L'invention se rapporte au domaine de la thérapie cellulaire et en particulier des greffes de cellules souches hématopoïétiques, transformées ou non, et à la reconstitution immunitaire à la suite de telles greffes.

La greffe de Progéniteurs et Cellules Souches Hématopoïétiques (HSPC pour Hematopoietic Stem and Progenitor Cells) est considérée comme la meilleure option thérapeutique pour les déficits immunitaires héréditaires les plus sévères, pour de nombreuses hémopathies malignes, ainsi que pour un certain nombre de tumeurs solides.

Actuellement, dans les situations d'allogreffes avec incompatibilité HLA partielle, l'injection aux receveurs préalablement conditionnés de doses croissantes de HSPC CD34+ triées permet la prise de greffe du donneur avec une prévention efficace de la maladie du greffon contre l'hôte (GVH). Néanmoins, la différenciation de nouveaux lymphocytes T à partir des cellules CD34+ injectées, nécessite une période minimale de 4 mois et ces lymphocytes T ne sont en nombre suffisant pour jouer un rôle protecteur vis à vis des infections que quelques mois après leur apparition.

C'est à cette lenteur de la reconstitution immunitaire que l'on doit les nombreuses complications infectieuses notamment virales, mais également les rechutes, qui influent sur le pronostic à long terme des patients greffés.

Par ailleurs, d'autres protocoles thérapeutiques utilisent une approche de thérapie génique, c'est-à-dire une autogreffe de HPSC transduites, qui a démontré son efficacité dans le traitement de certains déficits immunitaires héréditaires. L'intérêt de cette stratégie par rapport à la greffe de HSPC CD34+ allogénique est indiscutable en termes de survie et de morbidité quand aucun donneur HLA- compatible n'est disponible. Néanmoins, l'expérience clinique a montré que pour certains patients présentant des infections sévères, la reconstitution du compartiment lymphocytaire T est lente et n'atteint jamais des niveaux normaux de lymphocytes T circulants. Les morbidité et mortalité associées à ce contexte particulier sont importantes. De par le nombre de patients concernés, de par l'importante morbidité et mortalité qui suit ce type de greffe, la mise au point de nouvelles thérapeutiques visant à diminuer la période d'immunodéficience suivant la greffe est pleinement justifiée.

Il est donc important d'accélérer la génération des lymphocytes T par l'administration de précurseurs engagés dans la voie de différenciation lymphoïde T (progéniteurs de cellules T).

Ces précurseurs de cellules T sont issus d'une différentiation de HSPC CD34+ et présentent notamment le marqueur CD7+, qui est un marqueur de différentiation dans la voie des lymphocytes T. Ils peuvent également présenter d'autres marqueurs. Ainsi, Awong et al (Blood 2009;1 14:972-982) ont décrit les précurseurs suivants des lymphocytes T : les progéniteurs précoces thymiques (early thymic progenitor (ETP), qui présentent les marqueurs (CD34+/CD45RA+/CD7+), les cellules au stade proT1 (CD7++/CD5-), les cellules au stade proT2 (CD7++/CD5+), les cellules au stade préT (CD7++/CD5+CD1 a+). Les HSPC acquièrent donc ces marqueurs de façon successive en passant par ces étapes, lors du développement de cellules T. Une greffe de précurseurs T concomitante à la greffe de HSPC permettrait la production rapide d'un compartiment lymphocytaire T mature et fonctionnel, et préviendrait de ce fait, le risque d'infections sévères, en permettant au patient de bénéficier d'un niveau d'immunité minimal avant la reconstitution totale de son système immunitaire.

Par ailleurs, il est important de pouvoir utiliser des cellules adultes plutôt que des cellules de sang de cordon, dans la mesure où il est plus facile et moins onéreux d'obtenir des cellules adultes, que des cellules de sang de cordon et qu'elles sont plus utilisées en allogreffe.

Toutefois, les données publiées dans la littérature, obtenues chez l'homme et la souris, montrent des différences intrinsèques entre cellules hématopoïétiques fœtales (incluant le sang de cordon) et cellules adultes. Ces différences portent sur la survie, la capacité à réparer les dommages à l'ADN, la capacité proliférative et le potentiel de différenciation (voir notamment Yuan et al (Science. 2012 Mar 9;335(6073):1 195-200), qui indiquent que les cellules de moelle osseuse adultes sont moins efficaces que les cellules fœtales dans leur potentiel de générer divers types cellulaires ; Lansdorp et al. (J Exp Med. 1993 Sep 1 ;178(3)787-91 ) ; Szilvassy et al. (Blood. 2001 Oct 1 ;98(7):2108-15); Frassoni et al. (Blood. 2003 Aug 1 ;102(3):1 138-41 ); Liang et al. (Blood. 2005 Aug 15;106(4):1479-87) ; Six et al. (J Exp Med. 2007 Dec 24;204(13):3085-93)).

Les protéines Notch sont des récepteurs transmembranaires qui régulent la réponse cellulaire à un grand nombre de signaux environnementaux. Chez les mammifères, 4 récepteurs Notch (Notch 1 -4) et cinq ligands (Delta-like-1 , 3, and 4, jaggedl , jagged2) ont été décrits (Weinmaster Curr Opin Genêt Dev. 2000;10:363- 369).

Les ligands de Notch ont plusieurs dénominations. Ainsi, le ligand Delta- like-ligand 4 peut être désigné comme :

-Delta-like-ligand 4 (correspondant au nom du gène DLL4)

-ou par simplification Delta-like-4 ou Delta ligand 4 (abbréviation DL-4).

Dans la présente demande, les ligands de Notch Delta-like-1 et Delta-like-4 pourront être désignés respectivement par DL1 et DL4 ou par DL-1 et DL-4. Les séquences des ligands DL-1 et DL-4 sont précisées en tant que SEQ ID N° 1 et SEQ ID N° 2, respectivement.

Il a été montré que l'interaction de Notch-1 avec les ligands DL-1 ou DL-4 joue un rôle important dans la lymphopoïèse T précoce.

Ainsi, plusieurs groupes de recherche ont réussi à induire une différenciation T murine et humaine in vitro par coculture de progéniteurs hématopoïétiques, par exemple avec des cellules stromales OP9 ou Tst-4 transduites avec le ligand DL-1 ou le ligand DL-4. Il ainsi été montré que les précurseurs ainsi générés permettaient la production de lymphocytes T matures après greffe à des souris immunodéficientes irradiées (voir notamment Zakrzewski et al, Nat Med 2006 12(9): 1039 et Nat Biotech 2008 26(4): 453; Awong et al, Blood 2009 1 14 (5) :972; Meek et al, Blood 2010. 1 15:261 -264).

