Das Wissen über die molekularen und biochemischen Grundlagen z. B. über die Entstehung von Krankheiten hat durch die Entschlüsselung des menschlichen Erbguts im Rahmen des Humanen Genom-Projekts in den letzten Jahren sprunghaft zugenommen. Von Interesse sind zur Zeit hier insbesondere mit den Begriffen"Functional Genomics"bzw."Proteomics" verbundene Verfahren, bei denen entweder z. B. die in einer Zelle vorhandenen oder zu einem bestimmten Zeitpunkt exprimierten Gene oder die entsprechenden Proteine untersucht und nachgewiesen werden.

Für die Untersuchung z. B. des Expressionsmusters einer Zelle anhand von Nukleinsäuren oder allgemein zum Nachweis von Nukleinsäuren werden heute meistens optische Verfahren eingesetzt. Dazu werden vorzugsweise kleine Mengen an unterschiedlichen als Fängermoleküle dienenden einzelsträngigen Nukleinsäuremoleküle punktförmig in einem geordneten Raster (Array) von z. B. einige 10,100 oder 1000 Punkten (Dots) auf einer Oberfläche beispielsweise aus Glas, Kunststoff, Gold oder auch anderen Materialien immobilisiert (siehe beispielsweise [1], [2] ). Anschließend wird ein Analyt (d. h. eine zu untersuchende Flüssigkeit), der mit einem Fluoreszenzfarbstoff markierte Nukleinsäuren enthält, über

diese Oberfläche gepumpt. Dabei können Nukleinsäuren mit zu ihnen komplementären Fängermolekülen doppelsträngige Hybridmoleküle an der Oberfläche des Trägers ausbilden. Nach Anregung der Fluoreszenz-Markierung mittels eines Lasers und nachfolgender Messung des optischen Fluoreszenzsignals wird aufgrund der erfassten, emittierten Lichtstrahlen bestimmt, ob ein nachzuweisender DNA-Strang mit der entsprechend vorgegebenen Sequenz in dem Analyten enthalten ist oder nicht.

Proteine können ebenfalls mit optischen Erfassungsverfahren, die auf der Immobilisierung eines Fängermoleküls auf einer Oberfläche eines Trägers aus Glas, Plastik, Siliziumdioxid oder Metal beruhen, erfasst werden. Auch hierbei werden Markierungen, die ein optisches Signal wie ein Fluoreszenz- Signal aussenden, mit Hilfe einer Anregungseinheit wie einem Laser und einer externen Erfassungseinheit für die emittierte Strahlung erfasst (vgl. z. B. [3], [4]).

Diese optischen Verfahren sind in der Regel sehr aufwändig, da z. B. eine sehr genaue Justierung des Erfassungsmittels zum Erfassen der emittierten Lichtstrahlen erforderlich ist, damit diese Lichtstrahlen korrekt positionsspezifisch erfasst werden können. Ferner sind diese Verfahren auch deshalb nachteilig, weil die Fluoreszenzstrahlung durch externe Spektrometer oder CCD-Kameras nachgewiesen wird.

Diese sind teuer und aufwändig im Betrieb.

Andere Vorschläge gehen dahin, makromolekulare Biopolymere an Oberflächen elektronisch durch Messung von durch Redox-aktive Markierungen hervorgerufenen Strömen oder durch Impedanzmessung nachzuweisen. Dadurch entfällt sowohl die aufwändige optische Anordnung (Laser, Scanner,

Justiervorrichtungen) für das Auslesen der Träger-Oberflächen als auch das Nachbearbeiten der dabei entstehenden Fluoreszenzbilder der reaktiven Oberflächen. Man erhält statt dessen direkt ein elektronisches Signal, das graphisch dargestellt und weiterverarbeitet werden kann.

So ist z. B. aus [5] ein Verfahren zum Erfassen von oder DNA- Molekülen bekannt, bei dem zur Erfassung Biosensoren eingesetzt werden, die auf Elektrodenanordnungen beruhen.

Fig. 2a und Fig. 2b zeigen einen solchen Sensor, wie er in [5] beschrieben ist. Der Sensor 200 weist zwei Elektroden 201, 202 aus Gold auf, die in einer Isolatorschicht 203 aus Isolatormaterial eingebettet sind. An die Elektroden 201,202 sind Elektroden-Anschlüsse 204,205 angeschlossen, an denen das an der Elektrode 201,202 anliegende elektrische Potential zugeführt werden kann. Die Elektroden 201,202 sind als Planarelektroden angeordnet. Auf jeder Elektrode 201,202 sind DNA-Sondenmoleküle 206 immobilisiert (vgl. Fig. 2a). Die Immobilisierung erfolgt gemäß der sogenannten Gold-Schwefel- Kopplung. Auf den Elektroden 201,202 ist der zu untersuchende Analyt 207, aufgebracht. Der Analyt kann dabei beispielsweise eine elektrolytische Lösung verschiedener DNA- Moleküle sein.

Sind in dem Analyt 207 DNA-Stränge 208 mit einer Sequenz enthalten, die zu der Sequenz der DNA-Sondenmoleküle 206 komplementär ist, so hybridisieren diese DNA-Stränge 208 mit den DNA-Sondenmolekülen 206 (vgl. Fig. 2b).

Eine Hybridisierung eines DNA-Sondenmoleküls 206 und eines DNA-Strangs 208 findet nur dann statt, wenn die Sequenzen des jeweiligen DNA-Sondenmoleküls 206 und des entsprechenden DNA-

Strangs 208 zueinander komplementär sind. Ist dies nicht der Fall, so findet keine Hybridisierung statt. Somit ist ein DNA-Sondenmolekül einer vorgegebenen Sequenz jeweils nur in der Lage einen bestimmten, nämlich den DNA-Strang mit jeweils komplementärer Sequenz zu binden, d. h. mit ihm zu hybridisieren.

Findet eine Hybridisierung statt, so verändert sich, wie aus Fig. 2b ersichtlich, neben anderen elektrischen Parametern auch die Kapazität zwischen den Elektroden. Diese Änderung der Kapazität kann als Messgröße für die Erfassung von DNA- Molekülen herangezogen werden.

Weiterhin sind Sensoren bekannt, bei denen ein Reduktions- /Oxidations-Recycling-Verfahren zum Erfassen makromolekularer Biopolymere verwendet wird (vgl. z. B. [6,7]. Bei diesem Verfahren befindet sich beispielweise an den zu erfassenden Proteinen eine redoxaktive Markierung. Nach der Bindung der zu erfassenden Proteine an Fängermoleküle wird durch diese Markierung ein Zyklus aus Oxidation und Reduktion von geeigneten Molekülen ausgelöst, der zu einem für den Nachweis der Proteine verwendeten elektrischen Kreisstrom führt. Bei diesem Verfahren werden zur Erfassung dieses Kreisstromes Elektrodenanordnungen verwendet.

Die für die vorstehenden elektronischen Verfahren eingesetzten Biosensoren basieren ferner auf Substraten/Chips, die aus anorganischen halbleitenden Materialien wie Silizium hergestellt werden. Dabei kann das halbleitende Material entweder als reines. Trägermaterial für die Sensoren genutzt werden, oder es werden im Rahmen des Halbleiter-Herstellungsprozesses zusätzlich zu Erfassungseinheiten wie Elektroden integrierte Schaltungen

z. B. mittels der CMOS-Technologie hergestellt. Die letztgenannte Sensorart kann man aufgrund der integrierten Schaltungen auch als aktive Sensoren bezeichnen. Diese Sensoren besitzen gegenüber passiv arbeitenden Sensoren den Vorteil, auch schwache Sensorsignale direkt On-Chip verstärken, be-und verarbeiten zu können. Damit kann z. B. ermöglicht werden, aktive Sensoren mit signifikant kleinerer Sensorfläche und/oder wesentlich höherer Empfindlichkeit und Störsicherheit gegenüber passiven Varianten herzustellen.

Allerdings sind zur Herstellung solcher aktiven Halbleiter- Sensoren teure CMOS-Prozesse erforderlich. Dies lässt sie ungeeignet für bestimmte biotechnologische und biochemische Anwendungen erscheinen, denn diese Anwendungen erfordern in der Regel einen Sensor, der nur einmal verwendet wird und somit preisgünstig sein sollte. Ein Grund für die nur einmalige Verwendung von Sensoren liegt darin, dass man dadurch mögliche chemische/biologische Querkontamination der genutzten Flächen von Versuch zu Versuch und daraus resultierende falsche Ergebnisse ausschließen will.

Biosensoren auf Basis passiver Halbleiter-Chips, d. h.

Sensoren, die keine integrierten Schaltungselemente aufweisen, erfordern großflächige Erfassungselemente, um ein bestimmtes Maß an Empfindlichkeit und Dynamik garantieren zu können. Der Verzicht auf On-Chip-Signalvorverarbeitung mit Hilfe integrierter Schaltungen z. B. auf Basis eines CMOS- Prozesses verringert zwar die Herstellungskosten solcher Biosensoren gegenüber aktiven Halbleiter-Chips. Allerdings' können solche Sensoren grundsätzlich nicht die Leistungsfähigkeit von Sensoren mit aktiven Chips erreichen.

Ferner sind die Anforderungen an die für Betrieb und Auslesung erforderlichen externen Geräte größer, und die

Störungsanfälligkeit durch eingestrahlte elektromagnetische Strahlung z. B. durch in der Nähe befindlicher Netzteile handelsüblicher elektronischer Geräte ist größer.

Eine andere Möglichkeit, die z. B. der sogenannte eSENSÖR von der Firma Motorola nutzt, besteht darin, auf Leiterplatten Goldelektroden aufzubringen. Über der Leiterplatte wird eine zur Oberfläche offene Mikrofluidik-Kammer angebracht, in die der Analyt gepumpt werden kann. Von den einzelnen Elektroden gehen elektrische Verbindungen isoliert zum Rand der Leiterplatte, wo sich Kontakte befinden. Darüber kann die Verbindung zu einem separaten elektronischen Auslesegerät hergestellt werden [vgl. 8,9]. Durch aufwändige Verfahren bei der Präparation der Oberfläche und der biochemischen Markierung des Analyten kann erreicht werden, dass das Lesegerät einen Unterschied im Lesestrom zwischen solchen Elektroden feststellen kann, auf denen eine Reaktion stattgefunden hat und solchen, an deren Oberfläche keine Reaktion stattgefunden hat.

Das Prinzip des eSENSORs ist aufgrund der externen Anordnung der Messelektronik jedoch erstens wesentlich unempfindlicher und zweitens weniger robust gegenüber elektromagnetisch eingestrahlten Störungen als ein Sensor, bei dem eine Signalverarbeitung in unmittelbarer räumlicher Nähe zum Sensor stattfindet. Darüber hinaus müssen die Elektrodenflächen relativ groß sein, um ein messbares und vor allem vom Sensor ableitbares Signal zu erhalten.

Nachteilig für passive Halbleiter-Sensoren und Sensoren gemäß dem eSENSOR-Prinzip ist ferner, dass mit der benötigten Fläche auch das für eine Messung und erfolgreiche Erfassung erforderliche Probenvolumen ansteigt. Bei nur kleinen

verfügbaren Probenvolumina sind solche Sensoren daher nur schlecht, wenn überhaupt geeignet.

Des weiteren ist aus [10] ein selbstleitender (Depletion- Mode) FET bekannt, in dem die Gate-Elektrode entfernt wurde und der zur Erfassung von makromolekularen Biopolymeren wie Nukleinsäuren und Proteinen eingesetzt werden kann.

