U/ml de facteur VIII recombinant (courbe □) permet d'obtenir un signal significativement supérieur au plasma de contrôle mais inférieur à la normale. La supplémentation avec GPAD2opt-FXa (2 μg/ml, courbe♦) du plasma déficient en FVIII permet de restaurer significativement la génération de thrombine avec une célérité supérieure aux contrôles positifs en produisant toutefois une quantité de thrombine légèrement inférieure. Ce résultat indique que le GPAD2opt-FXa permet de restaurer une génération de thrombine significative en absence de FVIII.

Exemple 14 : Le GPAD2opt-FXa corrige la déficience en FIX en génération de thrombine

Un essai de TGT a été réalisé en additionnant dans du plasma déficient en FIX du GPAD2opt-FXa (figure 14 A et B). Le plasma contrôle (courbe ·) possède une activité TGT attendue. La déficience en FIX (courbe o) abolit complètement la génération de thrombine induite par le mélange TF/PL ou par la céphaline (panel A et B, respectivement). La complémentation du plasma déficient par des doses thérapeutiques soit de 1 U/ml de FIX (courbe■) soit de 0,1 U/ml de facteur IX plasmatique (courbe□) permet d'obtenir un signal supérieur au contrôle dans les deux cas. La supplémentation en GPAD2opt-FXa (2 μg/ml, courbe♦) permet de restaurer significativement une partie de la génération de thrombine. Cette restauration correspond quasiment à une substitution en FIX suite à l'induction par le FT alors qu'elle demeure moins importante après induction par la céphaline. Ce résultat indique que le GPAD2opt-FXa permet de restaurer une génération de thrombine significative en absence de FIX.

Exemple 15 : Le GPAD2opt-FXa ne corrige pas la déficience en FX en génération de thrombine Un essai de TGT a été réalisé en additionnant dans du plasma déficient en FX du GPAD2opt-FXa (figure 15 A et B). Le plasma contrôle (courbe ·) possède une activité TGT attendue. La déficience en FX (courbe o) abolit complètement la génération de thrombine induite par le mélange TF/PL ou par la céphaline (panel A et B, respectivement). La complémentation du plasma déficient par des doses thérapeutiques soit de 10 μg/ml de FX plasmatique (courbe ■) soit de 1 μg/ml de facteur X plasmatique (courbe □) permet d'obtenir un signal supérieur au contrôle suite à l'induction par la céphaline. Suite à une induction par du facteur tissulaire, le FX plasmatique à 1 μg/ml est cependant moins efficace qu'un plasma normal à générer de la thrombine. Quel que soit l'inducteur la supplémentation en GPAD2opt-FXa (2 μg/ml, courbe ) ne permet pas de restaurer de génération de thrombine. La courbe résultante ne se différencie pas du niveau basai. Ce résultat indique que le GPAD2opt-FXa de par son absence de domaine gamma-carboxylé ne permet pas de restaurer de génération de thrombine en absence de FX. Cette absence de supplémentation en facteur X indique que le GPAD2opt-FXa ne conduira pas à un surdosage en facteur X qui pourrait s'avérer thrombogène. D'autre part ce résultat permet de confirmer que les résultats obtenus en TGT ne correspondent pas à une génération de thrombine qui serait non spécifique.

Exemple 16: Construction de molécule de GPAD2opt-FXa fusionnée au scFc La molécule de facteur X sous sa forme activée possède une demi-vie très courte dans la circulation (Invanciu et al. Nat. Biotech. 2011). Afin d'augmenter la demi- vie circulante du GPAD2opt-FXa, des molécules chimériques fusionnées au domaine Fc des anticorps sous la forme d'une simple chaîne (scFc) ont été générées. Différentes combinaisons ont été testées avec la molécule GPAD2opt-FXa greffée soit en position N-Terminale soit en position C-Terminale (figure 16). De plus des linkers (1) entre le domaine scFc et la partie GPAD2opt-FXa ont été rajoutés (figure 16). Les molécules ont été produites dans la lignée HEK de manière similaire au GPAD2opt-FXa puis purifiées sur gel de protéine A dans un ratio de ΙΟΟμΙ de gel pour 1 mg de protéine. Elles ont été éluées en tampon Citrate 25 mM pH 3,0 en 4 fractions de 200μ1 qui sont poolées et immédiatement neutralisées avec 32 μΐ de Tris 2M pH 9,0. Les molécules ont ensuite été dialysées contre du tampon Hepes 25 mM, NaCl 175 mM, pH 7,4. Les molécules purifiées ont été dosées soit par reconnaissance de la partie FX comme décrit dans l'exemple 1 soit par dosage de la fraction Fc en utilisant le kit FastELISA, réf RDB-3257 (dosage des immunoglobulines G humaines, RD-Biotech, France) et en appliquant le protocole recommandé par le fournisseur. Les deux dosages permettent de trouver des valeurs similaires indiquant que la molécule chimérique est reconnue efficacement par ces deux méthodes. Par ailleurs le repliement de chacun des deux composants de la molécule doit s'effectuer de manière native pour que les deux révélations soient fonctionnelles. La qualité de la molécule scFcl-GPAD2opt-FXa est présentée figure 17 suite à une étape de purification sur gel de protéine A.