Toutefois, l'utilisation d'un stroma murin génétiquement modifié ne peut être envisagée dans un contexte clinique.

Il s'agit de développer un procédé permettant de générer et augmenter le nombre de précurseurs lymphocytaires T CD7+, à partir de cellules souches hématopoïétique CD34+ sans utiliser de stroma cellulaire. De préférence, les cellules souches hématopoïétiques ont été isolées à partir d'un donneur adulte.

Dans l'espoir de remplacer le stroma OP9/DL1 par un système cliniquement plus acceptable, les inventeurs ont testé différents ligands de Notch solubles, et démontré qu'une forme soluble du ligand DL-4, fusionnée avec un fragment Fc d'une immunoglobuline (DL4/Fc), permettait de générer des cellules CD7+ à partir de progéniteurs CD34+ de sang de cordon (Reimann et al, Stem Cells 2012 ; 30 :1771 -1780).

Ces travaux ont montré que 7 jours d'exposition au ligand DL4/Fc permettent d'obtenir un grand nombre de progéniteurs T, CD7+CD34+/-. L'analyse quantitative par Taqman-PCR des populations générées pour l'expression des gènes cibles de Notch et des gènes impliqués dans la différenciation des lymphocytes T, ont montré que les changements phénotypiques correspondaient à un engagement dans la voie de différenciation lymphoïde T, en particulier avec une hausse de pTa, Rag1 , IL7Ra et BCL1 1 b, et une baisse de l'expression de facteurs de transcription impliqués dans les voies de différenciation myéloïde et lymphoïde B (notamment Pax5). Ainsi, les populations générées sur DL4/Fc correspondaient phénotypiquement et moléculairement aux populations retrouvées dans le thymus humain.

Ces travaux ont également montré l'absence de réarrangements des loci du récepteur de cellules T. Le potentiel lymphoïde T des progéniteurs générés en culture a été évalué in vitro et in vivo . In vitro, la quantification du potentiel lymphoïde T en conditions de dilutions limites dans des cultures secondaires sur un stroma OP9 exprimant le ligand DL-1 a démontré une augmentation de plus de 200 fois par rapport aux HPSC CD34+ non cultivées. In vivo, ce potentiel a été déterminé par injection de ces cellules dans des souris NOD/SCID/vc-/- irradiées de 4 semaines ou nouveau-nés. Une thymopoïèse active a été retrouvée dans 20/22 souris ayant reçu des cellules cultivées sur DL4/Fc, contre 13/19 des souris ayant reçu des cellules CD34+ non cultivées. Des lymphocytes T matures ont été détectés uniquement dans les receveurs de cellules cultivées sur DL4/Fc. Les études de répertoire et les tests fonctionnels ont démontré que les lymphocytes T générés à partir des précurseurs T DL4/Fc présentaient un répertoire polyclonal et étaient fonctionnels.

Ces résultats montrent que l'exposition des cellules CD34+ de sang de cordon à DL4/Fc permet l'induction du développement lymphoïde T et la génération d'un grand nombre de précurseurs T in vitro. En outre, les précurseurs générés promeuvent une thymopoïèse humaine in vivo après greffe de souris immunodéficientes irradiées. Ainsi, alors que les publications antérieures ne faisaient état que d'une thymopoïèse active, des cellules T humaines matures circulent en périphérie chez ces souris très précocement après la greffe.

Ce système présente toutefois un certain nombre de limites :

1 ) D'un point de vue quantitatif, le système DL4/Fc permet d'obtenir environ 6.5x10 ⁵ progéniteurs T à partir de 10 ⁶ CD34+ de sang de cordon. Ce nombre pourrait se révéler insuffisant pour un adulte recevant une greffe de sang de cordon.

2) La molécule DL4/Fc est immobilisée sur le plastique des boites de culture. Cette étape d'immobilisation est importante pour permettre l'engagement des HPSC dans la voie lymphoïde T. Mais ce système présente trois limites, en terme de :

- efficacité de l'immobilisation

- demi-vie de la molécule immobilisée

- liaison de DL4/Fc à son récepteur Notch à la surface des HSPC CD34+ Delaney et al (Nat Med. 2010 February ; 16(2): 232) ont décrit des cultures de cellules souches de sang de cordon en présence d'un ligand de Notch (DL-1 ). L'objectif était d'accélérer la reconstitution hématopoïétique après greffe. Il convient toutefois de noter que les auteurs parlent d'augmenter le nombre de « progéniteurs » et que ce terme reflète en fait les cellules souches et les progéniteurs multipotents hématopoïétiques, en particulier myéloïdes. Les cellules ont été cultivées pendant 17-21 jours.

Ohishi et al (J Clin Invest. 2002 Oct;1 10(8):1 165-74), cité dans Delaney et al décrivent également une culture de cellules souches issues de sang de cordon in vitro pour augmenter la capacité de repopulation du thymus et de la moelle osseuse lors d'une greffe. Les cellules sont également cultivées pendant 17 ou 18 jours.

Ces auteurs ne décrivent toutefois pas l'utilisation de cellules souches issues de donneurs adultes, ni le fait de cultiver ces cellules pour les utiliser pour reconstituer une population de précurseurs de lymphocytes T permettant de fournir une protection immunitaire à un receveur, dans les semaines suivant une greffe de moelle osseuse.

Kim et Roy (2009, In: "Biological interactions on materials surfaces", 2009, Puleo and Bizios, pages 157-171 ) exposent l'utilisation de biomatériaux présentant des ligands immobilisés pour contrôler et orienter la différenciation de cellules souches. La culture de cellules souches hématopoïétiques en présence de microbilles présentant le ligand Delta-like-4 de Notch aide à leur différenciation en lymphocytes T. La fibronectine immobilisée sur le support cellulaire améliore l'expansion des cellules souches. Des résultats similaires sont obtenus avec des peptides immobilisés comprenant par exemple les motifs RGDS et CS-1 .

WO 201 1/068962 décrit des procédés de différenciation de lymphocytes T ou NK in vitro à partir de cellules souches hématopoïétiques ou de cellules précurseurs. La première étape du procédé de différenciation de lymphocytes T permet la production de progéniteurs de lymphocytes T en cultivant les cellules souches sur une couche de cellules nourricières OP-9 transformées exprimant le ligand de Notch DLL Le premier exemple illustre la génération de progéniteurs de lymphocytes T à partir de cellules souches murines de moelle osseuse.