Nachteilig an dem als Sensor eingesetzten FET ist, das ein aufwändiges Verfahren zu seiner Herstellung notwendig ist und das aufgrund des Fehlens der Gate-Elektrode keine Herstellung darüberliegender Ebenen (Metallisierung) möglich ist. Um solche Transistoren dennoch verdrahten zu können, muss die Ebene des Gate-Dielektrikums entweder nach erfolgter Metallisierung freigelegt werden. Diese Möglichkeit bedeutet hohen technischen Aufwand und damit erhöhte Kosten.

Schließlich ist aus [11] ebenfalls ein FET mit entfernter Gate-Elektrode offenbart, bei dem Nanopartikel zur Ausbildung der FETs verwendet werden.

[23] offenbart einen Messschaltkreis mit einem Biosensor unter Verwendung eines Ionen-sensitiven Feldeffekttransistors.

[24] offenbart ein Verfahren zum Verbessern der Leistungsfähigkeit von organischen Dünnschichttransistoren.

[25] offenbart ein Verfahren zum Herstellen eines Biosensors mit planarisierter Fläche, welche die Gefahr des Einreißens von biologischen oder biochemischen Membranen verhindert.

[26] offenbart ein Chlorid-freies Verfahren zum Herstellen von Alkylsilanen, geeignet für mikroelektronische Anwendungen.

[27] offenbart einen Ionensensor mit einem Feldeffekttransistor, welcher Ionensensor dafür ausgelegt ist, eine Ionenkonzentration einer zu untersuchenden Probenflüssigkeit zu bestimmen.

[28] offenbart einen Gegenstand mit einem organischen Dünnschicht-Transistor.

[29] offenbart ein Verfahren zum Herstellen einer integrierten CMOS-Schaltung mit einem ISFET und mit einem Auswertungs-MISFET in Polysiliziumtechnologie.

Der Erfindung liegt das Problem zugrunde, ein alternatives Verfahren sowie einen alternativen Sensor für die Erfassung von makromolekularen Biopolymeren bereitzustellen.

Das Problem wird durch die Verfahren, den Biosensor zur Erfassung makromolekularer Biopolymere und die Schaltungsanordnung mit den Merkmalen gemäß den unabhängigen Patentansprüchen gelöst.

Bei dem ersten der Verfahren zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren wird ein Feldeffekt-Transistor verwendet, der einen Gatebereich, eine ersten Source/Drain- Bereich, einen zweiten Source/Drain-Bereich, einen Body- Bereich sowie einen Detektionsbereich aufweist. Dabei weist a) der Body-Bereich des Transistors ein organisches Material auf, b) ist der Detektionsbereich als Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren

ausgestaltet, und c) bildet der Detektionsbereich eine Grenzfläche zum Bodybereich aus, wobei diese Grenzfläche derjenigen Grenzfläche gegenüberliegt, die der Bodybereich mit dem Gate-Dielektrikum ausbildet (vgl. Fig. la bis Fig. lc ; Fig. 3).

Bei diesem Verfahren sind auf dem Detektionsbereich erste Moleküle immobilisiert. Dabei sind die ersten Moleküle zu erfassende makromolekulare Biopolymere oder Bindungsmoleküle, an welche die zu erfassenden makromolekularen Biopolymere binden können.

Bei dem zweiten Verfahren zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren wird ebenfalls ein Feldeffekt-Transistor verwendet, der einen Gatebereich, einen ersten Source/Drain- Bereich, einen zweiten Source/Drain-Bereich, einen Body- Bereich sowie einen Detektionsbereich aufweist. Dabei weist ferner a) der Body-Bereich ein organisches Material auf und b) ist der Detektionsbereich ebenfalls als Einheit zum Immobilisieren von makromolekularen Biopolymeren ausgestaltet. Allerdings greift dieses Verfahren auf eine andere Transistorgeometrie zurück, denn im Unterschied zu dem ersten Verfahren bildet der Detektionsbereich eine Grenzfläche zum Gate-Bereich aus, wobei diese Grenzfläche derjenigen Grenzfläche gegenüberliegt, die der Gate-Bereich mit dem Gate-Dielektrikum ausbildet (vgl. Fig. ld bis Fig. lf).

Wie beim ersten Verfahren sind auch bei dem zweiten Verfahren auf dem Detektionsbereich erste Moleküle immobilisiert, die zu erfassende makromolekulare Biopolymere oder Bindungsmoleküle sind, an welche die zu erfassenden makromolekularen Biopolymere binden können.

Bei beiden Verfahren wird (mindestens) eine erste elektrische Messung mit dem Transistor durchgeführt, und zwar nach der Immobilisierung der ersten Moleküle auf dem Detektionsbereich. Dann wird der Detektionsbereich mit einer Probe, die zweite Moleküle enthalten kann, in Kontakt gebracht, wobei die zweiten Moleküle zu erfassende makromolekulare Biopolymere oder Bindungsmoleküle sind, an die zu erfassenden makromolekularen Biopolymere binden können. Dadurch können sich Komplexe aus ersten und zweiten Molekülen ausbilden. Anschließend wird bei dem Verfahren (mindestens) eine zweite elektrische Messung mit dem Transistor durchgeführt, und die makromolekularen Biopolymere werden mittels eines Vergleichs des Ergebnisses der ersten elektrischen Messung mit dem der zweiten elektrischen Messung durch deren Auswirkung auf die Transistorcharakteristik erfasst.

Der Biosensor zum Erfassen von makromolekularen Biopolymeren weist einen Träger auf, einen auf dem Träger aufgebrachten Gatebereich, einen auf dem Gatebereich aufgebrachten ersten und zweiten Source/Drain-Bereich und einen zwischen dem ersten und zweiten Source/Drain-Bereich befindlichen Bodybereich und einem auf dem Bodybereich angeordneten Body- Anschluss. Dabei weist der Body-Bereich ein organisches Material auf. Der Body-Anschluss ist derart eingerichtet, dass darauf makromolekulare Biopolymere immobilisiert werden können.

Die Schaltungsanordnung weist einen Biosensor und eine Auswerteschaltung auf, die mit dem Biosensor gekoppelt ist.

Der Biosensor weist seinerseits einen Träger auf, einen auf dem Träger aufgebrachten Gatebereich, einen auf dem Gatebereich aufgebrachten ersten und zweiten Source/Drain-

Bereich, einen zwischen dem ersten und zweiten Source/Drain- Bereich befindlichen Bodybereich, wobei der Body-Bereich ein organisches Material aufweist, sowie einen auf dem Bodybereich angeordneten Body-Anschluss, der derart eingerichtet ist, dass darauf makromolekulare Biopolymere immobilisiert werden können.

Anschaulich ausgedrückt beruht das vorliegende Verfahren sowie der Biosensor der Erfindung zum großen Teil auf zwei Erkenntnissen. Die erste Erkenntnis ist, dass die Änderungen, die eine Komplexbildung zwischen einem makromolekularen Biopolymer und einem Bindungsmolekül, das eine (spezifische) Affinität für das makromolekulare Biopolymer aufweist, einen großen Einfluss auf die Charakteristiken eines Feldeffekt- Transistors wie die Transferkennlinie (Drainstrom gegen Gatespannung) ausübt. Die zweite Erkenntnis ist, dass mit einem Feldeffekt-Transistor, der einen Gate-Bereich/eine Gate-Elektrode besitzt, ein Vier-Terminal-Sensor" ausgebildet werden kann, bei dem ein vierter Anschluss, z. B. die dem Gate gegenüberliegende Oberseite des Bodybereichs, direkt zur Erfassung genutzt werden kann (vgl. Fig. 3). Dieser Anschluss kann als Body-oder Substratanschluss bezeichnet werden.

Die Verwendung einer Gate-Elektrode hat den Vorteil, dass dadurch eine eventuelle Drift des Bauteils in der Umgebung biologischer Medien auf einfache Weise nachträglich kompensiert werden bzw. der Sensortransistor mit einfachen Mitteln in einen für die Signalerfassung optimal sensitiven Arbeitspunkt gebracht werden kann. Dies ist bei Transistoren ohne Gate-Elektrode nicht möglich, da diese auf Grund der fehlenden Gate-Elektrode nicht steuerbar sind.

Die Verwendung einer separat durch eine frei wählbare Spannung ansteuerbare Gate-Elektrode hat ferner den Vorteil, dass dadurch der Transistor in einen Arbeitspunkt gebracht werden kann, in welchem sich Änderungen der den Transistorstrom oder andere elektrische Transistorparameter bestimmenden Steuergrößen möglichst stark oder auch weniger stark auswirken. So kann durch die Wahl eines geeigneten Arbeitspunktes die Sensitivität des Transistors maximiert werden, was hilfreich ist, wenn sehr kleine Änderungen detektiert werden sollen. Andererseits kann eine geringere Sensitivität gewünscht sein, wenn Sensorsignale innerhalb eines sehr großen dynamischen Bereiches, so z. B. Änderungen über mehrere Größenordnungen, betrachtet werden sollen. Die Steuergröße ist dabei vorzugsweise die Änderung der Transistorparameter durch die biochemischen Vorgänge auf der Bodybereich.

Im vorliegenden Verfahren und dem Biosensor kann prinzipiell jeder Feldeffekt-Transistor eingesetzt werden, bei dem der Body-Bereich ein organisches Material aufweist. Unter dem Body-Bereich wird im Sinne der Erfindung derjenige Bereich verstanden, in dem sich der Kanal des Transistors ausbilden kann.

In einer bevorzugten Ausgestaltung der hier offenbarten Verfahren bzw. des Biosensors wird ein Transistor verwendet, bei dem der Body-Bereich des Transistors von einer Schicht mit einem organischen halbleitenden Material gebildet wird.

Vorzugsweise ist ein derartiger Transistor ein sogenannter organischer Dünnfilm-Transistor.

Diese hier bevorzugt eingesetzten Transistoren sind prinzipiell z. B. aus [12] bis [14] bekannt. Sie können zum

einen Transistoren sein, bei denen lediglich eine Schicht mit halbleitenden organischen Material vorhanden ist, wie die z. B. in [12] und [13] beschriebenen. Bei diesen Transistoren ist auf einem geeigneten Träger zunächst ein metallischer Gatebereich oder eine Gate-Elektrode (z. B. aus Nickel) aufgebracht (vgl. Fig. 1), über der sich eine Schicht aus einem Dielektrikum sowie die Bereiche für Source und Drain befinden. Das Dielektrikum kann dabei aus einem anorganischen Isolatormaterial wie Siliziumdioxid oder Siliziumnitrid bestehen. Allerdings ist es auch möglich, die Schicht des Dielektrikums aus oder mit einem dielektrischen Kunststoffmaterial wie Polyvinylalkohol, Poly-4-hydroxystyrol oder Polyvinylidenfluorid auszubilden. Die Bereiche . (Elektroden) für Source und Drain können beispielsweise aus Palladium oder Platin hergestellt sein. Zwischen Source und Drain befindet sich (als einzige organische elektrisch aktive Schicht) eine Schicht aus dem organischen Halbleiter Pentazen, die folglich den Body-Bereich des Transistors bildet. Gegebenenfalls kann über dieser halbleitenden Schicht eine Passivierungsschicht aus einem elektrisch isolierenden anorganischem Material wie Siliziumdioxid oder einem isolierenden Polymermaterial wie wiederum z. B.

Polyvinylalkohol, Poly-4-hydroxystyrol oder Polyvinylidenfluorid ausgebildet sein.

