Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Entfernung von störenden Bestandteilen, insbesondere von Polyphenolen und Anthocyanen, aus einer zu untersuchenden Probe biologischen Ursprungs. Anwendungsgebiete sind die Lebensmittelindustrie, die Futtermittelindustrie oder die Biotechnologie

Hintergrund der Erfindung

Die Lebensmittelanalytik befasst sich mit der Untersuchung der Zusammensetzung von Lebensmitteln und deren Veränderung bei Herstellung, Lagerung und Zubereitung. Insbesondere das Aufspüren und Bestimmen von Allergien auslösenden Substanzen spielt dabei eine immer größere Rolle, da Nahrungsmittelallergien und Unverträglichkeiten ein immer größeres Problem darstellen. So leiden beispielsweise Menschen mit Histaminintoleranz nach dem Genuss von Histamin-haltigen Lebensmitteln wie beispielsweise Rotwein an Hautausschlägen, Kopfschmerzen, Durchfall, Fließschnupfen, Herzklopfen, Brechreiz oder vielen anderen Problemen. Histamin-„Allergikem" wird deshalb der Verzehr von Wein, speziell Rotwein nicht empfohlen. Durch bakterielle Proteolyse und anschließenden Umsatz von freigesetztem Histidin kann während der Lagerung von Wein im Fass, oder unter ungünstigen Bedingungen im Tank, Histamin gebildet werden. Laut Literatur kommt Histamin in Wein über einen Konzentrationsbereich von 0 - 20 mg/L vor. Die höchsten Konzentrationen werden in Rotwein beobachtet, aber auch Weiß- und Roseweine weisen regelmäßig geringe Gehalte auf. Wie eingangs erwähnt, besteht ein großes Interesse Lebensmittel auf solche Allergien oder Unverträglichkeiten auslösende Substanzen hin zu untersuchen. Allerdings erweisen sich die Ausgangsproben oftmals als nicht geeignet für schnelle und preiswerte analytische Methoden, da sie mögliche Störsubstanzen enthalten können, die dann vorab aufwendig entfernt werden müssen. Andere wichtige Bereiche der Lebensmittelanalytik stellen die Rückstandsuntersuchungen von Antibiotika und Hormonen dar. Für diese Substanzen liegen zum Teil Grenzwerte zum Teil aber auch Nulltoleranz- Bedingungen vor, d. h. die Anwesenheit selbst bei sehr niedrigen Konzentrationen bewirkt in diesen Fällen eine Nicht-Verkehrsfähigkeit des Lebensmittels. Die Messbereiche der verwendeten Methoden betragen häufig ng/kg und sind aus diesem Grund empfindlich gegenüber Störsubstanzen. Als Beispiel sei an dieser Stelle die Bestimmung des künstlichen Hormons Clenbuterol aus der Gruppe der ß- Agonisten in Futtermitteln, Leber und Urin genannt.

Stand der Technik

Bisher erfolgte die Bestimmung des Histamingehalts aus Weinproben größtenteils mittels HPLC. HPLC-Analysen zeichnen sich generell durch einen hohen personellen und apparativen Aufwand und dadurch bedingt hohe Kosten aus. Die Präzision ist in der Regel ausreichend, allerdings ist die Wiederfindung in einigen Fällen nicht immer optimal. Grund dafür ist der Einsatz von Derivatisierungsreagenzien, welche in ausreichender Menge der (extrahierten) Probe zugesetzt werden müssen und bei ungenauer Anwendungsdauer bzw. Temperatur zu wenig präzisen Ergebnissen führen können. Aufgrund der genannten Nachteile ist diese Methode nicht Mittel der Wahl, um Lebensmittel wie Weinproben schnell, einfach und kostengünstig zu analysieren.

Eine benutzerfreundliche und deutlich preiswertere alternative Methode wäre die enzymatische Bestimmung des Histamingehalts (z. B. mit Histamin-Dehydrogenase) bzw. die enzym-immunologische Bestimmung (ELISA). Allerdings führten bisherige Versuche zu keinen befriedigenden Ergebnissen. Es wird vermutet, dass Weinbestandteile wie beispielsweise Anthocyane und Polyphenole mit den Substraten bei der Enzymbestimmung bzw. den Antikörpern beim ELISA wechselwirken und demzufolge vor der Analytik entfernt werden müssen.

Im Fall von Clenbuterol werden sehr erfolgreich chromatographische Methoden wie z. B. LC in Kombination mit massenspektrometrischen Detektoren zur Überprüfung eines illegalen Einsatzes eingesetzt. Diese Verfahren sind wie bereits dargelegt sowohl apparativ als auch personell aufwendig und zeichnen sich generell durch hohe Kosten aus. Daher werden oftmals Screeningmethoden wie ELISA vorgeschaltet, um nur verdächtige Proben in den aufwendigen Verfahren testen zu müssen. Diese Screeningmethoden zeigen häufig Matrixeffekte durch matrixspezifische Störsubstanzen (z. B. Polyphenole in Futtermitteln). Als Folge davon können vermehrt falsch-positive Ergebnisse in der Screeningmethode erhalten werden, wodurch die Probenanzahlen für die nachgeschaltete Bestätigungsmethoden zunehmen.