WO 2014/1 10353 concerne des compositions comprenant un ligand de Notch ostéo-inducteur lié à au moins un substrat biocompatible. Elle concerne également des procédés de traitement de patients nécessitant une formation de tissu osseux par administration d'une composition comprenant un ligand de Notch ostéo-inducteur lié à au moins un substrat biocompatible. II est donc nécessaire de développer une nouvelle méthode permettant d'améliorer la quantité de précuseurs de lymphocytes T générés à partir de cellules CD34+. Par ailleurs, cette méthode devrait également permettre l'obtention de précurseurs de lymphocytes T, y compris à partir des HSPC CD34+ transduites, qui puisse être applicable sur des cellules CD34+ adultes pour des greffes allogéniques ou des autogreffes, permettant ainsi de palier le nombre relativement faible de cellules de sang de cordon.

Les inventeurs ont montré que l'on pouvait améliorer la quantité de précurseurs de cellules T à partir de cellules CD34+ en exposant lesdites cellules CD34+ à un ligand de Notch, en présence d'un fragment de fibronectine, contenant un motif RDGS (SEQ ID N° 3, Arginine - Glycine - Aspartate - Sérine), et/ou un motif CS-1 et éventuellement un domaine de liaison à l'héparine. De préférence, ledit fragment de fibronectine, contient un motif RDGS, un motif CS-1 et un domaine de liaison à l'héparine.

Cette exposition conjointe des cellules CD34+ au ligand de Notch et à ce fragment de fibronectine permet également d'induire la différentiation de cellules CD34+ tranduites vers la voie lymphoïde T, ce qui permet l'utilisation du procédé pour des greffes en thérapie génique.

On pense que l'effet observé est dû à la présence du motif RGDS et/ou du motif CS-1 dans le fragment de fibronectine. Ainsi, les procédés et méthodes décrits ci-dessous sont également applicables en utilisant un peptide RGDS et/ou un peptide CS-1 en place du fragment de fibronectine. Une utilisation conjointe des peptides RGDS et CS-1 est toutefois préférée, en particulier au sein de la même protéine.

Si l'on utilise un peptide RGDS et/ou un peptide CS-1 , ils peuvent ainsi être présents en tant que tels au sein du milieu de culture, ou présents au sein d'un peptide ou d'une protéine présente dans ledit milieu. Lorsque le milieu de culture ne contient que le peptide RGDS et/ou le motif Cs-1 en tant que tels, on parlera de peptide « libre » dans ledit milieu si ce peptide n'est pas immobilisé sur la paroi inférieure du récipient. En effet, le peptide peut être présent en solution, ou immobilisé sur la paroi inférieure du récipient dans lequel l'exposition des cellules CD34+ au ligand de Notch est réalisée. Dans le mode de réalisation préféré, l'invention se rapporte à une méthode

(ou un procédé) de génération de progéniteurs de cellules T, comprenant l'étape d'exposer des cellules CD34+ dans un milieu contenant un ligand de Notch, en présence d'un fragment de fibronectine. Le ligand de Notch est immobilisé sur un support. Le fragment de fibronectine contient un motif RDGS, un motif CS-1 et un domaine de liaison à l'héparine.

Le procédé selon l'invention est réalisé in vitro, dans un récipient (tel qu'une boîte de culture cellulaire (boîte de Pétri, boîte 24 puits...)) sur la paroi inférieure duquel est immobilisé le ligand de Notch. Le ligand de Notch peut aussi être immobilisé sur tout autre support présent dans le milieu de réaction, en particulier à la surface de microbilles. L'immobilisation du ligand de Notch vise essentiellement à stabiliser le ligand pour permettre l'activation du récepteur Notch.

Par « progéniteur de cellules T », on entend désigner toute cellule engagée dans la voie de différentiation vers la voie lymphoïde T à partir d'une HSPC CD34+. Cette cellule est donc caractérisée en ce qu'elle exprime le marqueur CD7, qui est connu comme étant un des marqueurs apparaissant le plus précocement pendant la lymphopoïèse des cellules T. Selon l'état de différentiation dans la voie lymphoïde T, elle peut exprimer ou non le marqueur CD34 (perte de CD34 au cours de la différentiation).

Parmi les « progéniteurs de cellules T », on cite les cellules que l'on peut trouver dans le thymus post-natal, c'est-à-dire les cellules thymiques progénitrices précoces {early thymic progenitor, ETP) (CD34+/CD45RA+/CD7+), les cellules proT1 (CD34+CD45RA+CD7++CD5-CD1 a-), les cellules proT2 (CD34+CD45RA+CD7++CD5+CD1 a-), et les cellules preT (CD34- CD7++/CD5+CD1 a+). Ces cellules sont bien connues dans l'état de la technique. Elles sont notamment citées par Reimann et al (2012, op. cit.), et par Awong et al (2009, op.cit). Par peptide RGDS, ont entend désigner tout peptide ou toute protéine contenant le motif RGDS, de telle sorte qu'il puisse se lier à l'intégrine VLA-5 (voir ci-après. Un tel peptide ou une telle protéine peut être testé par sa capacité à supprimer l'interaction de la fibronectine avec cette intégrine VLA-5, par des méthodes largement documentées dans l'art.

Le peptide RGDS se lie à l'intégrine VLA-5 (Very Late Antigen-5), qui est un dimère composé de CD49e (alpha5) et de CD29 (betal ).

Les domaines de liaison à l'héparine sont connus dans l'art et présents dans de nombreuses protéines se liant à l'héparine. Ils se présentent généralement sous la forme XBBXBX and XBBBXXBX (B = acide aminé basique; X = acide aminé hydropathique ; Cardin et Weintraub, Arterioscler Thromb Vase Biol. 1989;9:21 -32, SEQ ID N° 4 et SEQ ID N° 5).

La présence d'un tel domaine de liaison à l'héparine est particulièrement avantageuse lorsque l'on expose également les cellules CD34+ à un vecteur rétroviral dans le but de les transduire, afin d'obtenir des progéniteurs de cellules T exprimant un transgène.

