La présente invention est relative à un procédé de fixation et/ou de cristallisation de macromolécules, aux réactifs chimiques mis en oeuvre dans ledit procédé, aux produits obtenus ainsi qu'aux applications desdits produits dans le domaine des matériaux et de la biologie structurale, notamment comme biocapteurs ou comme biomatériaux.

La connaissance de la structure des protéines et notamment de leurs sites actifs est essentielle à la compréhension de leur mécanisme d'action. On dispose, pour réaliser de telles études, de plusieurs méthodes : rayons X, RMN, électro- cristallographie (cristallisation 2D).

Pour réaliser la cristallisation proprement dite, la technique de cristallisation bidimensionnelle sur monocouche ou film lipidique, à l'interface air/eau (E. E. Ugziris et al., Nature, 1983,301,125-129), permet la formation de systèmes auto-organisés de macromolécules biologiques (cristaux) et la détermination des structures de ces molécules par l'analyse par microscopie électronique des cristaux obtenus.

Cette méthode consiste à créer une monocouche lipidique au niveau d'une interface air/liquide, les lipides étant sélectionnés pour interagir avec les protéines, présentes dans la phase liquide, qui se fixent sur les lipides, puis forment un réseau organisé.

La fixation des protéines sur les lipides de la monocouche met en jeu des interactions chimiques au niveau de la tête polaire des lipides. Ces interactions sont soit aspécifiques, les lipides possédant des extrémités polaires chargées, donnant lieu à une cristallisation par interactions ioniques, soit spécifiques. Dans ce dernier cas, la tête polaire des lipides porte des ligands présentant une forte affinité avec les protéines à fixer.

En particulier, il a pu être montré que des protéines solubles peuvent cristalliser bidimensionnellement sur des films lipidiques chargés, ou fonctionnalisés par un ligand de la protéine étudiée (B. J. Jap et al., Ultramicroscopy, 1992,46,45-84).

Plus récemment, des lipides fonctionnalisés par des complexes métalliques tels que des complexes de nickel (E. W. Kubalek et al.. J. Struct. Biol., ont permis de cristalliser des protéines de fusion dites étiquetées histidine. Ces protéines possèdent en effet, à leur extrémité N-ou C-terminale, une séquence composée de plusieurs histidines. Il a pu être montré que la fixation de telles. protéines sur un lipide-nickel était due à une interaction forte entre le complexe nickel et la séquence poly-histidine (C. Vénien-Brian et al., J. Mol. Biol., 1997,274,687- 692). De tels lipides fonctionnalisés ont permis d'obtenir une cristallisation, notam- ment dans les cas où l'on ne disposait pas du ligand approprié.

Toutefois, la cristallisation des protéines sur des films lipidiques présente l'inconvénient d'être relativement aléatoire et de dépendre de nombreux facteurs, qu'il est difficile de maîtriser simultanément : -le ligand porté par les lipides doit être suffisamment accessible, pour pouvoir interagir avec les protéines. Cette accessibilité dépend de la longueur du bras espaceur entre le lipide et le ligand : trop court, il donne lieu à une pénétration de la protéine à l'intérieur de la couche lipidique ; trop long, il confère un trop grand degré de liberté à la protéine liée et augmente l'incidence des défauts dans le cristal ; -la monocouche lipidique doit être suffisamment fluide pour confé- rer une mobilité latérale et rotationnelle suffisante à la protéine liée, permettant ainsi aux protéines de s'organiser les unes par rapport aux autres et de développer des contacts intermoléculaires, de façon à donner naissance au cristal ; -une autre difficulté, inhérente à la cristallisation sur monocouche lipidique concerne la stabilité de la monocouche ; en effet, la stabilité de l'interface air/liquide est difficilement contrôlable. En outre, la monocouche lipidique doit rester stable, non seulement avant la fixation des protéines, mais aussi après leur fixation, pour permettre l'organisation spatiale des protéines ; -pour l'étude microscopique, qui suit l'étape de cristallisation, il est nécessaire de réaliser une multitude de plans, du fait de la nature plane de la structure obtenue.