In der Vergangenheit gab es einige Versuche, Polyphenole im Sinne einer Probenvorbereitung mit Hilfe von Schwermetallen zu entfernen. So wird beispielsweise in Annali di Chimica Applicata (1935) 25:679-684 die Verwendung von Hg (II) zur Fällung von Polyphenolen untersucht. US 3540455 A beschreibt die Entfernung von Polyphenolen aus Tabak mit Hilfe von Bleiacetat oder Bariumacetat. Planta Med. (1956) 2:33-40 beschreibt die Verwendung von Zn (II) zur Entfernung von Polyphenolen aus Proben pflanzlichen Ursprungs. Allerdings werden aus Umweltschutzgründen Pb und Hg wenn möglich in der modernen Analytik nicht mehr eingesetzt.

CN 101054370, Cheng et al. 2006 (Yingyong Huagong (2006), 35 (4): 259-262) oder Cheng et al. 2007 (Fujian Shifan Daxue Xuebao, Ziran Kexueban (2007), 23 (1 ): 105- 108) beschreiben die Präparation von Tee-Polyphenol-Lanthan-Komplexen. Ziel dieser Dokumente ist es, die gesundheitsfördernde antimikrobielle und antioxidative Wirkung von Polyphenolen aus grünem Tee in den Polyphenol-seltenen Erden- Komplexen zu untersuchen. Die Verwendung von seltenen Erden erfolgt allerdings nicht zur quantitativen Entfernung von Polyphenolen im Sinne einer Probenvorbereitung für eine anschließende Analytik.

Lacorn et al. (BIO Web of Conferences (2015) Bd. 5, Seite 02019) offenbart einen Testkit zur Entfernung von Polyphenolen und Anthocyanen aus Wein mit anschließender Quantifizierung von Histamin, ohne dabei auf die genaue Zusammensetzung der Reagenzien und das Wirkungsprinzip einzugehen.

Tschopp W. (Hoppe-Seyler ^' s Zeitschrift für physiologische Chemie (1936) 244: 59- 77) beschreibt die Verwendung von Hg(ll)-Acetat zur Entfernung störender reduzierender Substanzen aus Urin. Die Entfernung dieser störenden Substanzen dient der Probenvorbereitung zur Ascorbinsäure-Quantifizierung in Urin, welche durch den Autor zusammenfassend als ungeeignet eingestuft wird. In einem Unterkapitel wird die Verwendung von Pb(ll)-Acetat genannt, diese aber sofort als ungeeignet dargestellt, weil der Analyt Ascorbinsäure mit gefällt wird. Ziel und Aufgabe der Erfindung

Die Erfindung hat das Ziel, Proben biologischen Ursprungs für die Analytik - z. B. für enzymatische Analysen, immun-turbimetrische Analysen, Antikörper-basierte Systeme wie z. B. Lateral-Flow Systeme und ELISA, Mikrofluidik oder Chromatographieverfahren derart vorzubereiten, dass eine exakte Analyse gewährleistet ist. Daraus leitet sich die Aufgabe der vorliegenden Erfindung ab, die Analytik von Proben derart zu verbessern, dass die Analytik störende Substanzen im Vorfeld entfernt und damit Fehlerquellen bei der anschließenden Analytik eliminiert werden. Insbesondere leitet sich daraus die Aufgabe ab, störende Polyphenole und/oder Anthocyane aber auch andere strukturell verwandte Substanzen aus Proben biologischen Ursprungs effektiv und kostengünstig zu entfernen.

Diese Aufgabe wird durch ein Verfahren gemäß Anspruch 1 gelöst. Weitere mögliche Ausführungsformen ergeben sich aus den Unteransprüchen, der Beschreibung und den Beispielen.

Wesen der Erfindung Überraschend wurde gefunden, dass mit Hilfe von wasserlöslichen Salzen von dreiwertigen Lanthaniden wie z. B. Cer (III) oder Lanthan (III) Störsubstanzen aus Weinproben eliminiert werden können und eine anschließende enzymatische bzw. immunologische Bestimmung der Histamin-Konzentration dadurch direkt durchführbar wird. Nachfolgende Untersuchungen zeigten, dass es sich bei diesen Störsubstanzen um Polyphenole und Anthocyane bzw. strukturell verwandte Substanzen handelt, die durch die mehrwertigen Metallionen gefällt werden.

Das erfindungsgemäße Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, dass wasserlösliche Salze von dreiwertigen Lanthaniden zur Fällung von Polyphenolen und/oder Anthocyanen aus biologischen Proben eingesetzt werden.

Es zeigte sich, dass der pH-Wert und die Konzentration des mehrwertigen Kations einen großen Einfluss auf die Fällungsreaktion haben. So werden unter Einsatz von La (III) und 0.325 M Puffer optimale Ergebnisse geliefert, während für Yb (III) nur unter Einsatz von 0.3 M Puffer optimale Ergebnisse erhalten werden. Andere dreiwertige Metallionen wie z. B. Y (III), AI (III) und In (III) sind zwar in der Lage Rotweine vollständig zu entfärben, zeigen aber beim Einsatz im analytischen System z. B. Enzymatik Wiederfindungsprobleme. Dennoch ist es denkbar durch Anpassung der Konzentrationen an Fällungsreagenzien auch hier zu quantitativen Wiederfindungen zu gelangen.

Darüber hinaus zeigte sich, dass im Anschluss an die Fällungsreaktion unter Verwendung von wasserlöslichen Salzen von dreiwertigen Lanthaniden eine Behandlung des Ansatzes mit geeigneten Puffern wie beispielsweise mit Phosphat-, Sulfat und Oxalatpuffern insofern essentiell ist, als das dadurch überschüssige dreiwertige Lanthanide gefällt werden, ohne in der anschließenden Analytik zu stören.

Der resultierende Überstand wird anschließend für die Analytik wie beispielsweise die enzymatische, enzymimmunologische bzw. flüssigchromatographische Bestimmung des Histamin-Gehaltes oder Clenbuterol-Gehaltes eingesetzt.