Als organisches halbleitendes Material kann bei dem hier beschriebenen Transistor und Biosensor prinzipiell jedes organische Material eingesetzt werden, das elektrische Eigenschaften und Verhalten eines Halbleiter-Materials zeigt.

Vorzugsweise wird das halbleitende organische Material aus der Gruppe ausgewählt, die aus Pentazen, Anthrazen, Tetrazen, Oligothiophen, Polythiophen, Polyanilin, Poly-p-phenylen,

Poly-p-phenylvinylen, Polypyrrol, Phthalocyanin, Porphyrin und Derivaten davon besteht. Daraus wird ersichtlich, dass das halbleitende Material ein molekulares System"wie Pentazen, Anthracen, Tetracen, Phthalocyanin, Porphyrin oder Oligothiophen sein kann oder ein"polymeres System" (eine oder mehrere Polymerverbindungen) wie z. B. Polythiophen, Polyanilin, Poly-p-phenylen, Poly-p-phenylvinylen, Polypyrrol sein kann.

Ein weiteres Beispiel für ein in Monomerform vorliegendes Material sind die Fullerene wie C60, C70, C76- (Buckminster)- Fullerene. Ein Beispiel für geeignete Derivate eines der oben genannten Materialien sind das zuvor schon genannte Poly (9,9- dioctylfluoren-co-bithiophen), Poly (3-alkyltiophene) wie Poly (3-hexylthiophen) oder Poly (3-octylthiophen). Ein Beispiel für Oligothiophene sind Verbindungen mit 1 bis 10 Thiophen-Einheiten, vorzugsweise 6 Thiophen-Einheiten.

Beispiele für halbleitende Phthalocyanine oder Porphyrine sind die entsprechenden (metallorganischen) Komplexe des Kupfers wie Kupferphthalocyanin oder Perfluorokupferphthalocyanin. Es ist im Sinne der Erfindung möglich, die halbleitenden organischen Materialien alleine, oder, falls gewünscht, auch als Mischungen aus mindestens zwei solcher Materialien einzusetzen.

Des weiteren können bei den Verfahren der Erfindung auch Feldeffekt-Transistoren eingesetzt werden, bei denen der Body-Bereich ein organisches inertes Polymermaterial als (elektrisches inertes) Matrixmaterial aufweist, in das anorganische halbleitende Partikel eingebettet sind. Auch diese Transistoren sind daher Polymer-Transistoren im Sinne der Erfindung.

Bei der den Body-Bereich bildenden Schicht werden die Halbleiter-Eigenschaften folglich von anorganischen halbleitenden Materialien erfüllt. Dabei kann jedes bekannte anorganische halbleitende Material eingesetzt werden.

Allerdings finden, unter anderem aus Kostengründen, vorzugsweise gängige Halbleitermaterialien wie Silizium, Siliziumcarbid, Germanium, Galliumarsenid, Galliumnitrid, Indiumphosphid, Cadmiumselenid oder Mischungen davon Anwendung in der vorliegenden Erfindung. Ein besonders bevorzugtes Material ist polykristallines Silizium, das unter anderem als Abfall in der Herstellung von Silizium- Einkristallen beim Zonenschmelzen anfällt und das für die Verwendung als anorganisches Halbleitermaterial hier lediglich zerkleinert werden muss. Das Halbleitermaterial kann dotiert oder undotiert sein.

Die Partikelgröße des hier verwendeten anorganischen halbleitenden Materials beträgt im allgemeinen zwischen 100 gm und 1 nm, vorzugsweise zwischen 50 ßm und 0,1 ßm oder 0,05 ßm. So können z. B. auch n-und p-leitfähige Nanopartikel, wie in [15] beschrieben, die in eine organische Matrix eingebettet sind, verwendet werden.

Als elektrisch inertes organisches Matrixmaterial kann prinzipiell jedes der Polymermaterialien verwendet werden, die nachfolgend als Polymermaterialien zur Ausbildung des Gate-Dielektrikums bei Transistoren oder als Trägermaterial des Biosensor genannt werden.

In einer weiteren Ausführungsform des Transistors, dessen Body-Bereich von einer Schicht gebildet wird, bei der anorganische halbleitende Partikel in ein organisches Matrixmaterial eingebettet sind, kann diese Schicht ein

unterstützendes halbleitendes organisches Material (als Matrixmaterial) enthalten. Dieses Material kann eines oder mehrere der oben genannten organischen halbleitenden Polymere wie Polythiophen, Polyanilin, Poly-p-phenylen und dgl. sein.

Gleichfalls können auch monomere bzw. niedermolekulare, unterstützende (halbleitende) organische Additive wie Pentazen oder Oligothiophene (beispielsweise mit 1 bis 10 Thiophen-Einheiten, vorzugsweise 6 Thiophen-Einheiten) als derartiges organisches Material enthalten sein. Der Anteil solcher unterstützenden Polymere und Additive in der halbleitenden Schicht beträgt in der Regel ungefähr 0,5 bis 25 Vol.-%, vorzugsweise maximal 10 Vol.-%.

Die hier bevorzugt verwendeten Transistoren können auch vollständig aus organischen Materialien, vorzugsweise organischen Polymer-und Oligomer-Materialien gebildet werden.

So können z. B. wie in [14] beschrieben, auf einem Träger Source-, Gate-und Drain-Bereich aus einem elektrisch leitenden Polymermaterial wie Poly (3,4-ethylenedioxythiophen, das mit Polystryolsulfonsäure (PEDOT/PSS) dotiert ist, aufgebracht sein. Der Bodybereich kann wiederum z. B. aus Pentazen oder einem Oligomermaterial wie Poly (9,9- dioctylfluoren-co-bithiophen) (F8T2) hergestellt sein.

Die Schicht des Gate-Dielektrikums sowohl solcher Transistoren als auch die der oben beschriebenen Transistoren, bei denen organische und anorganische Materialien kombiniert werden, kann aus einem dielektrischen organischen Polymermaterial bestehen. Beispiele für hier einsetzbare Polymermaterialien sind gängige dielektrische Kunststoffe wie Epoxidharze, Polyalkylene wie Polyethylen-

oder Polypropylenharze, Polyvinylalkohole, Polystyrole, Polyurethane, Polyimide, Polybenzoxazole, Polythiazole, Polyether, Polyetherketone, Polyacrylate, Polyterephthalate, Polyethylennaphthalat, Polycarbonate aller Art und andere bekannte derartige Kunststoffe, wie sie beispielsweise in [16] beschrieben sind. Die verwendeten organischen Polymere können dabei vorzugsweise trockenbare und härtbare Materialien, vorzugsweise IR-und/oder UV-härtbare Polymere wie Polystyrole, Epoxidharze, Polyalkylene, Polyimide, Polybenzoxazole, Polyacrylate sein, da diese bei der Herstellung der Transistoren einfach zu verarbeiten sind.

Die Verwendung von Transistoren, die zum Teil oder vollständig aus organischen Materialien bestehen und nachfolgend auch vereinfachend als Polymer-Transistoren bezeichnet werden, bietet mehrere Vorteile.

Erstens erlauben sie die Verwendung von zahlreichen mit biologischen Reaktionen kompatiblen Materialien wie Silber, welches für die Ausbildung einer Referenzelektrode auch chloriert werden kann (Ag/AgCl Elektrode), oder Titan, TiN (das auch metallisch und ein relativ wichtiges Material ist), Gold, Platin oder Iridium bzw. auch leitende oxidische Materialien, wie beispielsweise Indiumzinnoxid (ITO), die mit den üblichen in der traditionellen Halbleiter-Fertigung eingesetzten Prozessen wie z. B. dem Herstellungsprozess von aktiven CMOS-Sensoren (Chips) zum Teil nicht oder kaum kompatibel sind. So ermöglicht die Verwendung der vorliegenden Polymer-Transistoren die Verwendung von Silber als Elektrodenmaterial, z. B. in Form eines Silberdrahts oder einer Silberelektrode (s. o. ). Dieser kann zum einen direkt auf dem Trägermaterial aufgebracht oder in dieses integriert sein. Eine solche Elektrode kann z. B. auch als

Referenzelektrode, in einem Gehäuse des Sensors oder einer separaten Kammer, die z. B. den Reaktionsraum von der Auswerteschaltung trennt, angebracht sein. Für die Ausbildung einer Referenzelektrode muss dieses Material noch einem Chlorierungsschritt unterzogen werden.

Zweitens können derartige Polymer-Transistoren und somit auch die auf ihnen basierende hier offenbarten Sensoren mittels Drucktechniken wie Tintenstrahldruck hergestellt werden, was eine erhebliche Vereinfachung des Herstellungsprozesses sowie eine Verringerung der Kosten mit sich bringt.

Drittens kann mit Hilfe der organischen halbleitenden Materialien der Bodybereich des Transistors als sehr dünne Schicht ausgebildet sein. So haben im Rahmen der Erfindung gemachte Untersuchungen ergeben, dass für den Bodybereich eine Schichtdicke im Bereich von 10 bis 50 nm ausreichend ist, um eine Funktion des Transistors zu gewährleisten. Der eigentliche Stromtransport findet nur innerhalb weniger Monolagen des organischen Halbleiters an der Grenze zum Gatedielektrikum statt. Prinzipiell kann der Body-Bereich jedoch beliebig dick (einige 100 ßm) gemacht werden, sofern auftretende Leckströme den Off-Strom des Transistor nicht über ein tolerables Maß erhöhen. Der Bodybereich kann jedoch auch eine größere Dicke aufweisen, solange damit noch eine zufriedenstellende Nachweisempfindlichkeit, wie nachfolgend erläutert wird, erzielt werden kann.

In einer Ausgestaltung des Verfahrens bzw. des Biosensors bildet, wie bereits erwähnt, der Detektionsbereich eine Grenzfläche zum Bodybereich aus, wobei diese Grenzfläche derjenigen Grenzfläche gegenüberliegt, die der Bodybereich mit dem Gate-Dielektrikum ausbildet. Dies ist bei einer

Transistorgeometrie gegeben, bei der der Detektionsbereich auf dem Bodybereich des Transistors angeordnet ist, und der Bodybereich sich wiederum oberhalb des Gatebereichs befindet (vgl. Fig. la bis Fig. lc). Bei der zweiten Transistorgeometrie, bei der der Detektionsbereich eine Grenzfläche zum Gate-Bereich ausbildet und diese Grenzfläche derjenigen Grenzfläche gegenüberliegt, die der Gate-Bereich mit dem Gate-Dielektrikum ausbildet (vgl. Fig. ld bis Fig. lf), befindet sich Bodybereich unterhalb des Gatebereichs, der Detektionsbereich jedoch oberhalb des Gatebereichs angeordnet ist (vgl. Fig. l). Bei diesem Aufbau kann sich der Detektionsbereich (die"Sensor-Fläche") z. B. auch seitlich neben der gedachten Verbindungslinie zwischen dem Source-und Drain-Gebiet befinden. Beispielsweise kann sich der Detektionsbereich dann in einem Bereich nahe dem Transistorkanal befinden, in dem das Bodymaterial nicht von der Gate-Elektrode überdeckt wird, oder bildlich gesprochen, aus dem Transistor hinausschauen oder eine Insel"bilden.

Bei dem Verfahren wird bei der elektrischen Messung vorzugsweise eine Veränderung der Impedanz oder Kapazität an der Oberfläche des Detektionsbereichs gemessen, die durch die Ausbildung von Komplexen aus zu erfassenden makromolekularen Biopolymeren und Bindungsmolekülen bewirkt wird.