Un peptide CS-1 ou motif CS-1 est un peptide de 25 acides aminés (DELPQLVTLPHPNLHGPEILDVPST, SEQ ID N° 6), qui a été décrit par Wayner et al, 1989, J. Cell Biol. 109: 1321 ). Ce motif CS-1 se lie au récepteur VLA-4 (Very Late Antigen-4). Cet antigène est une intégrine dimérique, composée de CD49d (alpha 4) et de CD29 (beta 1 ). Dans un mode de réalisation particulier, le fragment de fibronectine est présent dans le milieu de culture ou immobilisé sur la paroi inférieure du récipient. La fibronectine est une protéine, qui sous sa forme naturelle, est un dimère de grande taille en forme de v de 100 nm de long et de 460kDa. Les deux monomères sont reliés par deux ponts disulfure à leur extrémité C-terminale. Par « fibronectine », on entend désigner la protéine fibronectine naturelle (c'est-à-dire n'importe quelle isoforme produite par épissage alternatif), mais également un monomère de cette protéine, ou un fragment de cette protéine (mais contenant le peptide RGDS, ainsi que peptide CS-1 et le site de liaison à l'héparine).

Une fibronectine particulièrement adaptée pour la mise en œuvre du procédé selon l'invention est la Retronectin®. Cette protéine correspond à un fragment d'une fibronectine humaine (fragment CH-296 ; Kimizuka et al, J Biochem. 1991 Aug;1 10(2):284-91 ; Chono et al, J Biochem. 2001 Sep;130(3):331 - 4) et contient les trois domaines fonctionnels préférés dans le cadre de la mise en œuvre du procédé (le domaine C de liaison aux cellules contenant le peptide RGDS, le domaine de liaison à l'héparine et la séquence CS-1 ). Cette protéine est déjà utilisée pour améliorer la transduction utilisant des vecteurs rétroviraux (Chono et al, op cif), en permettant la colocalisation des cellules cibles (liaisons aux intégrines VLA-4 et VLA-5) et des virions (qui se lient au domaine de liaison à l'héparine). Cette protéine est notamment commercialisée par la société Takara Bio Inc. (Shiga, Japon).

Il est surprenant et inattendu que cette protéine puisse également améliorer la différentiation des cellules CD34+ en progéniteurs de cellules T, y compris lorsque l'on souhaite obtenir de tels progéniteurs pour des cellules transduites par un vecteur viral, dans le cadre d'une thérapie génique, ainsi que pour des cellules adultes. Ainsi que discuté plus haut, mais sans vouloir être lié par cette théorie, cette amélioration dans la différentiation des cellules CD34+ est probablement liée à la présence du motif RGDS qui se lie à l'intégrine VLA-5, présente sur les cellules et/ou du motif CS-1 qui se lie au récepteur VLA-4.

Dans un mode de réalisation particulier, le fragment de fibronectine est immobilisé (c'est-à-dire est lié à un support solide et n'est pas présent de façon libre en solution (même s'il est possible que certains éléments puissent s'y retrouver s'ils se décollent du support). Ce support solide est préférentiellement la paroi inférieure du récipient dans lequel le procédé est mis en œuvre. Toutefois, on peut aussi envisager de lier le fragment de fibronectine à des billes, telles que des billes de polymères ou des billes magnétiques (d'un diamètre généralement compris entre 1 μηι et 5 μηι). La liaison de la protéine ou du peptide sur ces billes peut être covalente ou non. Les méthodes d'attache d'une protéine ou d'un peptide sur une bille sont bien connues dans l'art. On peut aussi introduire ce fragment de fibronectine dans un milieu semi-solide, tel qu'une gélose ou un gel.

Lorsque le fragment de fibronectine est immobilisé sur le support (en particulier la paroi inférieure du récipient dans lequel le procédé est mis en œuvre), cette immobilisation peut aussi être covalente ou non. Dans un mode de réalisation préféré, cette immobilisation est effectuée de façon non covalente en laissant le fragment de fibronectine être absorbé sur le verre ou le plastique composant la paroi inférieure du récipient. Dans un mode de réalisation particulier, ainsi que vu plus haut, on effectue à la fois la différentiation des cellules CD34+ en progéniteurs de cellules T, et la transduction desdites cellules CD34+ à l'aide d'un vecteur viral afin d'introduire un gène d'intérêt dans ces cellules. Cela signifie que les cellules exposées au ligand de Notch et au fragment de fibronectine sont également exposées à un surnageant viral, pendant au moins une partie de leur temps d'exposition au ligand de Notch et fragment de fibronectine.

De fait, les inventeurs ont pu mettre en évidence que lorsque des cellules préalablement transduites sont exposées au ligand de Notch (notamment DL-4), la production de lymphocytes T in vivo est plus lente que lorsque la transduction est effectuée en même temps que l'exposition à DL-4. L'exposition conjointe permet donc d'accélérer la production de cellules T in vivo (après transplantation).

Un second avantage de cette exposition conjointe des cellules au surnageant viral et au ligand de Notch (notamment DL-4) est de raccourcir la période de culture (7 jours au lieu de 1 1 jours).

Il est à noter qu'une exposition conjointe des cellules au surnageant viral et au ligand de Notch (notamment DL-4) sans la présence du fragment de fibronectine permet également d'accélérer la production de progéniteurs de cellules T, et est un autre aspect de l'invention, selon les mêmes modalités qu'en présence du fragment de fibronectine.

Ainsi, dans un mode de réalisation préféré, on commence par exposer les cellules au ligand de Notch et fragment de fibronectine pendant un certain temps (de préférence supérieur à 4 heures, de façon plus préférée supérieur à 6 h, voir supérieur à 8h ou supérieur à 10h, mais préférentiellement inférieur à 36 heures, de façon plus préférée inférieur à 30 h, de façon plus préférée inférieure à 24 h), en présence de cytokines, ce qui permet aux cellules d'entrer en cycle de division (préactivation), puis on ajoute le surnageant viral pendant un certain temps (de préférence supérieur à 4 heures, de façon plus préférée supérieur à 6 h, voir supérieur à 8h ou supérieur à 10h, mais préférentiellement inférieur à 30 heures, de façon plus préférée inférieur à 24 h, de façon plus préférée inférieure à 16 h en moyenne).

Si l'on observe que le nombre de cellules transduites est insuffisant, il est possible d'effectuer une seconde transduction, en exposant de nouveau les cellules au vecteur viral selon les modalités décrites ci-dessus.