Die Erfindung wird nachfolgend an der Bestimmung der Histamin-Konzentration in Weinen näher erläutert. Es wurde eine Extraktionsmethode für alle Weintypen entwickelt, mit der Polyphenole und Anthocyane entfernt werden können und damit die enzymatische Bestimmung der Histamin-Konzentration dieser Weinproben im Anschluss ermöglicht wird.

Ein typischer Ansatz ist die Fällungsreaktion mit Lanthan (III) als wasserlösliches Salz von dreiwertigem Lanthanid:

Nachfolgend ist als Beispiel ein bevorzugter Ansatz für die Aufarbeitung von Wein und die anschließende enzymatische Bestimmung des Histamin-Gehalts aufgeführt. Es ist aber auch möglich, andere Proben biologischen Ursprungs zu untersuchen wie beispielsweise Futtermittel, Leber, Hefe, Blut oder Urin.

Beispiel

200 μΙ Probe (z. B. Rotwein, Rosewein oder Weißwein),

200 μΙ Tris-Puffer (0,325 M, pH 9,0),

200 μΙ LaNO ₃ (0,1 M),

Vortexen,

5 min bei Raumtemperatur inkubieren,

Zentrifugieren (14 000 g, 2 min), 500 μΙ Überstand abnehmen,

100 μΙ Na-Phosphatpuffer (0,5 M, pH 7,0),

Vortexen,

5 min bei Raumtemperatur inkubieren,

Zentrifugieren (14 000 g, 2 min).

Der abschließende Zentrifugationsschritt zur Abtrennung des Niederschlags kann auch durch Sedimentations- oder Filtrationsmethoden ersetzt werden.

Der Überstand kann nun für die anschließende Analytik wie beispielsweise die enzymatische Bestimmung des Histamin-Gehalts der Ausgangsprobe verwendet werden. Nachfolgend ist ein typischer Ansatz einer solchen enzymatischen Histaminbestimmung unter Verwendung des kommerziellen Testkits RIDASCREEN® Histamine (enzymatic) der Firma R-Biopharm (Katalog Nr. R1605) aufgeführt (weitere Informationen sind unter Beispiel 3 aufgeführt):

150 μΙ Tris-Puffer (0.325 M, pH 9) mit 100 μΙ Probe bzw. Kaiibrator versetzen, vorsichtig manuell schütteln,

3 min Inkubation bei Raumtemperatur,

die Extinktion A1 bei 450 nm messen,

10 μΙ Histamindehydrogenase zugeben,

vorsichtig manuell schütteln,

10 min Inkubation bei Raumtemperatur,

die Extinktion A2 bei 450 nm messen,

unter Berücksichtigung des Verdünnungsfaktors die Konzentrationen der Proben anhand der erstellten Standard kurve berechnen.

Zur Überprüfung der Effektivität der Fällung von Störsubstanzen mit Hilfe von wasserlöslichen Salzen von dreiwertigen Lanthaniden wurden Vergleichsmessungen zwischen HPLC und Enzymatik unternommen. Untersucht wurden 23 verschiedene Rotweine. Die Ergebnisse in Figur 1 verdeutlichen die sehr gute Vergleichbarkeit der beiden Methoden. Die dazu dazugehörigen Rohdaten sind in der folgenden Tabelle 1 dargestellt. Tabelle 1: Vergleichsuntersuchungen HPLC vs. Enzymatik

Histamin-Gehalt nach

Fällung der Polyphenole Histamin-Gehalt mittels

Weinprobe

und Anthocyane HPLC bestimmt

(enzymatisch bestimmt)