Bei einer Ausgestaltung des Verfahrens wird bei der elektrischen Messung die Leitfähigkeit (des Kanals) des Transistors bei vorgegebener Gate-, Drain-, und Sourcespannung oder die Schwellenspannung des Transistors ermittelt. Als elektrische Parameter können hierzu a) der Strom, der durch den Transistor fließt, b) die effektive Steuerspannung, die nötig ist, damit der Transistor einen bestimmten Strom führt, oder c) die Spannung an einer der

Steuerelektroden, die nötig ist, damit der Transistor einen bestimmten Strom führt, ermittelt werden.

In einer bevorzugten Ausgestaltung des Verfahrens wird die Gateelektrode durch die frei wählbare Spannung ansteuert, wodurch die Einstellung eines geeigneten Arbeitspunktes die Sensitivität des Transistors maximiert werden kann.

Unter Erfassen wird im Sinne der Erfindung sowohl der qualitative als auch quantitative Nachweis von makromolekularen Biopolymeren in einem (zu untersuchenden) Analyten verstanden. Dies bedeutet, dass der Begriff "Erfassen"ebenfalls einschließt, die Abwesenheit von makromolekularen Biopolymeren im Analyten festzustellen.

Dabei kann bei dem vorliegenden Verfahren ein nachzuweisendes Biopolymer einerseits ein Molekül sein, dass mittels eines ersten Moleküls, d. h. eines Fängermoleküls, das sich auf dem Detektionsbereich (einer Einheit zum Immobilisieren) von makromolekularen Biopolymeren befindet, erfasst wird.

Andererseits kann ein zu erfassendes Molekül auch aus einer Probe/einem Analyt heraus auf den Detektionsbereich (eine Einheit zum Immobilisieren) aufgebracht werden und dann mit einem zweiten Molekül, das (spezifische) Bindungsaffinität für das nachzuweisende Molekül aufweist, mit dem vorliegenden Verfahren und/oder unter Verwendung des hier offenbarten Biosensors nachgewiesen werden.

Unter"Einheit zur Immobilisierung"wird im Sinne der Erfindung eine Anordnung verstanden, die eine Oberfläche aufweist, auf der erste Moleküle immobilisiert werden können, die entweder Fängermoleküle oder zu erfassende makromolekulare Biopolymere sein können ; d. h. eine Anordnung,

die eine Oberfläche aufweist, an die erste Moleküle durch physikalische oder chemische Wechselwirkungen binden können.

Diese Wechselwirkungen schließen hydrophobe oder ionische (elektrostatische) Wechselwirkungen und kovalente Bindungen ein. Der bei dem vorliegenden Verfahren verwendete Detektionsbereich bzw. der Body-Anschluss des Biosensors ist als eine derartige Einheit gestaltet, die eine Immobilisierung von Bindungsmolekülen (Fängermolekülen) oder makromolekularen Biopolymeren ermöglicht.

Beispiele für geeignete Oberflächen-Materialien, die allgemein für die Ausgestaltung des Detektionsbereichs oder des Body-Anschlusses verwendet werden können, sind Metalle wie Gold, Kunststoffe wie Polyethylen, Polypropylen oder Polystyrole oder anorganische Stoffe wie Siliziumdioxid.

Falls die Oberfläche des Detektionsbereichs oder des Body- Anschluss an sich nicht geeignet für eine Immobilisierung der ersten Moleküle ist, kann sie durch geeignete Funktionalisierung für die Immobilisierung modifiziert werden. Eine solche Funktionalisierung kann z. B. durch eine Ausbildung und Derivatisierung einer Monoschicht wie in [3] auf Seite 25, Zeile 2 bis Seite 31, Zeile 5 oder [17], Fig. 4 beschrieben erfolgen. Zuvor kann die Oberfläche der Einheit zum Immobilisieren noch durch Verfahren wie Plasmaätzen, Gasphasenabscheidung geeigneter Materialien (z. B. durch chemische oder physikalische Abscheidung, (CVD ; PVD) aktiviert werden (vgl. [3], Seite 19). Werden leitfähige Polymermaterialien für die Ausgestaltung des Detektionsbereichs verwendet, kann die Immobilisierung auch wie in [18] beschrieben, erfolgen.

Ein Beispiel für eine physikalische Wechselwirkung, die eine Immobilisierung der z. B. als Fängermoleküle dienenden ersten

Moleküle bewirkt, ist eine Adsorption an der Oberfläche.

Diese Art der Immobilisierung kann beispielsweise stattfinden, wenn das Mittel zur Immobilisierung ein Kunststoffmaterial ist, das für die Herstellung von Mikrotiterplatten verwendet wird (z. B. Polypropylen oder Polystryrol). Allerdings ist eine kovalente Verknüpfung der ersten Moleküle an die Einheit zum Immobilisieren bevorzugt, weil dadurch die Orientierung der Moleküle gesteuert werden kann. Die kovalente Verknüpfung kann über jede geeignete Verknüpfungschemie ("Linker-Chemie") erfolgen (vgl. z. B. [17, Fig. 7].

Für die Ausgestaltung (der Oberfläche) des Detektionsbereichs bzw. des Body-Anschlusses bieten sich unter anderem folgende Möglichkeiten an.

A) Die Oberfläche kann so modifiziert werden, dass sie kompatibel mit zu erfassenden Biomolekülen und geeignet zur Immobilisierung wird. Falls z. B. der Body-Bereich von einem organischen halbleitenden Material wie Pentazen gebildet wird, kann dessen Oberfläche nach einer Aktivierung modifiziert werden. Zur Erzeugung funktioneller Gruppen wird die fertig hergestellte Pentazenschicht einem kurzen, im Sekundenbereich liegenden Sauerplasma-Flash unterzogen. Die Oberfläche wird dadurch mit sauerstoffhaltigen funktionellen Gruppen (Hydroyl-, Carbonyl-und Carboxyl-) versehen. Diese kann mit Reagenzien wie Silanen, insbesonderen Trichlorsilanen und Trialkoxysilanen behandelt (silanisiert) werden, die zuvor z. B. im Alkylrest noch mit weiteren Gruppen, die für eine Immobilisierung von ersten Molekülen geeignet sind, funktionalisiert worden sind ( (vgl. hierzu z. B. [19]) und [3], Seite 27, Zeilen 1-5). An die Carboxy- gruppen können Aminosäuren auch direkt über eine Amid-Bindung

binden. Hierbei bindet eine Monolage des Reagenzes an die funktionellen Gruppen. Die Oxidation/Funktionalisierung der Oberfläche kann auch durch nasschemische Verfahren wie Caro'sche Säure (H202/H2S04) oder KMn04/H2S04 etc. geschehen.

Die Funktionalisierung an sich kann auch auf vielfältige Art und Weise durchgeführt werden. Insbesondere sind Plasmen, die reaktive Spezies mit Halogenen, insbesondere C1, Ammoniak oder Schwefel enthalten, für eine spätere Anbindung von Nukleinsäuren wie DNA mittels Amid-, Ester-, Glykosid-, Phosphat-oder auch Sulfidbildungen geeignet. Diese können auch zur Komplexierung metallhaltiger enzymatisch wirksamer Spezies herangezogen werden. Die Plasmen sollten jedoch so schonend wie möglich auf die organische Halbleiteroberfläche einwirken, um den Halbleiter nicht unnötig zu dotieren.

Da die Bildung eines Komplexes aus Bindungsmolekül und zu erfassendem makromolekularen Biopolymer direkt auf dieser Oberfläche stattfindet, hat diese Komplexbildung direkt Einfluss auf den Zustand des Body/Kanal-Bereichs und damit auf die Charakteristik des Transistors, was im Hinblick auf die Nachweisempfindlichkeit vorteilhaft ist.

B) Andererseits können die organischen Halbleitermaterialien bereits vor dem Herstellungsprozess des Transistors bzw.

Biosensors, d. h. vor dem Aufbringen des Detektionsbereichs, chemisch so modifiziert sein, dass sie die zur Immobilisierung geeigneten Moleküle als Substituenten tragen.

Dies sei am Beispiel regioregulärer Polythiophene erläutert.

Um für die zur Transistorfunktion ausreichende Ladungsträgerbeweglichkeiten durch erhöhten-Überlapp zu sorgen, werden die Thiophen-Monomereinheiten in 3-Position beispielsweise durch Hexyl-oder Octylgruppen substituiert und anschließend regioregulär polymerisiert. Diese

Substituenten können nun auch funktionelle Gruppen an denjenigen Termini tragen, an denen, wie im Fall A gezeigt, angebunden werden kann bzw. können selbst eine solche Gruppe mit einer aus einer Aminosäuresequenz aufweisen oder darstellen, an der die Hybridisierung stattfinden kann, sein.

Analog eignet für diesen Zweck die Imid-Einheit in Naphthalinbisimiden [19].

C) Möglich ist auch, dass die organische Halbleiterschicht aus mehreren Einzelschichten aufgebaut ist. Beispielsweise kann zur Stabilisierung des Transistorkanals eine nicht- biologisch aktive Schicht abgeschieden werden. Darüber wird eine Halbleiterschicht abgeschieden, die biologisch aktive Substituenten trägt. Diese Möglichkeit trägt der Tatsache Rechnung, dass der eigentliche Stromfluss nur im Bereich weniger Nanometer (< 10 nm) über der Grenzschicht zwischen Halbleiter und Dielektrikum erfolgt. Beispielsweise wird ein inerter organischer Halbleiter direkt auf dem Gate- Dielektrikum aufgebracht (z. B. wird Pentazen aufgedampft).

Auf diese Schicht wird eine weitere Schicht z. B. aus 6,13- Pentacenchinon aufgedampft. Bioaktive Moleküle werden nun an den äußerst reaktiven Carbonylbindungen angebracht.

Alternativ kann die Funktionalisierung des 6,13- Pentacenchinons schon vor dem Aufbringen erfolgen, was insbesondere die Einführung sensibler Polypeptide, Proteine oder Aminosäuresequenzen erleichtert. Entsprechend kann die dem Kanal zugewandte Schicht aus einem N- Fluoroalkylnaphthalinbismid (n-Halbleiter, [19]) bestehen, während die dem Sensor zugewandte Seite aus einem N- Aminosäure-substitutierten Naphthalinbisimid besteht. Durch die Verwendung unterschiedlicher Spezies wird zusätzlich eine , Stabilisierung" des gesamten Aufbaus gegenüber äußeren

Einflüssen erreicht, so dass die Redoxpotentiale entsprechend angepasst werden können.

Diese Halbleiterschicht kann im Fall des hier offenbarten Biosensors der Bodyanschluss, der"vierte"Anschluss, sein.

D) Es ist auch möglich, zur Ausbildung der biokompatiblen Oberfläche nicht die Schicht des organischen Halbleiter- materials zu modifizieren, sondern ein mit biochemischen Nachweisverfahren problemlos integrierbares Metall, z. B. Au zu verwenden. Möglich ist es z. B. eine Schicht aus Gold auf dem halbleitenden Material aufbringen, solange kein Kurzschluss zwischen Source und Drain entsteht (vgl. Fig. lg) Auf dieser Schicht können dann, wie z. B. aus [17] bekannt ist, die für die biochemische Reaktion notwendigen Fängermoleküle auf der Gold-Oberfläche mittels der Gold- Schwefel-Kopplung sicher und einfach immobilisiert werden.