Ce mode de réalisation est notamment mis en œuvre lorsque l'on souhaite effectuer une greffe autologue de cellules souches hématopoïétiques dans le cadre d'un protocole de thérapie génique. Ainsi, le transgène introduit par transduction avec le surnageant viral est destiné à exprimer une protéine absente ou déficiente chez le patient afin de lui apporter un bénéfice thérapeutique. Parmi les transgènes utilisables (sans que cette liste ne soit limitative ou exhaustive), on peut citer les gènes permettant la thérapie des immunodéficiences (notamment les immunodéficiences combinées sévères, SCID ou non, CID), de HIV, de l'adrénoleucodystrophie liée à l'X, des hémoglobinopathies, notamment de la β- thalassémie ou de l'anémie falciforme. Les immunodéficiences innées ou acquises telles que le SIDA, due au VIH sont donc des maladies pouvant être ciblées par des stratégies de thérapie génique

La transduction est effectuée préférentiellement avec un surnageant rétroviral permettant l'insertion du transgène dans le génome de la cellule. Les vecteurs, notamment des vecteurs lentiviraux, présents dans ledit surnageant sont particulièrement adaptés pour ce type d'application et ont été largement décrits dans la littérature.

Ainsi, le milieu peut aussi contenir un vecteur viral destiné à la transduction desdites cellules CD34+, dans la mise en œuvre du procédé selon l'invention. Dans un mode de réalisation particulier, ce vecteur viral est introduit après une période de préactivation des cellules dans le milieu (culture en présence de cytokines permettant aux cellules d'entrer en cycle de division), comprise entre 4 h et 36 h, de préférence entre 6 et 24 h. Le vecteur viral est maintenu dans le milieu au contact des cellules pendant une durée comprise entre 4 h et 30 h, de préférence entre 12 h et 24 h, de façon plus préférée pendant environ 16 h, puis est retiré du milieu. Pour « retirer » le vecteur viral du milieu, les cellules sont récoltées, lavées et remises en culture en présence du ligand de Notch et du fragment de fibronectine. Dans un mode de réalisation particulier, ledit ligand de Notch est la protéine

Delta-like-1 (SEQ ID N° 1 ) ou un fragment (domaine soluble).

Dans un autre mode de réalisation, le ligand de Notch est la protéine Delta- like-4 (SEQ ID N° 2).

Dans un mode de réalisation particulier, ledit ligand de Notch est une protéine de fusion comprenant le domaine soluble d'un ligand de Notch naturel, fusionné à une région Fc d'une protéine IgG. Le domaine soluble d'un ligand de Notch représente la partie extracellulaire dudit ligand. Celle-ci est bien connue. Ainsi, Varnum-Finney et al (J Cell Sci. 2000 Dec;1 13 Pt 23:4313-8) ont décrit une protéine de fusion de la partie soluble de DL-1 avec une portion Fc d'une IGg1 . Reimann et al (op. cit) ont décrit une protéine de fusion de la partie soluble de DL- 4 (acides aminés 1 -526) avec le fragment Fc d'une immunoglobuline lgG2b. Il est ainsi préféré lorsque la protéine IgG est une lgG2.

Le milieu de culture utilisé dans le cadre de la présente invention est tout milieu apte à la culture de cellules CD34+ et de cellules T. On peut notamment citer les milieux α-ΜΕΜ, DMEM, RPMI 1640, IMDM, BME, McCoy's 5A, StemSpan™ (Stem Technologies) ou milieu de Fischer. Un milieu de culture parfaitement adapté et préféré pour la mise en œuvre du procédé selon l'invention est le milieu X-VIVO™ 20 (Lonza, Bâle, Suisse). Ce milieu a été utilisé notamment par Jonuleit et al (Eur J Immunol, 1997, 27, 12, 3135-42) et Luft et al (J Immunol, 1998, 161 , 4, 1947-53).

De préférence, on utilise un milieu basai (c'est-à-dire qui permet la croissance des cellules sans qu'il soit nécessaire d'y ajouter des compléments), que l'on va toutefois supplémenter avec sérum, ainsi que des facteurs de croissance et des cytokines.

Ainsi, on ajoute préférentiellement du sérum bovin fœtal (FBS) ou du sérum de veau fœtal (FCS), du sérum humain autologue ou du sérum human AB dans le milieu de culture basai. De préférence, on complémente ce milieu avec au moins 15 % de sérum fœtal, de façon plus préférée au moins 20 %. Le FBS est particulièrement adapté pour la mise en œuvre de ce procédé. En particulier, on préfère utiliser du FBS défini. Le FBS défini est un sérum de haute qualité qui a été analysé et filtré pour éviter la présence de particules virales. Il est vendu comme tel par de nombreux fournisseurs, comme le HyClone™ Defined Fetal Bovine Sérum (FBS) de Thermo Scientific™.

Le milieu de culture est également préférentiellement complémenté avec des cytokines et facteurs de croissance. Ces cytokines et facteurs de croissance sont notamment choisis dans le groupe consistant en SCF (Facteur de cellules souches), thrombopoïétine (TPO, également appelée facteur de croissance et de développement des mégacaryocytes, MGDF), Flt3-Ligand (qui est un facteur de croissance hématopoïétique), l'interleukine 3 (IL-3), l'interleukine 7 (IL-7) et le SCF (Facteur de cellules souches) Dans un mode de réalisation particulier, le milieu de culture contient au moins trois, préférentiellement au moins quatre de ces cytokines ou facteurs de croissance.

Dans un mode de réalisation préférée, et notamment pour la génération de précurseurs de lymphocytes T non transduits par un vecteur viral, on ajoute au moins ou exactement trois cytokines.

De préférence, ces trois cytokines sont Nnterleukine-7 (IL-7), le SCF (Facteur de cellules souches) et le Flt-3 Ligand (facteur de croissance hématopoïétique). Dans un autre mode de réalisation préféré, on ajoute quatre cytokines, c'est-à-dire les trois cytokines mentionnées ci-dessus et le TPO (thrombopoïétine).

Dans un autre mode de réalisation particulier, et notamment pour la génération de précurseurs de lymphocytes T transduits par un vecteur viral, on peut faire varier la nature des cytokines et facteurs de croissance au cours de la mise en œuvre du procédé.

Ainsi, on peut utiliser de l'IL-3, de l'IL-7, du SCF, de la TPO, et du Flt3-L dans le milieu, si l'on réalise l'étape de préactivation des cellules avant ajout du vecteur viral, puis ne supplémenter le milieu qu'avec l'IL-7, le SCF, la TPO, et le Flt3-L, après que l'on a retiré le vecteur.

Les mélanges de cytokines et facteur de croissance mentionnés ci-dessus sont suffisants pour induire la différentiation des cellules CD34+ en précurseurs de lymphocytes T et, généralement, le milieu de culture ne comprend aucune autre cytokine ou facteur de croissance.