mg/L mg/L

Rotwein D. 0 Almansa 2,63 3,10

Rotwein D.O. Rioja 5,21 6,00

Rotwein D. 0. Ribera del Duero 6,27 6,80

Rotwein D. 0 . Vinos de Madrid 3,93 5,10

Rotwein D. 0. Ribera del Duero 3,23 4,80

Rotwein D. 0. Ribera del Duero 3,28 3,60

Rotwein Vino de Tierra de Castilla <1.4 3,60

Rotwein Vino de Tierra de Castilla <1.4 1 ,00

Rotwein D. 0 . Vinos de Madrid 5,31 5,40

Rotwein D. 0. Navarra 5,11 5,90

Rotwein D. 0. Navarra <1.4 <0,5

Rotwein D. 0. Navarra <1 .4 <0,5

Rotwein D. O. Penedes 7,80 8,90

Rotwein D. O . Vinos de Madrid 1 ,97 1 ,90

Rotwein D. O . Vinos de Madrid 1 ,75 1 ,40

Rotwein D.O. Rioja 5,17 5,40

Rotwein D.O. Rioja 6,03 6,60

Rotwein NRL PT 2013 4,97 5,23

Rotwein NRL PT 2014 9,86 10,26

Rotwein D. 0. Navarra spike 5 mg/L 4,33 5,30

Rotwein D. 0. Navarra spike 10 mg/L 9,11 10,30

Rotwein D. 0. Navarra spike 5 mg/L 4,18 5,50

Rotwein D. 0. Navarra spike 10 mg/L 9,11 10,20

Rotwein Rioja 8,59 10,20

Rotwein Rioja 6,70 6,70

Rotwein Castilla 3,60 3,60

Rotwein Chianti 2,09 2,80

Rotwein California 1 ,14 <0,5

Aus Voruntersuchungen wurde deutlich, dass das Volumen des Tris-Puffers (0.325 M Tris, pH 9.0) kritisch sein kann. Das Volumen von LaN0 ₃ (0.1 M) und des Na- Phosphatpuffers (0.5 M, pH 7.0) sind unproblematisch. Daher wurde das Volumen des Tris-Puffers (0.325 M, pH 9.0) +/-20% variiert und die Auswirkungen auf einen dotierten Rotwein und einen dotierten Weißwein (Sorte: Weißherbst) untersucht. Bei Erhöhung des Volumens des Tris-Puffers im Rotwein wurde eine Zunahme der Histamin-Konzentration beobachtet. Im Gegensatz dazu wurde beim Weißherbst dieser Effekt genau umgekehrt beobachtet (Tabelle 2). Daraus konnte geschlussfolgert werden, dass 200 μΙ_ Tris-Puffer als ausreichend robust angesehen werden können.

Tabelle 2: Einfluss der Variation des Volumens von Tris-Puffer (0,325 M, pH 9.0) auf das Histamin-Messergebnis; LaN03-Lösung ist 0.1 M, Phosphatpuffer 0.5 M (pH 7.0)

Wie bereits dargestellt, ist das erfindungsgemäße Verfahren beispielsweise auf die Aufarbeitung von Weiß-, Rose- und Rotweinen mit anschließender enzymatischer Bestimmung der Histamin-Konzentration anwendbar. Die berechnete LoD (Limit gf Detection) beträgt dabei 0.54 mg/L. Proben in diesem Bereich weisen eine ausreichende Präzision (VK < 20%) auf. Die berechnete LoQ (Limit gf Quantification) (1.44 mg/L) wurde durch Dotierexperimente bestätigt: Es konnte eine Wiederfindung von 95 % bei einer relativen Standardabweichung von 3.5 % erhalten werden. Die Reproduzierbarkeits-Standardabweichung liegt konzentrationsunabhängig um 0.12 mg/L. Durch die Analyse von 20 Weinproben konnte ein 95 %-Vertrauensinterval von 84 - 114 % Wiederfindung berechnet werden.

Stabilitätstestungen belegen eine sehr hohe Stabilität und Unempfindlichkeit der Entstörungs- und Fällungsreagenzien gegen Transport und Stressbedingungen wie hohe oder niedrige Temperaturen. Bisherige Untersuchungen (Tabelle 3) zeigen eine Haltbarkeit gegenüber Temperaturen von 4 °C bzw. 45 °C von 27 Wochen (etwa 7 Monate). Tabelle 3: Vermessung eines Blankrotweines bzw. eines dotierten Rotweines (10 mg/L) in drei verschiedenen Lots der Entstörungsreagenzien nach Lagerung der Reagenzien bei 4 °C, Raumtemperatur (RT, Referenz) und 45 °C.

Lot Woche 4°C RT 45°C

blank + 10 mg/L blank + 10 mg/L blank + 10 mg/L mg/L mg/L mg/L mg/L mg/L mg/L

1 27 0,72 10,2 0,75 10,4 0,82 10,3

0,72 10,5 0,68 10,1 0,82 10,3

2 27 0,61 10,3 0,72 10,1 0,68 10,4

0,61 10,0 0,61 10,2 0,72 10,2

3 27 0,72 10,3 0,75 10,5 0,82 10,4

0,64 10,1 0,68 10,1 0,82 10,4 Unterwirft man die Reagenzien einer simulierten Transportstabilität (6 h leicht auf dem Horizontalschüttler zu Beginn 400/min danach um 150/min; anschließend 17 h bei 4 °C; erneut 6 h Horizontalschüttler bei 150/min; 17 h bei 45 °C lagern; danach 31 h bei 4 °C; weitere längerfristige Lagerung bei Raumtemperatur) so erweisen sich die Reagenzien 6 Monate nach dieser simulierten Transportstabilität als stabil (Tabelle 4).

Tabelle 4: Vermessung eines Blank-Rotweines bzw. eines dotierten Rotweines (10 mg/L) in drei verschiedenen Lots der Entstörungsreagenzien 6 Monate nach Durchführung einer simulierten Transportstabilität.

Werden die Reagenzien zweimal nacheinander über Nacht bei -20 °C eingefroren, erweisen sie sich nach einer Lagerung über 6 Monate bei Raumtemperatur ebenfalls als stabil (Tabelle 5). Tabelle 5: Vermessung eines Blankrotweines bzw. eines dotierten Rotweines (10 mg/L) in drei verschiedenen Lots der Entstörungsreagenzien 6 Monate nach zweimaligem Einfrieren bei -20 °C.

Extrahierte Proben können bis zu 2 Tage bei 4 °C bzw. 1 Tag bei 20 - 25 °C gelagert werden. Extrakte von Weinen mit Histamin-Konzentrationen außerhalb des Kalibrierungsbereiches können mit Wasser verdünnt werden. Das System reagiert robust gegen eine Variation der Inkubationszeiten oder ein Auslassen des Mischens mittels Vortexer. Das erfindungsgemäße Verfahren zeichnet sich durch eine relative Standardabweichung von kleiner als 4 % für Konzentrationen oberhalb der LoQ aus. Die Methode kann somit bei korrekter Durchführung als hochgradig präzise gelten. Werden andere Lanthaniden anstelle des verwendeten La (III) eingesetzt, so werden unter geringfügiger Anpassung der Pufferstärke in allen Fällen hervorragende Wiederfindungen erzielt (Tabelle 6).