E) Eine weitere Alternative bietet die Integration anderer leitender anorganischer nicht-metallischer Materialien wie (Poly-) Silizium, welches z. B. oberhalb eines im Rahmen des Prozesses zur Verdrahtung benutzten Materials auf der halbleitenden Schicht abgeschieden werden kann. Denn auf Siliziumoberflächen können Fängermoleküle für makromolekulare Biopolymere oder die Biopolymere selbst immobilisiert werden.

F) Möglich ist es auch, oberhalb der organischen Halbleiterschicht ein Dielektrikum aufzubringen, auf dem Fängermoleküle oder zu erfassende makromolekulare Biopolymere immobilisiert werden können. Das Dielektrikum kann anorganischer Natur sein wie z. B. Siliziumdioxid, Siliziumnitrid oder ein organisches Dielektrikum wie

Polyvinylalkohol, das wie oben beschrieben als Passivierung des Transistors verwendet werden kann. Prinzipiell kommen für die Modifikation sämtliche Verbindungen in Frage, welche oberhalb des Kanalbereichmaterials abgeschieden oder prozessiert werden können. Dabei ist selbstverständlich, dass weder durch die Abscheidung noch durch die Strukturierung dieses Materials Schäden an den darunter liegenden Schichten und Materialien des Transistors entstehen dürfen.

Solche Materialien sind dann verwendbar, wenn das Detektionssignal nicht auf einer Strommessung o. ä. beruht, d. h. keine elektrisch leitende Verbindung zwischen Erfassungseinheit und Analyt (Elektrolyt), insbesondere den Fängermolekülen, ihren Reaktionspartnern oder evtl. zusätzlich vorhandenen Markern, nötig ist. Ein Beispiel hierfür ist die Impedanzmethode.

G) Schließlich ist es auch möglich, zusätzlich auf dem Dielektrikum eine weitere organische oder anorganische Schicht aufzubringen, die zur Immobilisierung geeignet ist.

In einer Ausführungsform ist dieses weitere Schicht ein Metall wie Gold. Diese Ausführungsform ist vorteilhaft, wenn einerseits eine galvanische Trennung zwischen dem Analyt (einer zu untersuchende Probe) erwünscht ist, die zu untersuchende biochemische Reaktion auf einer anderen Oberfläche als dem Dielektrikum selbst durchgeführt werden soll. Dies kann von Vorteil sein, wenn z. B. die anliegenden Potentiale im Analyten eine Nebenreaktion auslösen würden, die zur Verfälschung des Messergebnisses führen könnten (z. B. führt Reduktion bzw. Oxidation von Wasser zu einer pH-Wert Änderung in der Umgebung der Elektrode).

Die Länge und Dicke der Schicht, die den Bodybereich des Transistors des hier offenbarten Biosensors bildet, kann in einem breiten Rahmen variiert werden. Sowohl Länge als auch Weite können von wenigen Mm (die Weite sogar noch kleiner, s. o., ab ca. 5 bis 10 nm, nach oben ist die Weite nur durch den tolerablen Leckstrom begrenzt) bis einigen 100 m gewählt werden. Dies ist von Vorteil, denn folglich kann die Größe der Fläche des Detektionsbereichs, auf dem die Komplexbildung stattfindet, in Abhängigkeit von dem zur Verfügung stehenden Volumen und/oder der erforderlichen Sensitivität gewählt werden. Die Reaktionsfläche, d. h. die Fläche des Detektionsbereich, kann sich sowohl über die gesamte Fläche des aktiven Transistorbereichs erstrecken als auch nur über einen Teil dieser Fläche.

In einer bevorzugten Ausgestaltung ist der Transistor des Biosensors ein in Fig. 8 dargestellter gefalteter (Polymer)- Transistor, der eine für die Mess-und Schaltungstechnik optimale Größenordnung der auszuwertenden elektrischen Parameter bereitstellt. Unter Faltung versteht man in diesem Zusammenhang, dass mehrere einzelne Transistoren parallelgeschaltet werden, so dass sie in ihrer elektrischen Modellierung wie ein einziger Gesamttransistor mit sehr großer Weite betrachtet werden können. Dabei werden die Drain-und Source-Bereiche jeweils beidseits ihrer Längskanten genutzt, was zu einer flächeneffizienten Realisierung solcher Bauelemente führt.

In einer bevorzugten Ausführungsform weist der Biosensor eine Vielzahl von Transistoren auf, die vorzugsweise in einer regelmäßigen Anordnung, einem Array, auf dem (gemeinsamen) Träger angeordnet oder in dies eingebettet sind.

Als Trägermaterial für den Biosensor kann hier prinzipiell jedes Material eingesetzt werden, auf dem die verschiedenen Einheiten des Sensors dauerhaft aufgebracht werden können.

Beispiele geeigneter Trägermaterialien sind Isolatoren wie Papier, Kunststofffolien, Keramiken oder Glas, weiterhin mit einem Isolator beschichtetes Metall oder mit Kunststoff beschichtetes Metall. Beispiele für Trägermaterialien aus geeigneten organischen Polymermaterialien sind gängige dielektrische synthetische Kunststoffe wie Epoxidharze, Polyalkylene wie Polyethylen-oder Polypropylenharze, Polyester, Polystyrole, substituierte Polystryole wie Poly-o- hydroxystyrol, Polyvinylverbindungen wie Polyvinylalkohole oder Polyvinylcarbazole, Polyurethane, Polyimide, Polybenzoxazole, Polythiazole, Polyether, Polyetherketone, Polyacrylate, Polyterephthalate, Polyethylennaphthalate oder Polycarbonate aller Art. Insbesondere eignen sich auch bioabbaubare Polymere, wie Polylactate. Die Oberflächeneigenschaften eines derartigen Polymermaterials oder Glasträgers können leicht verändert werden, so dass hydrophile oder hydrophobe Flächen entstehen. Dies ist für viele biochemische Sensoren wünschenswert.

In einer Ausgestaltung des Sensors weist die Detektionsfläche, die sich oberhalb des Gate-Bereichs befindet, eine Kompartimentierung auf, bei der sie vorzugsweise pfannen-oder topfförmig ausgestaltet ist. Dies erleichtert die Aufnahme kleiner Probevolumina, die z. B. mittels eines Pipettierroboters aufgebracht werden. Diese Ausgestaltung des Sensors eignet sich daher besonders gut für die Verwendung mit Hoch-Durchsatz-Geräten, wie sie in der Genom-und Proteomforschung eingesetzt werden.

Als makromolekulare Biopolymere können mit dem vorliegenden Sensor insbesondere Nukleinsäuren, Oligonukleotide, Proteine oder Komplexe aus Nukleinsäuren und Proteinen erfasst werden.

Unter makromolekularen Biopolymeren werden hier beispielsweise (längerkettige) Nukleinsäuren wie DNA- Moleküle, RNA-Moleküle, PNA-Moleküle oder cDNA-Moleküle oder kürzere Oligonukleotide mit z. B. 10 bis 50 Basen, insbesondere 20 bis 40 Basen verstanden. Die Nukleinsäuren können doppelsträngig sein, jedoch auch zumindest einzelsträngige Bereiche aufweisen oder, zum Beispiel durch vorangehende thermische Denaturierung (Strangtrennung) für ihren Nachweis, als Einzelstränge vorliegen. Die Sequenz der zu erfassenden Nukleinsäuren kann dabei zumindest teilweise oder vollständig vorgegeben, d. h. bekannt sein. Weitere makromolekulare Biopolymere sind Proteine oder Peptide. Diese können aus den üblicherweise in Proteinen vorkommenden 20 Aminosäuren aufgebaut sein, aber auch natürlich nicht vorkommende Aminosäuren enthalten oder z. B. durch Zuckerreste (Oligosaccharide) modifiziert sein oder post-translationale Modifikationen enthalten. Ferner können auch Komplexe aus mehreren unterschiedlichen makromolekularen Biopolymeren erfasst werden, beispielsweise Komplexe aus Nukleinsäuren und Proteinen.

Sollen mit dem Biosensor Proteine oder Peptide als makromolekulare Biopolymere erfasst werden, so werden als Fängermoleküle bevorzugt Liganden verwendet, die die zu erfassenden Proteine oder Peptide spezifisch binden können.

Die Fängermoleküle/Liganden sind vorzugsweise durch kovalente Bindungen mit dem Detektionsbereich verknüpft.

Als Liganden für Proteine und Peptide kommen niedermolekulare Enzymagonisten oder Enzymantagonisten, Pharmazeutika, Zucker oder Antikörper oder andere geeignete Moleküle in Betracht, die die Fähigkeit besitzen, Proteine oder Peptide spezifisch zu binden.

Wenn DNA-Moleküle (Nukleinsäuren oder Oligonukleotide) einer vorgegeben Nukleotidsequenz mit dem hier beschriebenen Biosensor erfasst werden, so werden sie vorzugsweise in einzelsträngiger Form erfasst, d. h. sie werden ggf. vor der Erfassung durch Denäturierung wie vorstehend erläutert in Einzelstränge überführt. In diesem Fall werden als Fängermoleküle dann vorzugsweise DNA-Sondenmoleküle mit einer zu dem einzelsträngigen Bereich komplementären Sequenz verwendet. Die DNA-Sondenmoleküle können wiederum Oligonukleotide oder auch längere Nukleotidsequenzen aufweisen, solange diese keine der intermolekularen Strukturen ausbilden, die eine Hybridisierung des Sondenmoleküls mit der zu erfassenden Nukleinsäure verhindern. Allerdings ist es auch möglich, DNA-bindende Proteine oder Agenzien als Fängermolekül einzusetzen.

Anzumerken ist, dass es selbstverständlich möglich ist, mit dem vorliegenden Sensor nicht nur eine einzige Art von Biopolymeren in einer einzelnen Messreihe zu erfassen.

Vielmehr können mehrere makromolekulare Biopolymere gleichzeitig oder auch nacheinander erfasst werden. Dazu können z. B. auf der Detektionsfläche eines Transistors mehrere Arten von ersten Molekülen (Fängermolekülen), von denen jedes eine (spezifische) Bindungsaffinität für ein bestimmtes zu erfassendes Biopolymer aufweist, gebunden werden, und/oder es können mehrere Transistoren eingesetzt

werden, wobei auf der Detektionsfläche jedes Transistors nur eine Art von Fängermolekül gebunden wird.

Bei der Schaltungsanordnung der Erfindung kann prinzipiell jede Auswerteschaltung eingesetzt werden, die mit dem Sensor oder einem Transistor des Sensors gekoppelt werden kann, und die ein vom Sensor empfangenes Signal weiterverarbeiten kann, indem sie z. B. das Ergebnis der ersten elektrischen Messung mit dem der zweiten elektrischen Messung vergleicht und somit makromolekulare Biopolymere erfasst.

In einer bevorzugten Ausgestaltung weist die Auswerteschaltung mindestens ein Bauelement mit einer halbleitenden Schicht mit einem organischen Material auf.

Dabei kann die Schicht mit dem organischen Material (des Bauelements der Auswerteschaltung) einerseits ein organisches halbleitendes Material aufweisen. Andererseits kann diese Schicht mit dem organischen Material auch ein organisches inertes Polymermaterial als Matrixmaterial aufweisen, in das anorganische halbleitende Partikel eingebettet sind. Dies bedeutet, dass dieselben Möglichkeiten der Ausgestaltung der halbleitenden Schicht wie bei dem zur Erfassung genutzten Transistoren bestehen.

Das Bauelement der Auswerteschaltung mit einer derartigen halbleitenden Schicht kann zum Beispiel eine Diode, ein Widerstand, Kondensator oder Transistor sein.