En conséquence, les Inventeurs se sont donné pour but de pourvoir à un procédé permettant de fixer en solution et éventuellement d'induire une auto-orga-

nisation de macromolécules qui réponde mieux aux besoins de la pratique que les méthodes de cristallisation 2D antérieurement utilisées.

La présente invention a pour objet un procédé de fixation et/ou d'auto-organisation de macromolécules biologiques, caractérisé en ce qu'il comprend essentiellement l'incubation, sans agitation, pendant au moins 15 minutes, d'une macromolécule en solution avec des nanotubes de carbone fermés à leurs extrémités, dans des conditions de température et de pH convenables.

Les nanotubes ont été découverts en 1991 (S. Ijima, Nature 1991, 354,54-56) ; depuis, ils ont suscité un très grand intérêt, notamment en raison de leurs <BR> <BR> <BR> <BR> propriétés mécaniques : grande résistance mécanique (M. M. J. Treacy et al., Nature 1996,381, pp. 678-680) et électroniques : propriété de conducteur ou de semi- <BR> <BR> <BR> <BR> conducteur (J. W. G. Wildöer et al, Nature 1998, 391,59-62 ; T. W. Odom et al, Nature, 1998,391,62-64).

Plusieurs procédés de préparation des nanotubes ont été décrits, dont celui de T. W. Ebbesen et al, (Nature, qui permet d'obtenir un rendement élevé. Des méthodes de purification des nanotubes ont également été décrites (H. Hiura et al, Adv. Mater., 1995,7,275-276 ; J-M Bonard et al, Adv. <BR> <BR> <BR> <BR> <P>Mater., 1997,9,827-831 et G. S. Duesberg et al, Chem. Commun. 1998,435-436) ; ces différentes méthodes permettent d'obtenir les quantités souhaitées de nanotubes.

Des méthodes de fonctionnalisation chimique des nanotubes de carbone ont également été décrites (Demande Internationale PCT WO 97/32571).

D'autres méthodes de fonctionnalisation chimique des nanotubes ont également été décrites ; on peut citer par exemple TSANG S. C. et al., Journal of the Chemical Society, Chemical Communications, 1995,17,1803-1804 et DAVIS J. J. et al., Inorganica Chimica Acta, 261-266.

Toutefois, elles impliquent des réactions chimiques qui, soit modi- fient dramatiquement la géométrie des nanotubes (ouverture des extrémités, destruc- tion partielle des feuillets externes), soit anéantissent les propriétés physiques intrin- sèques des nanotubes et par conséquent ne permettent pas une organisation de macro- molécules biologiques telles que les protéines, sur les nanotubes. Des nanotubes modi- fiés par de telles méthodes destructives ne sont donc pas adaptés à l'adsorption et/ou à

l'auto-organisation à leur surface extérieure de produits synthétiques ou de macro- molécules biologiques.

Selon la technique et les conditions employées, plusieurs structures de nanotubes peuvent être préparées : les nanotubes présentent notamment des struc- tures dites en multi-feuillets (MWNT) ou en mono-feuillets (SWNT) de graphite. Ils peuvent être complètement, partiellement ou pas du tout oxydés.

Ainsi, les nanotubes sont, d'un point de vue chimique, des poly- mères composés uniquement de carbone et pouvant comporter jusqu'à un million d'atomes. Conformément aux lois de la chimie du carbone, les atomes d'un nanotube sont reliés par l'intermédiaire d'une solide liaison covalente et chaque atome possède exactement trois voisins. Ainsi quelle que soit sa longueur, un nanotube est obligé de se fermer à ses extrémités, de manière à n'y laisser aucune liaison chimique seule.

Généralement son diamètre est généralement compris entre 1 et 30 nm et sa longueur peut atteindre plusieurs micromètres.

D'un point de vue physique, les nanotubes peuvent être définis comme des cristaux de carbone s'étendant dans une seule direction, le motif répétitif ayant la symétrie d'une hélice (B. I. Yakobson et al., American Scientist, 1997,85, 324-337).

Selon un mode de mise en oeuvre avantageux dudit procédé, lesdites macromolécules biologiques sont notamment des protéines solubles, membranaires, trans-membranaires, des enzymes, des anticorps, des fragments d'anticorps ou des acides nucléiques.