Tabelle 6: Untersuchung anderer Lanthaniden auf Einsatzfähigkeit zur Entfernung von Störsubstanzen

Sm (lll) 0,1 0,3 < LoQ 9,61 96

Gd (III) 0,1 0,3 < LoQ 9,46 95

Dy (III) 0,1 0,3 < LoQ 9,36 94

Er (III) 0,1 0,3 < LoQ 9,94 99

Yb (MI) 0,1 0,3 < LoQ 9,23 92

Die Erfindung ist nicht nur im Speziellen dazu geeignet Störsubstanzen in Wein zu entfernen und im Anschluss eine enzymatische Histamin-Bestimmung durchzuführen. Sie hat darüber hinaus das überaus wichtige Potenzial, Rotweine zu entfärben und so diese Matrix einfach und schnell anderen Analysemethoden wie HPLC oder Lateral Flow Bestimmungen zur Analyse bereitzustellen. Bei anderen problematischen Matrices wie z. B. Urin, Leber und Blut besteht ebenfalls die Möglichkeit, wirkungsvoller und einfacher als zurzeit eine Probenvorbereitung für eine große Anzahl an verschiedenen Analysemethoden zur Verfügung zu stellen. Die Erfindung wird nachfolgend mit Ausführungsbeispielen näher erläutert.

Ausführungsbeispiele

Beispiel 1 :

Fällung von Polvohenolen und Anthocvanen aus Weinproben

1. 200 pL Wein im 2 mL Eppendorfcup vorlegen; Pipettenspitze vorspülen

2. 200 pL Reagenz 1 (0,325 M Tris, pH 9.0) zufügen

3. 200 pL Reagenz 2 (0.1 M LaNO _ß in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

4. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

5. 500 pL Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

6. 00 pL Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und

anschließend 5 min bei RT inkubieren

7. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

8. 100 pL vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen

Bedingt durch die Aufarbeitung der Weinprobe muss für die spätere Berechnung der Histamin Konzentration ein Verdünnungsfaktor von 3,6 berücksichtigt werden. Beispiel 2:

Die unter Beispiel 1 aufgeführten Volumina können unter Bewahrung der Verhältnisse zueinander beliebig variiert werden. Dabei kann auch die Zentrifugationsgeschwindigkeit verändert werden. So ist auch nachfolgender Ansatz funktional.

1. 2 ml_ Wein im 10 mL Kunststoff-Röhrchen vorlegen; Pipettenspitze vorspülen 2. 2 mL Reagenz 1 (0,325 M Tris, pH 9.0) zufügen

3. 2 mL Reagenz 2 (0.1 M La(NÜ3)3 in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

4. 2 min bei 4000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

5. 5 mL Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

6. 1 mL Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

7. 2 min bei 4000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

8. 100 pL vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen Beispiel 3:

Bestimmung der Histamin-Konzentration unter Verwendung eines handelsüblichen Testkits z. B. RIDASCREEN® Histamin (enzymatic) der Firma R-Biopharm (Katalog Nr. R1605). Alle für die enzymatische Bestimmung benötigten Reagenzien auf Raumtemperatur (20 - 25 °C) erwärmen und vor Gebrauch vorsichtig mischen.

1. Eine Mikrotiterplatte wurde mit einem handelsüblichen Elektronenüberträger (20 mg/L) und einem geeigneten Substrat (250 mg/L), welches bei

Elektronenübertragung die Farbe wechselt, beschichtet.

2. Je 150 μΙ Reagenz 1 (0.05 M Trispuffer, pH 9) in die entsprechenden Kavitäten der Mikrotiterplatte pipettieren und die Platte vorsichtig manuell schütteln.

3. Je 100 μΙ der Standardlösungen, der Kontrollen bzw. der vorbereiteten Proben aus

Beispiel 1 in Doppelbestimmung pipettieren. Die Pipettenspitzen sind vorzuspülen.

Anschließend die Platte vorsichtig manuell schütteln. 4. Nach 3 min Inkubation bei Raumtemperatur die Extinktion A1 bei 450 nm ohne Referenzwellenlängefilter messen.

Wird innerhalb dieser Zeit eine zunehmende Gelbfärbung im Well beobachtet, so sollte auf Ascorbinsäuregehalte im Wein kleiner 250 mg/L getestet werden. Liegt ein säurebetonter Weißwein ohne Ascorbinsäure vor, sollte die Inkubationszeit auf 10 min erhöht werden.

5. 10 μΙ einer handelsüblichen Histamindehydrogenase (20 U/mL) in jede Kavität pipettieren. Anschließend die Platte vorsichtig manuell schütteln.

6. Nach 10 min Inkubation bei Raumtemperatur die Extinktion A2 bei 450 nm ohne Referenzwellenlängefilter messen.

7. Unter Berücksichtigung des Verdünnungsfaktors die Konzentrationen der Proben berechnen.

Beispiel 4:

Untersuchung des Histaminaehalts gängiger Weinproben

Es wurden 20 unterschiedliche Weinproben im Handel besorgt, entsprechend dem Ausführungsbeispiel 1 aufgearbeitet und gemäß dem Ausführungsbeispiel 3 die Histamin-Konzentrationen enzymatisch bestimmt. Fast alle Weine wiesen Konzentrationen kleiner 5 mg/L auf. Kursiv markierte Konzentrationen wurden extrapoliert (kleiner LoQ-Wert). Lediglich ein relativ lang gelagerter portugiesischer Rotwein zeigt Gehalte um 10 mg/L (Tabelle 7). Tabelle 7: Histamin-Gehalt von handelsüblichen Weinen