Eine solche Diode kann z. B. eine Schicht mit einem n-oder p-halbleitenden organischen Material oder sowohl eine Schicht aus einem n-leitenden als auch eine Schicht aus einem p-leitenden organischen Halbleitermaterial aufweisen

(vgl. [20, 21]). Als p-halbleitendes organisches Material kann z. B. das Polymer Polyvinylcarbazol [vgl. 20] oder p- Halbleiter auf der Basis von kondensierten aromatischen Ringsystemen wie Pentazen, Anthracen oder Tetracen verwendet werden. Geeignete n-halbleitende organische Materialien basieren z. B. auf elektronenarmen aromatischen Verbindungen.

Beispiele sind die fluorierten oder nicht-fluorierten Amidoderivate des Naphthalintetracarbonsäuredianhydrids oder fluorierte Derivate des Phthalocyanins oder Thiophens wie z. B. Perfluorokupferphthalocyanin oder Bis (N-l, l-Dihydro- pentadecafluorooctyl) naphthalinbisimid bzw. Bis (N-1, 1- Dihydro-heptafluoroproyl) naphthalinbisimid [19], Hexadecaflurokupferphthalocyanine [22]. Im Sinne der Erfindung ist auch die Verwendbarkeit der vorstehend genannten und in [15] beschriebenen anorganischen halbleitenden Partikel.

Eine solche Diode kann auch als Schottky-Diode ausgebildet sein. Beispielweise zeigt eine Schichtenfolge Aluminium- Pentazen-Palladium ausgeprägten Diodencharakter.

Widerstände oder Kondensatoren mit organischen halbleitenden Materialien können z. B. analog zu den in Fig. 4 bzw. Fig. 6 von [21] beschriebenen Widerständen oder Kondensatoren aufgebaut sein. In [21] werden diese passiven Bauelemente mit Hilfe von Inkjet-Techniken hergestellt. Ganz allgemein können diese aber auch durch Standardlithographie und Metallisierung hergestellt werden.

In einer bevorzugten Weiterbildung der Schaltungsanordnung ist das mindestens eine Bauelement der Auswerteschaltung ein Transistor. Bevorzugt wird dabei ein Transistor, bei dem die Schicht mit dem (organischen) halbleitenden Material den

Bodybereich des Transistors bildet. Dieser Transistor ist vorzugsweise ein"Polymer-Transistor", wie er oben beschrieben ist und in dem Biosensor und Verfahren der Erfindung Anwendung finden kann.

In einer vorteilhaften Weiterbildung der Schaltungsanordnung besteht die gesamte. Auswerteschaltung aus Transistoren mit einer Schicht aus einem organischen halbleitenden Material, d. h. aus den hier genannten Polymer-Transistoren".

In einer weiteren Ausführungsform weist die Schaltungsanordnung eine Vielzahl von Biosensoren auf.

Besonders bevorzugt ist eine Schaltungsanordnung, bei der einer oder mehrere der Biosensoren mit der dazugehörigen gekoppelten Auswerteschaltung auf einem gemeinsamen Träger aufgebracht sind.

Diese Ausführungsform ist insbesondere vorteilhaft, wenn alle Biosensoren und Bauelemente der Auswerteschaltung auf Polymermaterialien beruhen. Denn in diesem Fall kann die gesamte Schaltungsanordnung durch Drucktechniken wie Tintenstrahldruck gefertigt werden, was sowohl eine deutliche Reduzierung der notwendigen Prozessschritte gegenüber der üblichen Technologie, die auf anorganischen Halbleitern fußt, bedeutet (alleine für die Auswerteschaltung kann die Anzahl der Verfahrensschritte von ca. 300 bei CMOS-Prozessen auf ca.

50 reduziert werden) als auch eine Kostenersparnis bewirkt.

Ausführungsbeispiele der Erfindung sind in den Figuren dargestellt und werden im weiteren näher erläutert.

Es zeigen

Figuren la bis li Feldeffekt-Transistoren, die in dem Verfahren sowie dem Biosensor der Erfindung eingesetzt werden können ; Figuren 2a und 2b eine Skizze zweier Planarelektroden,' mittels derer die Existenz zu erfassender DNA-Stränge in einem Elektrolyt (Figur 2a) bzw. deren Nichtexistenz (Figur 2b) nachgewiesen werden können ; Figuren 3a bis 3f einen Biosensor zu unterschiedlichen Verfahrenszuständen, anhand denen das Verfahren gemäß einem Ausführungsbeispiel der Erfindung erläutert wird ; Figuren 4a bis 4c eine symbolhafte Darstellung des erfindungsgemäßen Feldeffekt-Transistors (Fig. 4a) sowie zwei unterschiedliche elektrische Ersatzschaltbilder (Fig. 4b, Fig. 4c) ; Figur 5 eine Auswerteschaltung des erfindungsgemäßen Biosensors auf der Basis eines Polymertransistors gemäß einem ersten Ausführungsbeispiel der Erfindung ; Figur 6 eine Auswerteschaltung des Biosensors der Erfindung gemäß einem zweiten Ausführungsbeispiel der Erfindung ; Figur 7 eine Auswerteschaltung gemäß einem dritten Ausführungsbeispiel der Erfindung ; Figur 8 ein Ausführungsbeispiel des Biosensor, der auf einem gefalteten Polymer-Transistor beruht.

Fig. l zeigt verschiedene Ausgestaltungen eines Feldeffekt- Transistors 100, der in der Erfindung eingesetzt werden kann.

Bei dem Feldeffekt-Transistor 100 gemäß Fig. la bis Fig. lc ist auf einem Träger 101, das z. B. aus Polyethylennaphthalat besteht, ein Gate-Bereich 102 aufgebracht, der aus Nickel besteht. Auf dem Gate-Bereich 102 wiederum befindet sich eine Schicht 103 aus einem dielelektrischen Material wie Siliziumdioxid, die den Gatebereich 102 von dem ersten Source/Drain-Bereich 104 und dem zweiten Source/Drain-Bereich 105, die aus Palladium bestehen, trennt. Zwischen den Source/Drain-Bereichen 104,105 befindet sich eine Schicht 106 aus Pentacen als halbleitendem organischen Material. Die Schicht 106 bildet den Body-Bereich des Transistors 100.

Alternativ dazu kann der Body-Bereich 106 auch aus einer Schicht aus inertem polymeren Matrixmaterial, in das anorganische halbleitende Partikel eingebettet sind, ausgebildet werden.

Zur Immobilisierung von Fängermolekülen bzw. zu erfassenden Biopolymeren und somit zur Ausbildung des Dektionsbereichs kann des weiteren eine funktionelle Schicht 107, die z. B. aus Octadecyltrichlorsilan-Molekülen besteht, wie folgt erzeugt werden.

Die Pentazenlage wird anschließend mit einer kurzen Sauerstoff-Plasmabehandlung (1 bis 2 Sekunden) funktionalisiert. Die Funktionalisierung wird durch einen Spülschritt vorzugsweise mit deionsiertem Wasser vervollständigt, reicht jedoch auch die normale Luftfeuchte zur Funktionalisierung aus). Anschließend wird mit silan- funktionalisierten Oligonukleotiden umgesetzt, um die Fängermoleküle (siehe z. B. Fig. 2 beispielsweise 206)

anzukoppeln. Neben den chlorierten Silanen (mono-, di-und trichloro-) sind auch weniger reaktiven Alkoxysilane (mono-, di-und trialkoxy z. B. methoxy) geeignet. Neben der Silankopplung, können auch andere Ankopplungsmethode wie Amid-, Ester oder glykosidische Bindungen, ionische oder komplexierende Bindungen herangezogen werden.

Wie bereits vorher diskutiert kann die Schicht 107 auch aus einer Goldlage bestehen, die über die Gold-Schwefelbindung eine Ankopplung ermöglicht. Ebenfalls kann 107 ein Dielektrikum beinhalten.

Der Feldeffekt-Transistor 100 gemäß Fig. ld bis Fig. lf weist auf dem Träger 101 zunächst eine Schicht 106 aus halbleitendem organischen Material auf. Diese den Bodybereich des Transistors 100 bildende Schicht 106 weist z. B. Tetracen auf. Der Transistor 100 weist weiterhin einen ersten und einen zweiten Source/Drain-Bereich 104,105 aus Platin auf.

Oberhalb der Source/Drain-Bereiche 104,105 bzw. des Bodybereichs 106 befindet sich eine Schicht 103 aus Siliziumdioxid als Dielektrikum, auf der der Gate-Bereich 102 aus Nickel aufgebracht ist. Der Gatebereich 102 weist ferner eine Schicht 108 aus Gold auf, die den Detektionsbereich bildet, auf dem entweder zu erfassende makromolekulare Biopolymere oder Fängermoleküle immobilisiert sind.

Alternativ dazu kann man den Gate-Bereich direkt und vollständig aus Gold ausbilden. Der Gatebereich stellt dann unmittelbar auch den Detektionsbereich dar.

Der Feldeffekt-Transistor 100 gemäß Fig. lg bis Fig. li weist Grundsätzlich denselben Aufbau wie der Transistor gemäß Fig. la bis Fig. lc auf. Allerdings ist bei dem Transistor 100 gemäß Fig. lg bis Fig. li noch eine zusätzliche Schicht 108,

die als Zusatzelelektrode zum Immobilisieren von Biopolymeren verwendet werden kann, falls z. B. der Body-Bereich nicht direkt zur Ausbildung als Immobilisierungs-Einheit funktionalisiert werden soll.

Die Feldeffekt-Transistoren gemäß Fig. 1 mit der Schicht mit halbleitendem organischen Material bzw. der Schicht mit dem polymeren Matrixmaterial, in das anorganische halbleitende Partikel eingebettet sind, lassen sich mit dem in [12] beschriebenen Verfahren herstellen. Dabei erfolgt bei den Ausführungsformen gemäß Fig. la, Fig. lc und Fig. le die Abscheidung der Source/Drain-Bereiche 104,105 vor der Abscheidung der halbleitenden Schicht 106, während bei den Ausführungsformen nach Fig. lb, Fig. ld und Fig. lf die halbleitende Schicht 106 vor den Source/Drain-Bereichen 104, 105 aufgebracht wird.

Fig. 3a zeigt einen Feldeffekt-Transistor 300, mit dem ein hier beschriebenes Erfassungsverfahren durchgeführt werden kann. Der Transistor 300 weist einen Träger 301, das aus Polyethylennaphthalat besteht, einen Gate-Bereich 302 aus Nickel, und eine darüber angeordnete dielektrische Schicht 303 aus Siliziumdioxid, auf. Ferner weist der Transistor 300 einen darüber befindlichen ersten Source/Drain-Bereich 304 und einen zweiten Source/Drain-Bereich 305 aus Platin sowie eine zwischen den Source/Drain-Bereichen 304,305 befindliche Schicht 306 aus Pentazen als halbleitendem organischen Material auf. Die Schicht 306 bildet den Body-Bereich des Transistors 300 und ist zugleich durch wie vorstehend mit Bezug auf Fig. 1 beschrieben modifiziert, um so den Detektionsbereich zur Immobilisierung von makromolekularen Biopolymeren zu bilden. Dabei besitzt die Schicht 306 eine

Topf-oder Wannenform, um die Aufnahme von flüssigen Analyten zu erleichtern.

Auf der Schicht 306 des Transistors 300 sind erste Oligonukleotid-Moleküle 307 (Fig. 3a) bzw. zweite Oligonukleotide 308 (Fig. 3b) als Fängermoleküle aufgebracht.