Selon un autre mode de mise en oeuvre avantageux dudit procédé, lesdits nanotubes de carbone sont fonctionnalisés par adsorption physique d'un réactif chimique de formule générale H-E-L, dans laquelle : -H représente un groupe hydrophile, sélectionné parmi les groupes chargés positivement ou négativement ; des ligands ou analogues de macromolécules biologiques, tels que de manière non limitative, la biotine, la novobiocine, l'acide réti- noïque, les stéroïdes, des antigènes ; des complexes organométalliques interagissant avec des acides aminés ou des acides nucléiques, tels que les complexes de cuivre, de zinc, de nickel, de cobalt, de chrome, de platine, de palladium, de fer, de ruthénium ou

d'osmium avec des ligands comme IDA, NTA, EDTA, bipyridine ou terpyridine, lesdits ligands étant éventuellement fonctionnalisés par des groupements alkyles de liaison à E (au niveau de X) ; on entend par groupes chargés positivement ou négati- vement et ce, de manière non limitative : ammoniums, carboxylates, phosphates, sulfonates ; on peut citer par exemple les groupes suivants :-N (CH3) 3+ ou-C02- -E représente un bras espaceur, sélectionné parmi des chaînons carbonés en C,-C, o, éventuellement substitués par des groupes alkyles ou non, présen- tant des insaturations ou des motifs poly-oxyéthylène pouvant présenter ou non en milieu de chaîne des groupes phosphate, tels que : dans lesquels : m représente un nombre entier de 1 à 10, X représente O, NHCO, OCO, COO, CONH, S, CH2 ou NH et constitue aux extrémités desdits chaînons carbonés des fonctions organiques d'accro- chage du type esters, amides, éthers, thioéthers ; -L représente un motif lipidique à une ou plusieurs chaînes de longueur variable, en C, 2-C20 présentant ou non des insaturations ; un groupe aroma- tique de formule Ar, ou de formule Ar, : dans lesquelles : A représente un atome d'hydrogène, l'un des groupes suivants : alkyle, CF3, NO2, NH2, OH, O-alkyle, S-alkyle, COOH, halogène, un cycle aromatique ou un hétérocycle aromatique en C4-C6, éventuellement polysubstitué par des groupes

électrodonneurs de type alkyle ou électroattracteurs de type CF3 ou halogénures ; L représente par exemple l'un des groupes aromatiques suivants : benzyle, naphtyle, anthracényle, fluorényle, tétrabenzofluorényle et Y représente une liaison à E.

On entend, au sens de la présente invention, par alkyle, des groupe- ments alkyles en C,-C6, linéaires ou ramifiés ou éventuellement substitués.

De manière surprenante, aussi bien les nanotubes de carbone non traités (non fonctionnalisés) que les nanotubes de carbone fonctionnalisés par des méthodes non destructives, tels que définis ci-dessus, sont utilisables dans le procédé selon l'invention.

La fonctionnalisation selon la présente invention est, de manière surprenante, non destructive pour les nanotubes ; en particulier, elle évite l'ouverture de leurs extrémités.

Il est possible avec un tel procédé d'adsorber et/ou d'auto-organiser à la surface extérieure des nanotubes de carbone soit des produits synthétiques, soit des macromolécules biologiques.

En effet, la présente invention permet d'induire la formation d'arrangements de macromolécules (auto-organisation) telles que des protéines, avec une symétrie hélicoïdale.

Selon un autre mode de mise en oeuvre dudit procédé, ladite solution est constituée d'un solvant de solubilisation desdites macromolécules biologiques, aqueux ou hydroalcoolique et contenant éventuellement au moins un détergent, en fonction de la macromolécule biologique à cristalliser.

Selon un autre mode de mise en oeuvre avantageux dudit procédé, les conditions d'incubation sont de préférence les suivantes : incubation à température ambiante, pendant 15 minutes à 48 heures, à un pH compris entre 5,5 et 8,5.

De manière surprenante, ledit procédé permet d'obtenir des arran- gements de macromolécules biologiques permettant des études structurales par micro- scopie électronique et la préparation de nouveaux nano-matériaux utilisables pour leur propriétés physiques, électriques, ou biologiques.