Dans le cadre du procédé, la durée totale d'exposition des cellules CD34+ en présence du ligand de Notch et de la protéine ou du peptide présentant le motif RGDS est généralement effectuée pendant une durée préférentiellement supérieure à 3 jours, et inférieure à 10 jours.

Cette exposition peut varier en fonction de la transduction ou non des cellules. Ainsi, une durée d'exposition de trois jours peut s'avérer suffisante pour des cellules souches adultes non-transduites, alors qu'il sera généralement plus longue en cas de transduction ou de cellules souches infantiles (environ 7 jours). Les cellules CD34+ sont obtenues à partir d'un échantillon sanguin d'un donneur, d'une ponction de moelle osseuse ou à partir de sang de cordon ombilical. Les méthodes pour trier les cellules CD34+ sont connues dans l'art. On peut notamment utiliser des billes magnétiques présentant un anticorps reconnaissant le CD34+ à leur surface pour ce faire.

De façon préférée, on prépare le récipient de culture cellulaire en immobilisant le ligand de Notch et le fragment de fibronectine sur la surface inférieure, avant d'exposer les cellules CD34+. La Retronectin® ou une autre fibronectine adhèrent de façon naturelle au plastique de la boîte de culture cellulaire (boîte de Pétri ou boîte 24 puits, ou autre).

De même, si l'on utilise un ligand de Notch en tant que protéine de fusion avec le fragment Fc d'une immunoglobuline, ce fragment Fc adhère également au plastique.

Il suffit donc de laisser le récipient en présence de ces composés pendant quelques heures afin d'obtenir le revêtement adéquat.

En particulier, le protocole suivant peut être utilisé pour recouvrir la surface inférieure avec le ligand de Notch fusionné avec un fragment Fc, et la Retronectin® :

préparer une solution contenant le ligand de Notch (5 g/ml) et la Retronectin® (25 à 50 μg /ml) dans du PBS (Phosphate-Buffered Saline). On peut toutefois aussi utiliser des quantités de retronectine aussi basses que 10 à 15 μg /ml sans diminuer les résultats.

recouvrir les puits d'une plaque de culture cellulaire avec cette solution: 0,5 ml of pour une plaque 24 puits ; 1 ,0 ml pour une plaque 6 puits laisser les protéines se déposer pendant 24h à 4°C (voire 48 à 72 heures), ou pendant environ 2 h à 37°C

- laver avec du PBS (à la température de travail)

utiliser un agent de blocage (PBS + 2% BSA (Albumine de sérum bovin ou humain) ou d'HA (Hémagglutinine humaine) (0,5 ml pour les plaques 24 puits ; 2ml pour les plaques 6 puits) pendant 1 h à 37°C

- laver avec du PBS à 37 °C

Il est clair que la mise au point d'autres concentrations ou d'autres conditions de revêtement est un travail de routine pour l'homme du métier, s'il utilise d'autres protéines ou d'autres récipients de culture cellulaire (flasques, poches...).

En particulier, les inventeurs ont montré qu'à la concentration de 5 μg/ml, environ 75% de DL-4 se fixe à la surface du récipient. Différentes doses de DL-4 ont été testées et il est préférable que la concentration soit supérieure ou égale à 1 ,25 μg/ml, une concentration optimale étant entre 2,5 et 5 μg/ml. Pour ce qui est de la rétronectine, la concentration de 25 μςΛτιΙ est parfaitement adaptée, bien que d'autres concentrations (supérieures ou inférieures) puissent également convenir. L'invention se rapporte ainsi également à un récipient de culture cellulaire, caractérisée en ce qu'au moins l'une de ses surfaces est recouverte d'un ligand de Notch et d'une protéine ou d'un peptide présentant le motif RGDS et/ou CS-1 , et en particulier un fragment de fibronectine tel que décrit ci-dessus.

De préférence, le ligand de Notch est la partie soluble du ligand naturel de Notch (en particulier DL-1 ou DL-4) et est fusionné avec un fragment Fc d'une immunoglobuline (telle qu'une lgG1 ou une lgG2).

De préférence, il s'agit de DL-4. De manière préférée, le fragment Fc est issu d'une lgG2. Dans un mode de réalisation préféré, le ligand de Notch immobilisé à la surface de la boîte de culture (et utilisé dans le cadre du procédé selon l'invention) présente la séquence SEQ ID N° 7.

De façon préférée, dans ce mode de réalisation, la protéine présentant le motif RGDS est telle que décrite plus haut. Il s'agit préférentiellement d'une fibronectine et en particulier de la Retronectin®.

Ainsi, de façon préférée, la boîte de culture cellulaire présente au moins une surface qui a été recouverte d'une protéine de fusion DL-4 / fragment Fc d'une lgG2 et de la Retronectin®.

Les concentrations sont telles que mentionnées ci-dessus, et le récipient a été obtenu, en particulier par la méthode décrite ci-dessus, c'est-à-dire une étape d'addition d'une solution contenant le ligand de Notch, la protéine ou le peptide présentant le motif RGDS et/ou CS-1 , en particulier le fragment de fibronectine dans ledit récipient, une étape de repos permettant aux protéines de se déposer et d'adhérer aux parois du récipient, suivies d'étapes de rinçage et préférentiellement de blocage des parois du récipient avec une protéine non-réactive (telle qu'une albumine de sérum).

Dans la mise en œuvre du procédé selon l'invention, on ajoute les cellules à une concentration comprise entre 10 ⁶ et 10 ⁷ cellules CD34+/ml, en particulier de l'ordre de 2x10 ⁶ cellules CD34+/ml dans le récipient de culture. Suivant la quantité de CD34+ à transduire, on pourra utiliser une boite allant de 2 à 10 cm ² (soit respectivement, une plaque allant de 24 puits à 6 puits). De préférence, lorsque l'on utilise une boîte 24 puits, on inocule chaque puits avec entrel O ⁵ et 10 ⁶ cellules CD34+ par puits, préférentiellement de l'ordre de 2.10 ⁵ à 4.10 ⁵ cellules CD34+ par puits. Dans le cas d'une boîte de culture à 6 puits, on utilise plutôt entre 8.10 ⁵ et 2.10 ⁶ cellules par puits.

La quantité de cellules à inoculer peut être adaptée aisément par l'homme du métier en fonction du récipient qu'il utilise.

Les cellules sont placées dans le puits dans le milieu basai choisi, préférentiellement supplémenté avec des cytokines ou facteurs de croissance, ainsi que vu plus haut.