Land Region Jahrgang Sorte Typ mg/L

DE Rheinhessen 2013 Müller-Thurgau weiß 0,5

HU Felsö- agyarorszag 2013 Grüner Veltliner weiß 0,4

DE Rheingau 2014 Riesling weiß 1,2

IT Trentino 2013 Cuvee rose 0,3

IT Bardolino 2013 Cuvee rose 0,4

DE Rheingau 2013 Pinot noir rose 0,4

DE Rheingau 2014 Pinot Noir rot 0,0

DE Rheingau 2012 Cuvee rot 0,2 DE Rheinhessen 2011 Pinot Noir rot 0,2

IT Piemont 2013 Barbera D'asti rot 0,4

DE Rheinhessen 2014 Dornfelder rot 0,5

ES Rioja 2006 Cuvee rot 0,6

FR Bordeaux 2013 Cuvee rot 0,6

FR Cotes Du Rhone 2013 Grenache-Syrah rot 0,9

PT Alentejano 2009 Cuvee rot 2,2

IT Sicily 2013 Nero D'Avola rot 2,4

IT Sicily 2013 Nero D'Avola-Merlot rot 4,1

ES Ribera de Duero 2011 Tempranillo rot 4,5

IT Umbria 2010 Cuvee rot 4,8

IT Trentino 2012 Merlot rot 5,5

PT Duoro 2009 Cuvee rot 10,7

Beispiel 5:

Verdünnbarkeit des Extraktes einer hochkonzentrierten Weinorobe

Eine Dornfelder Rotweinprobe wird auf 200 mg/L Histamin dotiert und aufgearbeitet. Im Anschluss wird dieser Extrakt mit Wasser verdünnt, um den gesamten Messbereich abzudecken. Diese Messlösungen werden im enzymatischen Assay vermessen. Das enzymatische System wurde für andere Validierungen auf Linearität überprüft. Diese Überprüfung ergab eine Linearität bis etwa 25 mg/L in der Messlösung. Beim Vergleich mit Daten in Tabelle 6 kann dieser Linearitätsanspruch aufrechterhalten werden. Ab etwa 30 mg/L Histamin in der Messlösung muss mit signifikant niedrigeren Konzentrationen gerechnet werden. Eine graphische Auswertung der Daten aus Tabelle 8 wird in Figur 2 gegeben. Im validierten Messbereich von etwa 1 bis 20 mg/L liegt somit eine Verdünnbarkeit der Extrakte vor.

Tabelle 8: Verdünnbarkeit der Messlösung

Wein Messlösung Faktor Wein

mg/L mg/L Verdünnung mg/L

^~ 2ÖÖ 3^8 3^6 143, 1 39,7 4 158,8

38,3 4,5 172,4

35, 7 5,14 183,3

32,3 6 193,6

28,2 7,2 203,3

23,1 9 207,5

17,7 12 212,2

11 ,7 18 211 ,0

5,75 36 207,0

2,95 72 212,4

Beispiel 6:

Einfluss unterschiedlicher Inkubationszeiten

Untersucht wurde der Einfluss unterschiedlicher Inkubationszeiten in der Probenaufarbeitung. Es wurden die Inkubationszeiten aus Beispiel 1 nach Zugabe des Tris-Puffers (Inkubation 1 ) und nach Zugabe des Na-Phosphatpuffers (Inkubation 2) variiert und der Einfluss auf den anschließend bestimmten Histamin- Gehalt untersucht (Tabelle 9).

Tabelle 9: Einfluss der Inkubationszeiten auf das Histamin-Messergebnis einer dotierten Rotweinprobe (Dornfelder)

Inkubation 1 Inkubation 2 Gehalt

min min mg/L

4 4 10,75

4 5 10,57

4 20 10,49

5 4 11 ,91

5 5 10,68

5 20 10,64

20 4 11 ,54

20 5 10,49

20 20 10,42 Die Ergebnisse in Tabelle 9 belegen eindeutig, dass kein Effekt beobachtbar ist. Die Inkubationszeiten können als robust angesehen werden und sind mit jeweils 5 min als ausreichend anzusehen.

Beispiel 7:

Bestimmung der Clenbuterol-Konzentration unter Verwendung eines handelsüblichen Testkits z. B. RIDASCREEN® Clenbuterol der Firma R-Biopharm (Katalog Nr. R171 1 ).

Alle für die enzymatische Bestimmung benötigten Reagenzien auf Raumtemperatur (20 - 25 °C) erwärmen und vor Gebrauch vorsichtig mischen.

1. Eine Mikrotiterplatte wurde mit spezifischen Antikörpern gerichtet gegen Clenbuterol beschichtet (Die Beschichtungsmenge ist abhängig von Antikörper-Lot und den Eigenschaften des verwendeten Clenbuterol-Enzym- Konjugates, liegt aber meist im Bereich von 1 pg pro Vertiefung der Mikrotiterplatte.).

2. 50 μΙ_ Standardlösung bzw. extrahierte Probe in die Vertiefungen der Mikrotiterplatte pipettieren.

3. 30 min bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubieren und anschließend mit je 250 μΙ_ PBS/Tween-Puffer dreimal sorgfältig waschen; zwischen jedem Waschschritt und am Ende auf saugfähigen Labortüchern kräftig ausklopfen.

4. Je 50 pL Clenbuterol-Enzym-Konjugat in die Vertiefungen pipettieren (Konjugat-Menge ist chargenspezisch und abhängig von der Antikörper- Menge pro Vertiefung.).

5. 15 min bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubieren und anschließend mit je 250 pL PBS/Tween-Puffer dreimal sorgfältig waschen; zwischen jedem Waschschritt und am Ende auf saugfähigen Labortüchern kräftig ausklopfen.