Un tel procédé a l'avantage de rendre la cristallisation des protéines

reproductibles ; en particulier, il est aisé, dans le cas où une protéine ne cristallise pas en présence de nanotubes d'un diamètre donné, de mettre en oeuvre le procédé avec des nanotubes de diamètre différent ; en effet, la cristallisation d'une protéine donnée est fonction du diamètre des nanotubes.

Or, dans la présente invention, il est possible de faire varier le diamètre des nanotubes et d'utiliser aussi bien des nanotubes de carbone multi-feuillets ou mono-feuillets, complètement, partiellement ou pas du tout oxydés.

Également de manière surprenante, dans le procédé selon l'invention, la fixation ou la cristallisation de macromolécules sur des nanotubes de carbone peut être, dans les conditions expérimentales appropriées, telles que définies ci-dessus, soit spontanées, c'est à dire en l'absence de tout autre produit synthétique, soit induites par addition d'un réactif chimique H-E-L, tel que défini ci-dessus.

Également de manière surprenante, les différents facteurs qui peuvent intervenir pour permettre une cristallisation reproductible sont, comme déjà précisés ci-dessus, les suivants : la concentration des échantillons, le choix des solvants, la force ionique, le pH des solutions, le temps d'incubation et le diamètre des nanotubes.

Aussi bien les réactifs dans lesquels L représente un motif lipidique à une ou plusieurs chaînes de longueur variable en C, 2-C20 présentant ou non des insaturations que les réactifs dans lesquels L représente un groupe aromatique de formule Ar, ou de formule Ar2, permettent d'obtenir des nanotubes fonctionnalisés adaptés à l'arrangement de macromolécules à leur surface ; toutefois, les réactifs dans lesquels L représente un groupe aromatique de formule Ar, ou de formule Arl sont particulièrement préférés.

La présente invention a également pour objet des bionanomatériaux, caractérisés en ce qu'ils sont essentiellement constitués de nanotubes de carbone, sur lesquels des macromolécules biologiques sont fixées de manière non-covalente.

La présente invention a également pour objet des bionanomatériaux, caractérisés en ce qu'ils sont essentiellement constitués de nanotubes de carbone, sur lesquels des macromolécules biologiques sont auto-organisées sous une forme cristal- line.

Selon un mode de réalisation avantageux desdits bionanomatériaux ils sont obtenus à l'aide d'un procédé tel que défini ci-dessus.

La présente invention a, en outre pour objet les applications desdits bionanomatériaux, à l'étude structurale des macromolécules biologiques qui leur sont associées, en tant que réactif biologique et plus particulièrement en tant que réactif immunologique et en tant que biocapteurs ou bioconducteurs.

La présente invention a, en outre, pour objet un réactif chimique apte à être adsorbé physiquement sur des nanotubes de carbone, caractérisé en ce qu'il présente la formule générale H-E-L, dans laquelle : -H représente un groupe hydrophile, sélectionné parmi les groupes chargés positivement ou négativement ; des ligands ou analogues de macromolécules biologiques ; des complexes organométalliques interagissant avec des acides aminés ou des acides nucléiques et dont les ligands sont éventuellement fonctionnalisés par des groupements alkyles de liaison à E ; -E représente un bras espaceur, sélectionné parmi des chaînons carbonés en C,-C, o, éventuellement substitués par des groupes alkyles, présentant ou non des insaturations ou des motifs poly-oxyéthylène pouvant présenter ou non en milieu de chaîne des groupes phosphate, tels que : dans lesquels : m représente un nombre entier de 1 à 10, X représente O, NHCO, OCO, COO, CONH, S, CH2 ou NH et constitue aux extrémités desdits chaînons carbonés des fonctions organiques d'accro- chage du type esters, amides, éthers, thioéthers ; -L représente un groupe aromatique de formule Ar, ou de formule Ar, :

dans lesquelles : A représente un atome d'hydrogène, l'un des groupes suivants : alkyle, CF3, NO,, NH2, OH, O-alkyle, S-alkyle, COOH, halogène, un cycle aromatique ou un hétérocycle aromatique en C4-C6, lesdits cycles étant éventuellement poly- substitués par des groupes électrodonneurs de type alkyle ou électroattracteurs de type CF3 ou halogénures ; et Y représente une liaison à E.