Les concentrations de ces cytokines ou facteurs de croissance sont comprises entre 2 et 300 ng/ml.

De préférence, les cytokines sont ajoutées à une concentration généralement supérieure à 40 ng/l et inférieure à 300 ng/ml ou 200 ng/l, de façon plus préférée à une concentration de l'ordre de 100 ng/ml.

Toutefois, lorsque l'on souhaite générer des progéniteurs de cellules T transduites et que l'on pré-active les cellules avant de les mettre en présence du vecteur viral, on peut utiliser des concentrations plus élevées (de l'ordre de 300- 400 ng/ml). Dans ce mode de réalisation, on peut utiliser le SCF et le Flt3-L à des concentrations de l'ordre de 300ng/ml, le TPO et l'IL-7 à des concentrations de l'ordre de 100ng/ml, et l'IL-3 à environ 40ng/ml.

Dans un mode de réalisation préféré, la durée d'exposition des cellules au ligand de Notch et au fragment de fibronectine est préférentiellement supérieure ou égale à 3, voire supérieure ou égale à 5 jours. Elle est généralement inférieure à 10 jours, voire inférieure à 8 jours. Une durée avantageuse est comprise de préférence entre 5 et 8 jours, c'est-à-dire environ 7 jours. Si l'on désire dépasser 7 jours de culture, il est préférable de transférer les cellules dans de nouveaux récipients revêtus du ligand de Notch et du fragment de fibronectine. Cette durée dépend notamment de l'origine des cellules CD34+. Ainsi la durée d'exposition peut être plus courte pour des cellules CD34+ obtenues à partir d'un adulte que pour des cellules obtenues à partir d'un enfant ou de sang de cordon. Ceci est particulièrement étonnant, à la vue de l'art antérieur et de la capacité a priori moindre de différentiation de cellules souches adultes. On expose généralement les cellules transduites plus longtemps que les cellules non-transduites.

Après avoir généré les progéniteurs de cellules T, par le procédé décrit ci- dessus, il est possible de purifier ces progéniteurs de cellules T ainsi générés. Cette purification est effectuée par lavage des cellules et suspension dans un milieu basai adapté.

Ces progéniteurs de cellules T peuvent aussi être conditionnés dans une poche afin de pouvoir les injecter à un patient. Dans ce cas, ces cellules sont reconditionnées dans une solution saline contenant du SAH à 5% telle que albunorm™ 5% 50 g/L (Octopharma, Lingolsheim, France).

Ces cellules peuvent aussi être congelées selon les méthodes connues dans l'art.

L'invention se rapporte également à des progéniteurs de cellules T pour leur utilisation chez un patient immunodéprimé, en particulier pour permettre une reconstitution immunitaire chez ce patient et/ou l'obtention d'une protection immunitaire vis à vis d'infections chez ledit patient pendant une période de l'ordre de quelques mois (environ au moins deux mois, de préférence environ au moins six mois). Dans un mode de réalisation particulier, le patient est un patient immunodéprimé. Les raisons du déficit peuvent être multiples : déficit immunitaire héréditaire, chimiothérapie pour une leucémie, conditionnement, greffon ne contenant que des cellules souches, traitement post-greffe en prophylaxie de la GVH (réaction du greffon contre l'hôte), âge du receveur, et complications du type infections. Il peut ainsi notamment être immunodéprimé du fait de la déplétion de ses cellules immunitaires suite à la thérapie avant greffe de moelle osseuse. Dans ce mode de réalisation, la greffe peut être une allogreffe (dans ce cas, les progéniteurs de cellules T sont préférentiellement issus d'un donneur HLA- partiellement compatible avec le patient), ou une autogreffe (auquel cas les progéniteurs de cellules T ont préférentiellement été transformés par un vecteur afin d'exprimer un gène et/ou une protéine permettant de corriger un défaut génétique chez ledit patient).

Dans un mode de réalisation particulier, les progéniteurs de cellules T ont été obtenus par exposition de cellules CD34+ en présence d'un ligand de Notch (tel que décrit ci-dessus) et d'une protéine ou d'un peptide présentant le motif RGDS et/ou le motif CS1 , notamment d'un fragment de fibronectine tel que décrit ci-dessus, dans les conditions mentionnées ci-dessus. Dans ce mode de réalisation, on préfère ainsi que l'exposition soit inférieure ou égale à 10 jours.

Les progéniteurs de cellules T envisagés présentent notamment le marqueur CD7, et peuvent exprimer ou non le marqueur CD34.

L'invention se rapporte à une méthode de traitement d'un patient immunodéprimé, en particulier en vue de permettre une reconstitution immunitaire, au moins temporaire, chez ce patient, comprenant l'étape d'administrer audit patient des progéniteurs de cellules T, tels que décrits plus tôt. Cette méthode peut également inclure l'étape d'obtention de tels progéniteurs par exposition de cellules CD34+ à un ligand de Notch (tel que décrit ci-dessus) et une protéine ou un peptide présentant le motif RGDS et/ou le motif CS1 , notamment un fragment de fibronectine tel que décrit ci-dessus, dans les conditions mentionnées ci- dessus. On administre notamment une quantité thérapeutiquement efficace , c'est- à-dire de l'ordre de 1 à 5x10 ⁶ /kg progéniteurs, ce qui permet de fournir au patient des cellules capables de jouer un rôle protecteur vis à vis des infections pendant quelques mois (de l'ordre de 6 mois).

D'une façon préférée, cette administration de progéniteurs de cellules T est effectuée juste avant, juste après ou concomitamment à une greffe de cellules souches hématopoïétiques chez ledit patient. Ainsi que vu plus haut, les cellules injectées peuvent être transformées par un vecteur visant à permettre la correction d'un défaut génétique chez ledit patient. Description des Figures

Figure 1 : comparaison du nombre et pourcentage de pourcentage et du nombre de cellules CD7+CD34+/- obtenus après culture de cellules CD34+ en absence (- RN) ou présence (+RN) de rétronectine (RN). A. analyse par cytométrie de flux de l'expression des marqueurs CD34, CD7. B. Représentation du nombre de cellules CD34-CD7+ (pour six expériences indépendantes).