6. Je 100 pL Substratlösung (Tetramethylbenzidin/H202 in den üblichen Konzentrationen) in die Vertiefungen pipettieren, 15 min bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubieren und anschließend mit 100 pL 1 N H ₂ SO ₄ die Reaktion abstoppen.

7. Die Messung erfolgt in Mikrotiterplattenphotometer bei 450 nm. 8. Die Konzentrationsbestimmung der Proben erfolgt unter Verwendung der Werte der Standardkurve; die Verdünnungsfaktoren bedingt durch die Extraktion der Proben vor der Messung müssen berücksichtigt werden Beispiel 8:

Fällung von Polyphenolen aus Urinproben

Bedingt durch die hohen Gehalte an Polyphenolen im Futter, zeigen Urinproben von Schwein und Rind beim Einsatz in enzymimmunologischen Systemen Matrixeffekte, die eine schlechte Wiederfindung von Clenbuterol bewirken. Zur Verringerung dieses Effektes wurde vor Bestimmung des Clenbuterolgehaltes folgendermaßen aufgearbeitet: - 300 μΙ Urinprobe mit 300 μΙ 0.1 M La(N0 ₃ ) ₃ versetzen

- mischen, 5 min bei RT inkubieren, danach 2 min bei 14000 g zentrifugieren

- 300 μΙ des Überstandes abnehmen und mit 150 μΙ 0.5 M Phosphatpuffer ersetzen

- mischen, 5 min bei RT inkubieren und 2 min bei 14000 g zentrifugieren Tabelle 10: Parallele Messung von 3 Rinderurinen und 4 Schweineurinen nach Aufarbeitung mittels Lathanidenfällung oder direktem Einsatz der Urine nach Verdünnung mit Testpuffer; da die Urine bereits einen optimalen pH-Wert für die Fällung aufweisen, kann auf eine pH-Wert-Einstellung mittels Trispuffer verzichtet werden; als Dotierlevel wurde 0.5 pg/kg gewählt. mit ohne

Urin Fällung Fällung

WF (%) WF (%)

Rind 2045-20 82% 47%

Rind 2240-6 104% 52%

Rind 2240-7 84% 55%

Schwein 2236-9 80% 66%

Schwein 2236-11 93% 56%

Schwein FEVal 12 100% 59%

Schwein FEVal 18 92% 44% Die Ergebnisse in Tabelle 10 belegen die hervorragende Eignung der Fällung zur Probenvorbereitung von Urin in der Clenbuterol-Messung mittels ELISA.

Beispiel 9:

Fällung von Polyphenol-verwandten Stoffklassen aus Milch

Milch weist zwar keine nennenswerten Gehalte an Polyphenolen auf, enthält aber ebenfalls Stoffklassen, die sich durch wasserlösliche Salze der dreiwertigen Lanthaniden durch Fällung entfernen lassen. Ohne diese Entfernung kommt es im nachgeschalteten enzymimmunologischen System zu schlechten Wiederfindungen. Zur Beseitigung dieses Effektes wurde vor Bestimmung des Cienbuterolgehaltes folgendermaßen aufgearbeitet:

- 300 μΙ Milchprobe mit 300 μΙ 0.1 M La(NO ₃ ) ₃ versetzen

- mischen, 5 min bei RT inkubieren, danach 2 min bei 14000 g zentrifugieren

- 300 μΙ des Überstandes abnehmen und mit 150 μΙ 0.5 M Phosphatpuffer ersetzen

- mischen, 5 min bei RT inkubieren und 2 min bei 14000 g zentrifugieren

Tabelle 11: Parallele Messung von 6 verschiedenen Milchproben nach Aufarbeitung mittels Lathanidenfällung oder direktem Einsatz der Milch nach Verdünnung mit Testpuffer; da die Milchproben bereits einen optimalen pH-Wert für die Fällung aufweisen, kann auf eine pH-Wert-Einstellung mittels Trispuffer verzichtet werden; als Dotierlevel wurde 0.5 pg/L gewählt.

ohne

Milch mit Fällung Fällung

WF (%) WF (%)

31.08.2015 85% 72%

01.09.2015 84% 62%

FEVal 1 111% 69%

FEVal 2 100% 81%

FEVal 11 82% 73%

FEVal 12 84% 65%

Die Ergebnisse in Tabelle 11 belegen die hervorragende Eignung der Fällung zur Probenvorbereitung von Milch in der Clenbuterol-Messung mittels ELISA.

Beispiel 10: Fällung von Polyphenolen aus Futtermitteln

Rinder- und Schweinefuttermittel enthalten hohe Mengen an Polyphenolen und zeigen nach einfacher Lösungsmittelextraktion in enzymimmunologischen Systemen Matrixeffekte, die ein falsch-positives Ergebnis vortäuschen und dadurch bedingt die Nachweisgrenze der verwendeten analytischen Methode erhöhen. Zur Verringerung dieses Effektes wurde vor Bestimmung des Clenbuterolgehaltes folgendermaßen aufgearbeitet: - 2 g Futtermittel mit 5 ml 50 % Acetonitril versetzen und 20 min schütteln

- 10 min auf Eis inkubieren und anschließend bei 14000 g 2 min zentrifugieren

- 150 pL des klaren Überstandes mit 300 pL 0.325 M Trispuffer und 200 pL 0.1 M La(N0 ₃ )3-Lösung versetzen

- 5 min bei Raumtemperatur inkubieren; anschließend bei 14000 g 2 min zentrifugieren