Selon un mode de réalisation avantageux dudit réactif chimique, il présente l'une des structures suivantes :

Selon un autre mode de réalisation avantageux dudit réactif chimique, H est sélectionné parmi les complexes organométalliques suivants : Lompiexe Ni-NTA Complexe Cu-lDA avec Ri = groupe organique de liaison à h Outre les dispositions qui précèdent, l'invention comprend encore d'autres dispositions, qui ressortiront de la description qui va suivre, qui se réfèrent à des exemples de mise en oeuvre du procédé objet de la présente invention ainsi qu'aux dessins annexés, dans lesquels : -la figure 1 illustre la cristallisation d'une macromolécule biolo- gique sur un nanotube de carbone, par addition (adsorption physique) d'un réactif chimique ; -la figure 2 illustre une structure de réactif chimique utilisé pour fonctionnaliser par adsorption physique les nanotubes de carbone ; -la figure 3 représente des nanotubes d'un diamètre proche de 10 nm, couverts de cristaux hélicoïdaux de streptavidine ; -la figure 4 représente des nanotubes couverts de cristaux hélicoï- daux de protéine HupR.

Il doit être bien entendu, toutefois, que ces exemples sont donnés uniquement à titre d'illustration objet de l'invention, dont ils ne constituent en aucune manière une limitation.

Exemple 1 : Auto-organisation sur des nanotubes de carbone multi-feuillets de molécules de streptavidine en cristaux hélicoïdaux.

Les nanotubes de carbones multi-feuillets (MWNT) utilisés sont produits par décomposition d'une électrode de graphite par un arc-électrique (T. W. <BR> <BR> <BR> <BR> <P>Ebbesen et al, Nature 1992, vol 358, pp. 220-222). Après sonication d'une solution (2 mg/ml) de nanotubes de carbones, 20 ug de MWNT sont prélevés et sèches par un courant d'éthane-gaz pour être finalement remis en suspension dans 20 ul d'un mélange eau/méthanol (40% de méthanol en volume). Après sonication, 20 u. I d'une solution aqueuse de streptavidine (10 llg/ml) sont additionnés et l'ensemble est laissé, sans agitation ni vortex, à température ambiante pendant 45 minutes. 5 pl de la suspension de nanotubes de carbone sont alors déposés sur une grille de microscopie électronique recouverte d'un film de carbone. Après une coloration négative de l'échantillon par une solution d'acétate d'uranyle, la grille est observée dans un micro- scope électronique (Philips CM120). Il a pu être confirmé que les nanotubes d'un diamètre proche de 10 nm sont couverts de cristaux hélicoïdaux de streptavidine.

Exemple 2 : Auto-organisation sur des nanotubes de carbone multi-feuillets de molécules de HupR"étiquetée-histidine"en cristaux hélicoïdaux.

Les nanotubes de carbones multi-feuillets (MWNT) utilisés sont produits par décomposition d'une électrode de graphite par un arc électrique (T. W.

Ebbesen et al, Nature 1992, vol 358, pp. 220-222). Après sonication d'une solution (2 mg/ml) de nanotubes de carbones, 20 pu de MWNT sont prélevés et sèches par un courant d'éthane gaz pour être finalement remis en suspension dans 20 u. I d'un tampon aqueux (Tris 10 mM ; pH = 7,5 ; NaCl 350 mM). Après sonication, 20 pl d'une solu- tion aqueuse de protéine HupR étiquetée-histidine (10 plg/ml) du Rhodobacter Capsulatus sont additionnés et l'ensemble est laissé, sans agitation ni vortex, à tempé- rature ambiante pendant 25 minutes. 5 u. I de la suspension de nanotubes de carbone sont alors déposés sur une grille de microscopie électronique recouverte d'un film de carbone. Après une coloration négative de l'échantillon par une solution d'acétate d'uranyle, la grille est observée dans un microscope électronique (Philips CM 120). Il a pu être noté qu'un grand nombre de nanotubes sont couverts de cristaux hélicoïdaux de protéine HupR.