Figure 2 : comparaison de l'expression (par rapport au contrôle GAPDH (glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase)) de gènes impliqués dans la différenciation des cellules CD34+ en lymphocytes T. A. gènes Tcf-7 (transcription factor 7) et Lef-1 (lymphoid enhancer-binding factor 1). B. gènes Bcl1 1 b (B-cell CLUlymphoma 11B) et LCK (lymphocyte-specific protein tyrosine kinase). Figure 3 : comparaison du pourcentage de cellules CD7+CD34+/- obtenus après culture en présence ou absence de rétronectine (analyse par cytométrie de flux de l'expression des marqueurs CD34, CD7), obtenus par culture de cellules CD34+ de sang de donneurs mobilisés

Exemples

Exemple 1 - Matériel et méthodes

a) Préparation des cellules CD34 +

Les cellules CD34+ sont isolées par séparation des cellules mononucléées sur gradient de Ficoll et tri immunomagnétique, ainsi que décrit dans l'art antérieur (Six et al., J Exp Med 2007 204 :3085). b) Préparation du ligand de Notch soluble

Le ligand de Notch soluble est une protéine de fusion générée par clonage de la partie soluble du ligand de Notch et de la partie constante d'immunoglobuline humaine, ainsi que décrite dans Reimann et al (2012, op. cit.). La séquence de la protéine de fusion est SEQ ID N°7. c) Préparation des récipients

i. Sans retronectine

Le récipient est composé d'un puits de culture contenant du milieu de culture, sur lequel le ligand de Notch soluble a été immobilisé selon la technique décrite dans Reimann et al. (2012, op. cit.).

ii. Avec rétronectine

La rétronectine est immobilisée en même temps que le ligand de Notch soluble dans le puits de culture. La concentration de rétronectine est de 25 à 50 μg ml. On travaille à température ambiante ou à 4°C, sous Postes de sécurité microbiologique (PSM). d) Exposition des cellules CD34+

Les cellules CD34+ sont mises en culture dans le récipient à une concentration comprise entre 2x10 ⁴ et 1 ,5x10 ⁵ cellules/ml. La culture dure entre 3 et 10 jours, ainsi que décrit dans Reimann et al. (2012, op. cit.). e) Analyse des cellules CD34+ L'analyse des cellules cultivées comprend : une numération des cellules vivantes, une analyse par cytométrie de flux de l'expression des marqueurs CD34, CD7 et éventuellement CD5 et CD1 a et par une co-culture secondaire en conditions de dilution limite sur un stroma OP9/DL-1 qui permet de quantifier les précurseurs T générés par la culture (Reimann C

Stem Cells 2012, 30(8):1771 -80).

Elle est éventuellement complétée par une analyse du profil d'expression génique par RT-PCR quantitative portant sur des molécules importantes pour l'engagement et la différenciation des cellules CD34+ en lymphocytes T (TCF7, G AT A3, RAG1 , IL7R, BCL1 1 B, LEF1 , PTCRA).

Exemple 2 - Comparaison des résultats obtenus en présence ou non de rétronectine, en l'absence de transduction des cellules

1 . Résultats obtenus avec des cellules CD34+ de sang de cordon (6 expériences) On observe une augmentation du pourcentage et du nombre de cellules CD7+CD34+/- obtenus après culture en présence de rétronectine (Figure 1 ).

On observe également une augmentation de la fréquence de précurseurs T présente dans la culture à J7 et mesurée en dilution limite par coculture sur

OP9/DL-1 (Tableau I).

Tableau I

On peut également observer une augmentation de l'expression (par rapport au gène endogène GAPDH (glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase)) de gènes impliqués dans la différenciation des cellules CD34+ en lymphocytes T (Figure 2)

2. Résultats obtenus avec des cellules CD34+ de sang de donneurs mobilisées On observe une augmentation du pourcentage de cellules CD7+CD34+/- après culture en présence de rétronectine par rapport à ce que l'on obtient après culture en absence de rétronectine (Figure 3). On observe également une augmentation de la fréquence de précurseurs T présente dans la culture à J7 et mesurée en dilution limite par coculture sur OP9/DL-1 (Tableaux II et III)

Résultats obtenus à partir de 10 ⁵ CD34+

Tableau III

3. Conclusion

Ces résultats montrent bien que la présence conjointe de rétronectine et du ligand de DL-4 permet d'améliorer la génération de précurseurs engagés dans la voie de différenciation lymphoïde T (progéniteurs de cellules T) à partir de cellules souches CD34+.

Exemple 3 - Résultats obtenus en présence de rétronectine, pour des cellules transduites

Les cellules CD34+ de moelle osseuse de patient sont préactivées pendant 24h à la concentration de 2x10 ⁶ cellules/dans un milieu X-vivo20 contenant SCF 300ng/ml, Flt3-L 300ng/ml, TPO 100ng/ml, IL-3 40ng/ml, IL-7 100ng/ml et 20% de sérum sur un substrat obtenu après avoir recouvert les plaques de culture d'une solution de rétronectine® 50μg/ml et de DL4/Fc 5 μg/ml.

Entre J1 et J2, les cellules sont soumises à une transduction à l'aide du vecteur viral dans le milieu de pré-activation enrichi de protamine sulfate à 4 μg/ml. A J3, les cellules sont récoltées, lavées et remises en culture jusqu'à J7 sur un substrat protéique DL4/Fc dans un milieu supplémenté en sérum (20%), SCF (100ng/ml), Flt3-L (100ng/ml), TPO (100ng/ml) et IL-7 (100ng/ml). Ceci permet aux progéniteurs CD34+ d'entrer dans la voie de différenciation T, ce qui est attesté par l'apparition d'un grand nombre de cellules portant le marqueur CD7.

La preuve de cet engagement est confirmée par la production considérablement accélérée de lymphocytes T.

Les expériences in vitro ont révélé, qu'à la fin de la transduction des CSH

CD34+, la culture en présence de DL4/Fc et du fragment de retronectine contient des progéniteurs lymphoïdes T CD34+/-CD7+ (14%). On observe également l'apparition de lymphocytes T double positifs CD4+CD8+ (8%) et de lymphocytes T CD3+ (8%) dès J25, alors que le protocole classique de transduction seul (sans exposition au DL4/Fc + retronectine®) ne permet d'obtenir que moins de 1 % de lymphocytes T (CD4+CD8+ ou CD3+) à J25.

In vivo, la greffe des progéniteurs générés selon le protocole défini, à des souris NOD/SCID/vc ko montre l'induction d'une thymopoïèse humaine, environ 6 semaines après la greffe de cellules transduites et exposées à DL-4/fc + retronectine®.

Aucune thymopoïèse n'est observée dans les receveurs de cellules transduites dans les conditions classiques.