Dabei weisen die Oligonukleotid-Moleküle 307 und 308 unterschiedliche Basensequenzen auf.

An die Purinbasen Adenin (A) und Guanin (G) und die Pyrimidinbasen Thymin (T) oder Cytosin (C) können jeweils zu den Sequenzen der Sondenmoleküle komplementäre Sequenzen der DNA-Stränge in der üblichen Weise, d. h. durch Basenpaarung über Wasserstoffbrückenbindungen zwischen A und T bzw. zwischen C und G, hybridisieren. Bei Verwendung anderer Nukleinsäuremoleküle werden entsprechend andere Basen, im Falle eines RNA-Moleküls beispielsweise Uridin (U) verwendet.

Fig. 3c und Fig. 3d zeigen den Transistor zu dem Zeitpunkt, bei dem ein Analyt (nicht dargestellt) mit dem Detektionsbereich, d. h. hier der Schicht 306, des Transistors, in Kontakt gebracht wird. Dabei ist der Fall gezeigt, dass in dem Analyten DNA-Moleküle 309 enthalten sind, die eine vorgegebene erste Nukleotidsequenz aufweisen, die komplementär zu der Sequenz der ersten DNA-Fängermoleküle (Sondenmoleküle) 307 ist. In diesem Fall hybridisieren die zu den ersten DNA-Sondenmolekülen 307 komplementären DNA- Moleküle 309 mit den ersten DNA-Sondenmolekülen 306, die auf dem Detektionsbereich der halbleitenden Schicht (des Body- Bereichs) 306 aufgebracht sind.

Die Bedingungen, unter denen die Hybridisierung durchgeführt werden, sind dabei so (stringent) gewählt, dass nur die

Sequenzen von DNA-Strängen mit der jeweils spezifischen (perfekt) komplementären Sequenz hybridisieren. Daher hybridisieren die zu den ersten DNA-Sondenmolekülen komplementären DNA-Moleküle 309 nicht mit den zweiten DNA- Sondenmolekülen 308.

Das Resultat nach dem in Kontakt-Bringen des Analyten und eines optionalen Waschschrittes ist daher, dass sich auf der halbleitenden Schicht 306 gemäß Fig. 3e doppelsträngige Hybridmoleküle befinden, d. h. sich doppelsträngige DNA- Moleküle ausgebildet haben. Auf dem Detektionsbereich 306 des Transistors gemäß Fig. 3f sind nur die zweiten DNA- Sondenmoleküle 308 als weiterhin einsträngige Moleküle vorhanden.

Bevor der Analyt mit dem Detektionsbereich in Kontakt gebracht worden ist, wird mit dem Transistor 300 eine erste elektrische Messung durchgeführt. Dabei wird in dieser Ausgestaltung des Verfahrens der durch den Transistor fließende Strom gemessen.

Bei dem Transistor 300 wird durch die bei der Hybridbildung immobilisierten Moleküle ein auf den Bodybereich des Transistors wirkendes elektrisches Feld moduliert, das so den Kanalstrom des Feldeffekt-Transistors beeinflusst. Somit stellt der Strom durch den Transistor ein direktes Maß für die auf dem Detektionsbereich 306 immobilisierte Ladungsmenge dar. Daher wird nach dem in Kontakt-Bringen mit dem Analyten eine zweite elektrische Messung durchgeführt, bei der der Transistorstrom ermittelt wird. Der Vergleich der beiden elektrischen Messungen wird zum Erfassen der Nukleinsäuremoleküle herangezogen.

Übersteigt die bei dem Vergleich ermittelte Differenz einen (vorgegebenen) Schwellenwert, so wird daraus geschlossen, dass DNA-Moleküle 309 in der Probe vorhanden waren, die (perfekt) komplementär zu den Fängermolekülen 307 sind, und ggf. in welcher Konzentration (vgl. Fig. 3e). Bei einer Differenz unterhalb des Schwellenwertes wird daraus geschlossen, dass keine DNA-Moleküle vorhanden waren. Dies ist bei dem Beispiel hier insofern der Fall, als dass die Aussage getroffen werden kann, dass keine DNA-Moleküle vorhanden waren, die unter den gegebenen Hybridisierungsbedingungen (perfekt) komplementär zu den Fängermolekülen 308 sind. Diese Klassifizierung nach Schwellenwert kann auch bei den anderen hier offenbarten Verfahren durchgeführt werden.

In diesem Zusammenhang sei noch einmal folgendes zum hier offenbarten Erfassungsverfahren angemerkt. Auch wenn im Falle von Nukleinsäuren als zu erfassende Biopolymere bei der Hybridisierung oder z. B. bei der Komplexbildung zwischen einem immobilisierten Antigen und einem dafür spezifischen Antikörper keine Ladungen gebunden werden, kann die Reaktion nachgewiesen werden. Zum Beispiel ändert sich durch die Hybridisierung bzw. allgemein die Komplexbildung zwischen den beiden Bindungspartnern die Gate-Kapazität bzw. -wie hier vornehmlich beispielhaft beschrieben-die Substratsteilheit (dieser Begriff ist hier vom MOS-Transistor entliehen) bzw. der Substratdurchgriff und damit die Transfercharakteristik des Transistors. Diese Änderung der Transfercharakteristik wird hier zum Erfassen einer Komplexbildung und von Biopolymeren herangezogen.

Eine weitere Möglichkeit, den Sensor der Erfindung zu betreiben, besteht darin kontinuierlich, also z. B. während

der Inkontaktbringung des Analyten mit der Sensorfläche oder auch während eines optionalen Waschschrittes im Anschluss daran, zu messen. Veränderungen an der Sensor-Oberfläche können dann transient verfolgt werden.

An dieser Stelle sei ferner angemerkt, dass es mit dem vorliegenden Verfahren auch möglich ist, z. B. einen sogenannten Mismatch, d. h. eine Hybridisierung zwischen nicht perfekt komplementären Nukleinsäuren festzustellen, da die Komplementarität die Eigenschaften des Feldeffekt-Transistors beeinflusst, und somit z. B. den Stromfluss durch den Transistor beeinflusst (vgl. [10]).

In den Fig. 4a bis Fig. 4c ist ein Symbol 400 für den erfindungsgemäßen Feldeffekt-Transistor 100 mit folgenden vier Anschlüssen dargestellt (vgl. Fig. 4a) : ein erster Source/Drain-Bereich 401, ein zweiter Source/Drain-Bereich 402, ein Gate-Anschluss 403, sowie ein Body-Anschluss 404, welcher mit dem Analyten in Kontakt gebracht wird.

Fig. 4b und Fig. 4c zeigen für den in Fig. 4a dargestellten erfindungsgemäßen Feldeffekt-Transistor 100 zwei unterschiedliche elektrische Ersatzschaltbilder.

Bei dem ersten elektrischen Ersatzschaltbild 410 gemäß Fig. 4b wird davon ausgegangen, dass das Verhalten des erfindungsgemäßen Feldeffekt-Transistors 100 durch die Parallelschaltung zweier Feldeffekttransistoren, einem ersten Feldeffekttransistor 411 und einem zweiten Feldeffekttransistor 412, welche unterschiedliche Eigenschaften in ihren elektrischen Parametern, wie

beispielsweise deren Schwellenspannung, deren Steilheit, etc. haben können, ausreichend gut approximiert und somit in der Ersatzschaltung ersetzt werden kann.

Bei diesem Ersatzschaltbild wird davon ausgegangen, dass der Gate-Anschluss und der Body-Anschluss jeweils unabhängig voneinander einen Transistor steuern.

Bei einem sehr dünnen Body-Material eignet sich zur Beschreibung des elektrischen Verhaltens das in Fig. 4c dargestellte, zweite elektrische Ersatzschaltbild 420 besser, da in diesem Fall davon ausgegangen wird, dass die Steuerwirkung der Steuerelektroden, d. h. des Gate-Anschlusses 403 und des Body-Anschlusses 404 sich auf das gesamte Volumen des Body-Materials erstreckt. Bei diesem Ersatzschaltbild wirkt auf einen MOS-Feldeffekttransistor 421 eine Gate- Spannung, welche sich aus der gewichteten Summe der an dem Gate-Anschluss 403 und an dem Body-Anschluss 404 anliegenden elektrischen Spannungen ergibt, wobei diese Spannungen eventuell noch mit einem additiven Aufschlag zu versehen sind, um unterschiedliche Austrittsarbeiten und ähnliche Effekte berücksichtigen zu können, wie dies beispielsweise zur Herleitung der Schwellenspannung in konventionellen MOS- Feldeffekttransistoren in [10] beschrieben ist.

Aus diesem Grund weist das zweite elektrische Ersatzschaltbild 420 einen mit seinem Ausgang mit dem Gate- Anschluss des MOS-Feldeffekttransistors 421 gekoppelten Addierers 422 auf, dessen erster Eingang über ein erstes Verstärkerelement 423 sowie eine erste Spannungsquelle 424 mit dem Body-Anschluss 404 gekoppelt ist und dessen zweiter Anschluss über ein zweites Verstärkerelement 425 und eine zweite Spannungsquelle 426 mit dem Gate-Anschluss 403 gekoppelt ist.

Im Weiteren werden Auswerteschaltungen zur Auswertung des von dem Biosensor bereitgestellten Signals beschrieben.

Fig. 5 zeigt eine Auswerteschaltung 500 des erfindungsgemäßen Biosensors auf der Basis eines Polymertransistors gemäß einem ersten Ausführungsbeispiel der Erfindung.

Gemäß diesem Ausführungsbeispiel wird der durch den erfindungsgemäßen Transistor 400 von dem ersten Source- /Drain-Bereich zu dem zweiten Source-/Drain-Bereich fließende elektrische Strom gemessen.

Fig. 5 zeigt in diesem Zusammenhang die an dem Body-Anschluss 404 anliegende in dem Analyten auftretende elektrische Spannung VE, in Fig. 5 symbolisiert als an den Body-Anschluss 404 angeschlossene Analyt-Spannungsquelle 501.

Der erste Source/Drain-Anschluss 401 ist mit dem Massepotential 502 gekoppelt.

Die am Gate-Anschluss 403 anliegende Gate-Spannung VG wird über die symbolisch dargestellte Gate-Spannungsquelle 503 bereitgestellt.

Der zweite Source/Drain-Bereich 402 ist. über eine Strommess- Einrichtung 504, mit welcher der durch den Transistor 400 fließende Strom gemessen wird, d. h. der durch den Bodybereich des Transistors 400 von dem ersten Source/Drain-Bereich 401 zu dem zweiten Source/Drain-Bereich 402 fließende elektrische Strom gemessen wird, mit einer symbolisch dargestellten Drain-Spannungsquelle 505, welche die Drain-Spannung bereitstellt, gekoppelt.

Fig. 6 zeigt eine Auswerteschaltung 600 gemäß einem zweiten Ausführungsbeispiel der Erfindung.

Gemessen wird gemäß diesem Ausführungsbeispiel die Änderung der effektiven Steuer-Spannung, welche erforderlich ist, damit der Transistor 400 einen elektrischen Strom vorgegebener Stromstärke führt.

Im Betrieb des Transistors 400 kann diese Änderung vorzugsweise an dem ersten Source/Drain-Bereich 401, d. h. dem Source-Knoten des Transistors 400 abgegriffen werden.