Exemple 3 : Préparation d'un réactif chimique biotinylé. NaH, BrCH2CO2H H OH TUF 0 1 w w NHS, DCC, THF g I O ¢Xo9fN TEA, CH2Cl 2'X 0 H 0 TEAtCH2C12 2 3 2 2 2 "\ \Biotin-NHS, TEA, DMF H c U NH s H H 4

Schéma de synthèse Protocole expérimental Acide (anthracèn-9-ylméthoxy)-acétique 1 :

MODE OPERATOIRE A une suspension de 1,2 g (30 mmol, 3 éq.) d'hydrure de sodium à 60 % dans l'huile dans 20 ml de THF sont ajoutés à 0 °C 2,1g (10 mmol, 1 éq) de 9- anthracènyl méthanol dans 20 ml de THF. Le mélange est agité pendant une heure à reflux, puis la température est abaissée à 0 °C pour ajouter 1,4 g (10 mmol, 1 éq.) d'acide bromoacétique en solution dans 20 ml de THF. La solution est agitée encore 5 minutes à 0 °C, puis une heure à température ambiante avant d'être portée à reflux pendant 16 heures. Après refroidissement, la réaction est stoppée par addition de 40

ml d'une solution aqueuse saturée en chlorure d'ammonium suivie de 10 ml d'une solution aqueuse d'acide chlorhydrique. Le milieu réactionnel est alors extrait avec 2 x 50 ml d'éther. Après séchage sur sulfate de sodium, la phase organique est évaporée à sec pour fournir après chromatographie sur silice (Hexane/EtOAc/AcOH ; 70/30/1) 1,212 g d'un solide jaune (Rdt : 45,5 %).

FB : c17H14°3 PM : 266,299 g/mol CCM : Rf (EtOAc/Hex/AcOH ; 80/20/1) : 0,56 ; RMN 1H (300,13 MHz, Acétone d6) : # 11,2 (bs, lH, H1) ; 8,64 et 8,10 (d et d, 4H, J <BR> <BR> <BR> <BR> = 8, 8 Hz, J = 7, 9 Hz, H6, H9) ; 8,61 (s, 1H, H11) ; 7,5-7,7 (m, 4H, H7, H8) ; 5,68 (s, 2H, H3) ; 4,41 (s, 2H, H2) ; RMN 13C (75,47 MHz, Acétone d6) : # 176,27 (1C, C1) ; et 133,29 (5C, C4, C5, CIO) ; 133, 75, 131, 10,130,14 et 129,73 (9C, C6, C7, Cg, C9, C1l) ; 71,88 (1C, C3) ; 69,81 (1C, C2) ; SM (70eV/DCI/intensité %) : m/e : 191 (100, [M-OCH2CO2H] +) 266 (12, [M+1] +) ; 284 (58, [M+18] +) ; (Anthracèn-9-ylméthoxy)-acétate de 2,5-dioxo-pyrrolidin-1-yle 2 : MODE OPERATOIRE A une solution de 650 mg (2,44 mmol, 1 éq) d'acide (anthracèn-9- ylméthoxy)-acétique 1 et 300 mg de NHS (2,61 mmol, 1,07 éq.) dans 30 ml de THF sont ajoutés à 0 °C 510 mg (2,47 mmol, 1 éq) de DCC en solution dans 20 ml de THF.

Le mélange est agité pendant une nuit à température ambiante. Le milieu réactionnel est alors filtré, puis évaporé. Le résidu obtenu est repris dans 50 ml d'éthanol absolu pour fournir après filtration 727 mg d' (anthracèn-9-ylméthoxy)-acétate de 2. 5-dioxo-

pyrrolidin-1-yle 2 sous la forme d'un solide blanc (Rdt : 82%).