Exemple 17: Mesure de l'activité de la molécule scFcl- GPAD2opt-FXa en plasma déficient en FVIII La molécule scFcl-GPAD2opt-FXa sert de modèle pour l'étude de faisabilité d'une molécule long-lasting. Les propriétés de cette molécule purifiée sont comparées à celles du GPAD2opt-FXa.

La molécule scFcl- GPAD2opt-FXa a été comparée avec la molécule GPAD2opt-FXa dans un test de TGT en plasma déficient en FVIII par induction à la céphaline (Figure 18). La molécule chimérique a été utilisée de manière équimolaire (4 μg/ml) au GPAD2opt-FXa (2 μg/ml). Les deux molécules permettent d'obtenir une restauration de la génération de thrombine similaire indiquant que la partie scFc et le linker ne semblent pas gênants pour la fonction anti-hémophilique de la protéine.

Exemple 18 : Mesure de l'activité de la molécule scFcl- GPAD2opt-FXa en activité chromogénique en présence ou non de Rivaroxaban

L'activité chromogénique sur le substrat Pefachrome 8595 de la molécule scFcl- GPAD2opt-FXa purifiée a été mesurée comme décrit dans l'exemple 1 (figure 18). L'activité résultante a été comparée à celle du facteur Xa plasmatique. Les deux molécules ont une activité chromogénique similaire indiquant que le site catalytique de la molécule scFcl- GPAD2opt-FXa a conservé ses propriétés enzymatiques. Un essai similaire a été réalisé en ajoutant 0,35 μg/ml de Rivaroxaban au milieu réactionnel. Le Rivaroxaban inhibe les deux molécules avec une efficacité maximale puisque leurs activités chromogéniques après traitement sont de l'ordre du bruit de fond. Ce résultat indique que la molécule scFcl- GPAD2opt-FXa a conservé sa capacité à être inhibée par le Rivaroxaban.

Exemple 19 : Mesure de l'activité antidote de la molécule scFcl- GPAD2opt-FXa dans un test TGT

Un test de génération de thrombine sur un plasma normal contenant ou non du Rivaroxaban (0,25 μg/ml) a été pratiqué suite à une initiation soit par le mélange facteur tissulaire/phospholipides (figure 20A) ou de la céphaline (figure 20 B). A cette dose, le Rivaroxaban inhibe totalement la génération de thrombine issue de ce plasma (courbe O). L'ajout de concentration croissante de scFcl- GPAD2opt-FXa (25 ou 50 μg/ml) permet, en fonction de la dose, de restaurer la formation d'une quantité significative de thrombine et d'améliorer la cinétique de formation. La dose de 50 μg/ml permet de normaliser complètement la génération de thrombine induite par le mélange FT/PL et de corriger très significativement l'action du Rivaroxaban suite à une induction par la céphaline. Ces résultats indiquent que la molécule scFcl- GPAD2opt-FXa est un antidote efficace des nouveaux anticoagulants oraux.

Exemple 20: Effet de la longueur du peptide d'activation sur la structure du FXa

L'analyse en modélisation moléculaire de la structure du FXa fait apparaître que la longueur du peptide d'activation semble avoir un impact sur le repliement de la protéine. Ainsi lorsque nous supprimons le peptide d'activation (molécule GPAD1), nous observons une contrainte structurale forte sur le repliement de la molécule. Cette contrainte est représentée par la valeur élevée du RMSD (Root Mean Square Déviation) lors de la superposition du modèle structural GPAD1.M0013 sur la structure cristallographique du FXa, 2GD4 (chaîne principale) (Table V).

Table V: Valeur des RMSD du FX-WT et des molécules tronauées

Différentes molécules de FX tronquées ont été modélisées en utilisant la structure du FXa-WT 2GD4 comme matrice et les différences de RMSD ont été calculées par rapport à la valeur du FXa-WT (2GD4) cristallisé suite à la superposition du modèle sur la structure cristallographique.

Cette valeur de 1.095 est très supérieure à celle du modèle 3D du FXa contenant toute la séquence du peptide d'activation, GDFXa.M0015 (0.297). Les mêmes analyses ont été réalisées sur des modèles 3D contenant, à la place de la séquence du peptide d'activation, le linker RKR(GPAD2.M0025), des linkers courts GSSGR et GGSR (GPAD3_GSSG.M0028 et GPAD3_GGS.M0029) ou un linker long GGGGSGGGGSR (SEQ ID NO :91) (GPAD3_G4S2.M0020 et GPAD3_G4S2.M0006). Nous avons observés que les linkers RKR et GGSR conservent une contrainte structurale significative sur le repliement bien que moins élevée que celle du GPAD1. En revanche les valeurs de RMSD des linkers GSSGR et GGGGSGGGGSR (SEQ ID NO :91) sont faibles et proche de celle du modèle contenant la séquence complète du peptide d'activation considéré comme non contraint, indiquant que l'ajout de ces 2 linkers permet de ne pas contraindre le repliement de la molécule GPAD. La présence de linker pourrait permettre une meilleure biosynthèse de la protéine, une meilleure productivité et un maintien de l'activité enzymatique.