In diesem Fall wird der Transistor 400 als Source-Folger betrieben. Die Spannung an dem ersten Source/Drain-Bereich 401 wird mittels eines an den ersten Source/Drain-Bereich angeschlossenen Spannungs-Messgeräts 601 gemessen, wobei an den ersten Source/Drain-Bereich 401 eine Stromquelle 603 gekoppelt ist.

Im Betrieb als Source-Folger erhält man insbesondere dann eine vorteilhafte Übertragungscharakteristik. Bei dieser wirkt das Drain-zu-Source-Potential sich nur geringfügig auf den Strom ein bzw. der Einfluss des Gate-zu-Source-Potentials ist wesentlich größer als der Einfluss des Drain-zu-Source- Potentials für die Aufrechterhaltung eines konstanten Stromes, wenn der Transistorarbeitspunkt in den Sättigungsbereich oder den Unterschwellenbereich gelegt wird.

In gleicher Weise wie gemäß dem ersten Ausführungsbeispiel ist eine Analyt-Spannungsquelle 501 über den Body-Anschluss 404 mit dem Transistor 400 gekoppelt sowie eine Gate- Spannungsquelle 503 mit dem Gate-Anschluss 403 und eine

Drain-Spannungsquelle 505 mit dem zweiten Source/Drain- Bereich 402.

Fig. 7 zeigt eine Auswerteschaltung 700 gemäß einem dritten Ausführungsbeispiel der Erfindung.

Gemäß diesem Ausführungsbeispiel wird die Spannung an einer der Steuerelektroden gemessen, welche erforderlich ist, damit der Transistor einen elektrischen Strom vorgegebener Stromstärke führt.

Gemäß diesem Ausführungsbeispiel ist eine Regelungsschaltung 701 vorgesehen, welche die Gate-Spannungsquelle 503 derart regelt, dass der mit dem Strom-Messgerät 504 gemessene Strom, welcher durch den Transistor 400 fließt, konstant gehalten wird.

Somit wird gemäß diesem Ausführungsbeispiel das an dem Body- Anschluss 404 anliegende elektrische Potential, d. h. die von der Analyt-Spannungsquelle 501 bereitgestellte elektrische Spannung VE konstant gehalten und die Gate-Spannung wird entsprechend geregelt.

Somit weist die Auswerteschaltung gemäß dem dritten Ausführungsbeispiel eine über den Analyten auf den Transistor wirkende elektrische Spannung auf, welche durch die Analyt- Spannungsquelle 501 symbolisiert wird, und welche einerseits mit dem Massepotential 702 und andererseits mit dem Body- Anschluss 404 gekoppelt ist.

Der erste Source/Drain-Bereich 401 ist unmittelbar mit dem Massepotential gekoppelt.

Ferner ist der Gate-Anschluss 403 über die Regelungsschaltung mit der Gate-Spannungsquelle 503 und die Gate-Spannungsquelle 503 mit dem Massepotential 702 gekoppelt.

Der zweite Source/Drain-Bereich 402 ist über das Strom- Messgerät 504 mit der Drain-Spannungsquelle 505 gekoppelt, die wiederum mit dem Massepotential 702 gekoppelt ist. Für den Fall, dass der erfindungsgemäße Transistor 400 durch das in Fig. 4b gezeigte erste elektrische Ersatzschaltbild 410 modelliert wird, wird vorzugsweise der mittels des Gate- Anschlusses 403 gesteuerte Transistor 412 durch Anlegen einer geeigneten Steuerspannung an dem Gate-Anschluss 403 "weggeschaltet", d. h. in einen Zustand geschaltet, in dem der zweite Transistor 412 eine so geringen elektrischen Strom liefert, dass er keinen signifikanten und damit im Rahmen der Signalauswertung zu berücksichtigenden Beitrag liefert.

Im Rahmen der Auswertung gemäß der Auswerteschaltung gemäß dem zweiten Ausführungsbeispiel oder gemäß dem dritten Ausführungsbeispiel, sollte die elektrische Spannung an dem Gate-Anschluss 403 vor und nach der erfolgten biochemischen Reaktion auf das gleiche elektrische Potential gelegt werden.

Wird für die Auswertung die Vorgehensweise gemäß dem dritten Ausführungsbeispiel verwendet, so wird das elektrische Potential einer der Steuerelektroden konstant gehalten und die Potentialänderung an der jeweils anderen Elektrode, welche beispielsweise mittels der Regelungsschaltung geregelt wird, gemessen.

Polymertransistoren können ohne weiteres mit sehr unterschiedlichen Kanallängen und Kanalbreiten von wenigen um und darunter bis hin zu einigen 100 um hergestellt werden.

Aus diesem Grund kann die Größe der Reaktionsfläche beispielsweise in Abhängigkeit von der zur Verfügung stehenden Probenvolumen oder der erforderlichen Sensitivität gewählt werden. Die Reaktionsfläche kann sowohl aus der gesamten aktiven Fläche des Transistorbereichs als auch aus nur einem Teil dieser Fläche bestehen.

Insbesondere kann auch ein gefalteter Polymertransistor 800 (vgl. Fig. 8) verwendet werden, um eine für Messtechnik und Schaltungstechnik optimale Größenordnung der auszuwertenden elektrischen Parameter bereitzustellen. Die Faltung des Polymertransistors 800 führt dabei zu einem Gesamttransistor mit sehr großer elektrischer Weite, wobei anzumerken ist, dass die relative Änderung der gemessenen Parameter, d. h. die relative Empfindlichkeit des Biosensors sich nicht ändert.

Aufgrund prozesstechnischer Gegebenheiten kann man in einfacher Weise erreichen, dass die Sensorfläche eine topfähnliche oder pfannenähnliche Form hat, d. h. eine Kompartimentierung aufweist. Die Aufnahme kleiner Probenvolumina wird dadurch erleichtert.

Indem man mehrere in der in Fig. 3 gezeigten Transistoren mit bio-kompatiblen Sensorflächen auf demselben Träger nebeneinander anordnet, kann somit erfindungsgemäß sehr einfach eine matrixförmige Anordnung von Sensoroberflächen erreicht werden.

Es ist anzumerken, dass die oben beschriebenen Möglichkeiten selbstverständlich auch kombiniert werden können, insbesondere auch zur Herstellung von Arrays aus solchen Biosensoren, welche zusätzlich Schaltungen zur Verarbeitung der Sensorsignale enthalten, welche ebenfalls mit Hilfe von Polymertransistoren realisiert werden.

In diesem Dokument sind folgende Veröffentlichungen zitiert : [1] http ://www. affymetrix. com/technology/tech_probe_content. html [2] http : //www. affymetrix. com/technology/ tech-spotted content. html [3] WO 00/04382 [4] N. L. Thompson, B. C. Lagerholm, Total Internal Reflection Fluorescence : Applications in Cellular Biophysics, Current Opinion in Biotechnology, Vol. 8, S. 58-64, 1997 [5] P. van Gerwen, Nanoscaled Interdigitated Electrode Arrays for Biochemical Sensors, IEEE, International Conference on Solid-State Sensors and Actuators, Chicago, S. 907-910,16.-19. Juni 1997 [6] R. Hintsche et al., Microelectrode arrays and application to biosensing devices, Biosensors & Bioelectronics, Vol. 9, S. 697-705,1994 [7] R. Hintsche et al., Microbiosensors Using Electrodes Made in Si-Technology, Frontiers in Biosensorics, Fundamental Aspects, edited by F. W. Scheller et al., Dirk Hauser Verlag, Basel, S. 267-283,1997 <BR> <BR> [8] http : //www. motorola. com/lifesciences/morlocO0. htm<BR> [9] http : //www. microsensor. com

[10] F. K. Perkins et al., An Active Microelectronic Transducer for Enabling Label-Free Miniaturized Chemical Sensors, Tech. Dig. IEDM, 2000, S. 407-410 (Publikation 17.3) [11] WO 00/20916 [12] M. G. Kane et al, Analog and Digital Circuits using Organic Thin-Film Transistors on Polyester Substrate, IEEE Electron Device Letters, Vol. 21, Nr. 11, S. 534- 536,2000 [13] C. D. Sheraw et al, Fast Organic Circuits on flexible Polymeric Substrates. IEEE, 2000 [14] R. Sirringhaus et al, High-Resolution Inkjet Printing of All-Polymer Transistor Circuits, Science, Vol. 290, S.

2123-2126 [15] M. Shim, N-Type colloidal Semiconductor Nanocrystals, Nature Vol. 407, S. 981-983,2000 [16] Kunststoff-Kompendium, 2. Auflage 1988, Franck/Biederbick, Vogel-Buchverlag Würzburg, ISBN 3- 8023-0135-8, S. 8-10,110-163 [17] Mirsky et al., Capacitive monitoring of protein immobilization and antigen-antibody reactions on monomolecular alkylthiol films on gold electrons, Biosensors & Bioelectronics Vol. 12, Nr. 9-10, S. 977- 989,1997

[18] T. Cass, F. S. Ligler, Immobilized Biomolecules in Analysis, S. 195ff, Oxford University Press, 1998, ISBN 0-19-963636-2 [19] H. Katz et. al., A soluble and air-stable organic semiconductor with high electron mobility, Nature Vol.

404, S. 478-481,2000 [20] WO 99/39373 [21] WO 99/19900 [22] B. Crone et. al. Large Scale complementary integrated circuits based on organic transistors, Nature Vol., 403, S. 521-523,2000 [23] US 5,309, 085 A [24] US 6,335, 539 B1 [25] DE 41 15 398 Al [26] US 2002 002299 Al [27] DE 38 76 602 T2 [28] US 5,596, 208 A [29] DE 41 15 397 Al Bezugszeichenliste 100 Feldeffekt-Transistor 101 Träger 102 Gate-Bereich 103 Schicht aus dielektrischem Material 104 Source/Drain-Bereich 105 Source/Drain-Bereich 106 Schicht mit halbleitendem Material (Body-Bereich) 107 monomolekulare Schicht aus Molekülen 108 zusätzliche Schicht 200 Sensor 201 Elektrode aus Gold 202 Elektrode aus Gold 203 Isolatorschicht 204 Elektrodenanschluss 205 Elektrodenanschluss 206 DNA-Sondenmoleküle 207 Analyt 208 DNA-Strang 300 Feldeffekt-Transistor 301 Träger 302 Gate-Bereich 303 dielektrische Schicht 304 erster Source/Drain-Bereich 305 zweiter Source/Drain-Bereich 306 Schicht des Body-Bereichs 307 erste Oligonukleotid-Moleküle (Sonden-Moleküle) 308 zweite Oligonukleotid-Moleküle (Sonden-Moleküle) 309 DNA-Moleküle 400 Symbol für Feldeffekt-Transistor 401 erster Source/Drain-Bereich 402 zweiter Source/Drain-Bereich 403 Gate-Anschluss 404 Body-Anschluss 410 Ersatzschaltbild 411 erster Feldeffekt-Transistor 412 zweiter Feldeffekt-Transistor 420 Ersatzschaltbild 421 MOS-Feldeffekt-Transistor 422 Addierer 423 erstes Verstärkerelement 424 erste Spannungsquelle 425 zweites Verstärkerelement 426 zweite Spannungsquelle 500 Auswerteschaltung 501 Analyt-Spannungsquelle 502 Massepotential 503 Gate-Spannungsquelle 504 Strommesseinrichtung 505 Drain-Spannungsquelle 600 Auswerteschaltung 601 Spannungs-Messgerät 602 Massepotential 603 Stromquelle 700 Auswerteschaltung 701 Regelungsschaltung 702 Massepotential 800 Polymertransistor