FB : C21H17NO5 PM : 363,374 g/mol CCM : Rf (EtOAc/Hex ; 50/50) : 0, 33 ; <BR> <BR> <BR> <BR> RMN 1H (300,13 MHz, CDC13) : # 8,51 (s, lH, H11) ; 8,42 et 8,02 (d et d, 4H, J = 9,0 Hz, J = 8,4 Hz, H6, H9) ; 7,59 et 7,48 (dd et dd, 4H, H7, Hg) ; 5,71 (s, 2H, H3); 4,53 (s, 2H, H2) ; 2,90 (s, 4H, H13) ; <BR> <BR> <BR> <BR> RMN 13c (75,47 MHz, CDCl3) : 5 168,49 (2C, C12) ; 166,16 (1C, Ci) ; 131, 13, 128,94 et 126,36 (5C, C4, C5, CIO) ; 88 et 123,83 (9C, C6, C7, C8, C9, C11) ; 65,28 (1C, C3) ; 64,57 (1C, C2) ; 25,39 (2C, C13) ; SM (70eV/DCIAntensité %) : m/e : 381 (100, [M+18] +) ; N- {2- [2-(2-Amino-éthoxy)-éthoxy]-éthyl}-2-(anthracèn-9- ylméthoxy)-acétamide 3 : MODE OPERATOIRE A une solution de 370 mg (2,50 mmol, 10 éq.) de 2,2'- (éthylènedioxy)-diéthylamine dans 20 ml de CH2Cl2 sont ajoutés 1,75 ml de TEA et 91 mg (0,25 mmol, 1 éq) de (anthracèn-9-ylméthoxy)-acétate de 2,5-dioxo-pyrrolidin- 1-yle 2 en solution dans 5 ml de CH ? C12. Le mélange est agité pendant 7 heures à température ambiante. Le milieu réactionnel est alors évaporé. Le résidu obtenu est lavé avec 50 ml d'eau puis 50 ml d'une solution aqueuse d'hydroxyde de potassium (0,1 N). La phase organique est sechée, évaporée et concentrée sous vide pour fournir après chromatographie sur silice (CH2Cl2/MeOH/TEA ; 90/10/1), 55 mg de N-{2-[2- (2-Amino-éthoxy)-éthoxy]-éthyl}-2-(anthracèn-9-ylméthox y)-acétamide 3 sous la forme d'une huile jaune (Rdt : 55%).

FB : C23H28N204 PM : 396, 491 g/mol

CCM : Rf (CH2Cl2/MeOH/TEA ; 90/10/1) : 0,28 ; <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> RMN 1H (300,13 MHz, CDC13) : (5 8,44 (s, 1H, H11) ; 8,29 et 7,98 (d et d. 4H, J = 9,0 Hz, J = 8,4 Hz, H6, H9) ; 7,53 et 7,45 (dd et dd, 4H, H7, Hg) ; 6,93 (t, 1H, J6-9= 5,4 Hz, 1H, H12) ; 5,51 (s, 2H, H3) ; 4,13 (s, 2H, H2) ; 3, 3 - 3,5 (m, 8H, H14, Hl. <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <P>Hi6, Hi7) ; 3, 25 (t, J = 5, 1 Hz, 2H, H13) ; 2,7-2,8 (m, 2H, H19 ; 2.64 (t, 2H, J=5,<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> 1 Hz, H18) ;<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> RMN 13c (75,47 MHz, CDCl3) : 6 169,49 (1C, Cl) ; 131, 11, 130, 73 et 127,08 (5C, C4, C5, CIO) ; 39,124,87 et 123,64 (9C, C6, C7, C8, C9, C11) ; <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> 47 et 69,33 (5C, C3, C14, C15, C16, C17); 65,15 (1C, C2) ; 41,03 (1C, C13) ; 38,31 (1C, C18) ; SM (70eV/DCI/intensité %) : m/e : 397 (100, [M+l] +) ; N-{2-l2-(2-(Amino-biotine)-éthoxy)-éthoxyl-éthyl}-2-(anth racèn- 9-ylméthoxy)-acétamide4: MODE OPERATOIRE A une solution de 40 mg (0,1 mmol, 1 éq.) de N-{2-[2-(2-amino- éthoxy)-éthoxy]-éthyl}-2-(anthracèn-9-ylméthoxy)-acéta mide(anthracèn-9-ylméthoxy)-acétamide 3 dans 5 ml de DMF sont ajoutés 1 ml de TEA et 40 mg (0,12 mmol, 1,2 éq) de biotin-NHS en solution dans 5 ml de DMF. Le mélange est agité pendant 16 heures à température ambiante.

Le milieu réactionnel est concentré sous vide pour fournir après chromatographie sur silice (CH2Cl2/MeOH/TEA ; 95/5/1), 55 mg de N-{2-[2-(2-(amino-biotine)-éthoxy)- éthoxy]-éthyl}-2- (anthracèn-9-ylméthoxy)-acétamide 4 : sous la forme d'une huile jaune (Rdt : 89%).

FB : C33H42N4O6S PM : 622,793 g/mol CCM : Rf (CH2Cl2/MeOH ; 90/10) : 0,5 ;

RMN 1H (300,13 MHz, CDC13) : J 8,48 (s, 1H, H2g) ; 8,31 et 7,01 (d et d, 4H, J = 9,0 Hz, J = 8,4 Hz, H23, H26) ; 7,55 et 7,47 (dd et dd, 4H, H24, H25) ; 6,89 (t, 1H, 5,0Hz,H17);6,90(s,1H,H2);6,53(t,1H,J10-11=5,0Hz,H10);5,67(s, J16-17= <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> 1H, H2^) ; 5,55 (s, 2H, H20) ; 4,31 (m, 1H, H3) ; 4,17 (s, 2H, Hui9) ; 4,15 (m, 1H, H3) t ; 3, 2-3,5 (m, 12H, H11, H12, H13, H14, H15, H16);2, 97 (dt, 2H, H4) ; 2,75 (dt, 1H, J3'-4'a = 4,8 Hz, J4'a-4'b = 12,7 Hz, H4'a) ; 2,2 (d, 1H, J4'a-4'b = 12,7 Hz, H4'b) ; 2,08 (t, 2H, J7-8 = 7,4 Hz, H8 ; 1,2-1,7 (m, 6H, H5, H6, H7) ; <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> RMN 13C (75,47 MHz, CDC13) : 6 173,00 (1C, Cl) ; 169,56 (1C, Clg) ; 163,76 (1C, C9) ; 131,14,130, 73 et 127,05 (5C, C21, C22, C27) ; 45, 124,93 et 123,59 (9C, C23, C24, C25, C26, C28) ; 23 et 65,25 (6C, <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> C12, C13, C14, C15, C19, C20) ; 61,50 et 59,88 (2C, C3, Ces ; 55, 32 (1C, C4) ; 40,18 (1C, C4') ; 38,76,38, 33 et 35,65 (3C, C8, C11, C16) ; 27,95 et 27,81 (2C, C5 C7) ; 25,30 (1C, C6) ; SM (70eV/DCI/intensité %) : m/e : 623 (100, [M+1 +) ; 640 (8, [M+18] +) ; Exemple 4 : Adsorption physique sur des nanotubes de carbone d'un réactif chimique, dénommé ci-après CR174, de structure H-E-L Protocole : A 20 ul d'une solution de nanotubes de carbone (10 mg/ml dans le méthanol), fraîchement sonique, sont ajoutés 1 à 20 pll d'une solution de réactif chimique, dénommé CR174 et dont la formule chimique est illustrée ci- après, (lmg/ml) dans du méthanol. Le mélange est alors agité par sonication puis <BR> <BR> <BR> <BR> évaporé à sec par un courant d'éthane gaz. 40 µl de tampon Tris (20 mM, pH 7,5 ; NaCl 50 mM) sont ajoutés aux nanotubes de carbone secs et la suspension est remélangé par sonication. La suspension peut éventuellement être centrifugée et lavée plusieurs fois avec 500 µl de tampon pour éliminer l'excès de réactif non-adsorbé sur les nanotubes de carbone.

L'adsorption physique du réactif CR174 sur les nanotubes de carbone a pu être mise en évidence par microscopie électronique en coloration positive. La présence de molécules de réactifs sur les nanotubes de carbone se traduit par l'apparition de points noirs. Ces points noirs sont absents en l'absence de réactif chimique CR174 (ou 5).

Ainsi que cela ressort de ce qui précède, l'invention ne se limite nullement à ceux de ses modes de mise en oeuvre, de réalisation et d'application qui viennent d'être décrits de façon plus explicite ; elle en embrasse au contraire toutes les variantes qui peuvent venir à l'esprit du technicien en la matière, sans s'écarter du cadre, ni de la portée, de la présente invention.