- 100 μΙ 0.5 M Phosphatpuffer zusetzen, mischen, 5 min bei Raumtemperatur inkubieren und anschließend bei 14000 g 2 min zentrifugieren

Die Standardaufarbeitung mittels Lösungsmittelextraktion ist wie folgt:

- 1 g Futtermittel mit 3 mL Acetonitril versetzen und 20 min schütteln

- 2 mL des Überstandes evaporieren und in 3 mL n-Hexan resuspendieren

- 1 mL Waschpuffer (des verwendeten ELISA) zufügen

- 20 min schütteln und anschließend die untere wässrige Phase im Test einsetzen Tabelle 12: Parallele Messung von verschiedenen Futtermitteln für Schwein und Rind nach Aufarbeitung mittels Lathanidenfällung oder Extraktion der Futtermittel mithilfe einer Acetonitril-Extraktion; als Dotierlevel wurde 0.85 pg/kg gewählt.

Futtermittel Ohne Fällung Mit Fällung

WF (%) WF (%)

Schwein (Mast) 12% 104%

Rind (Milch) 42% 96%

Kalb 21% 83%

Schwein (Sauen) 17% 84%

Rind (Mast) 28% 95% Die Ergebnisse in Tabelle 12 belegen die hervorragende Eignung der Fällung zur Probenvorbereitung von Futtermitteln in der Clenbuterol-Messung mittels ELISA.

Beispiel 11 :

Fällung von Polyphenol-verwandten Stoffklassen aus Leber

Leber von Schweinen und Rindern weisen zwar keine nennenswerten Gehalte an Polyphenolen auf, enthalten aber offensichtlich ebenfalls Stoffklassen, die sich durch wasserlösliche Salze der dreiwertigen Lanthaniden durch Fällung entfernen lassen. Ohne diese Entfernung kommt es im nachgeschalteten enzymimmunologischen System zu schlechten Wiederfindungen. Zur Beseitigung dieses Effektes wurde vor Bestimmung des Clenbuterolgehaltes folgendermaßen aufgearbeitet: - 2 g Leber mit 3 ml 80 % Acetonitril versetzen und schütteln

- 15 min auf Eis inkubieren und anschließend bei 10 °C 10 min zentrifugieren

- 100 pL des Überstandes mit 300 pL 0.08 M Trispuffer pH 9.0 versetzen

- Zugabe von 100 μΙ 0.1 M La(NO ₃ )3

- mischen, 5 min bei RT inkubieren und 2 min bei 14000 g zentrifugieren

- 400 μΙ Überstand abnehmen und 50 pL 0.5 M Phosphatpuffer zusetzen

- mischen, 5 min bei RT inkubieren und 2 min bei 14000 g zentrifugieren

Die Standardaufarbeitung mittels Lösungsmittelextraktion ist wie folgt: - 3 g Leber mit 8 mL Acetonitril und 1 mL Ethylacetat versetzen

- 30 min schütteln und anschließend bei 4000 g 10 min zentrifugieren

- 4 ml Überstand evaporieren und in 2 mL Testpuffer aufnehmen

Tabelle 13: Parallele Messung von Leber (Schwein und Rind) nach Aufarbeitung mittels Lathanidenfällung oder Extraktion der Lebern mithilfe eines Acetonitril- Ethylacetatgemisches; als Dotierlevel wurde 5 pg/kg gewählt.

Leber mit Fällung ohne Fällung

WF (%) WF (%)

RL14-#1 79% 26% 2312-2 100% 42%

2312-4 105% 31%

SL14-#4 76% 36%

Die Ergebnisse in Tabelle 13 belegen die hervorragende Eignung der Fällung zur Probenvorbereitung von Leber in der Clenbuterol-Messung mittels ELISA. Beispiel 12:

Fällung von Polyphenol-verwandten Stoffklassen aus Blut

Wegen der hohen Wirksamkeit von Lanthanid-haltigen Fällungsreagenzien in Milch (Beispiel 8) und Leber (Beispiel 9) kann gefolgert werden, dass es beim Einsatz von Blut ebenfalls zu einer Fällung von Störsubstanzen kommen kann und dieser Effekt analytisch ausgenutzt werden kann.

Beispiel 13:

Fällung von Polyphenolen und Anthocvanen mit Hilfe von Cerium (III)

1. 200 pL Wein im 2 mL Eppendorfcup vorlegen

2. 200 [iL Reagenz 1 (0,325 M Tris, pH 9.0) zufügen

3. 200 pL Reagenz 2 (0.1 M Ce(N0 ₃ ) ₃ in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

4. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

5. 500 pL Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

6. 100 pL Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

7. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

8. 100 pL vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen

Beispiel 14:

Fällung von Polyphenolen und Anthocvanen mit Hilfe von Praseodym (III) 1. 200 μΐ_ Wein im 2 ml_ Eppendorfcup vorlegen

2. 200 μΙ_ Reagenz 1 (0,325 M Tris, pH 9.0) zufügen

3. 200 μΙ_ Reagenz 2 (0.1 M Pr(N0 ₃ ) ₃ in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

4. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

5. 500 μΙ_ Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

6. 100 μ!_ Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

7. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

8. 100 μΐ_ vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen

Beispiel 15:

Fällung von Polyphenolen und Anthocvanen mit Hilfe von Neodym (III)

1. 200 μΙ_ Wein im 2 ml_ Eppendorfcup vorlegen

2. 200 μΙ_ Reagenz 1 (0,325 M Tris, pH 9.0) zufügen

3. 200 μΙ_ Reagenz 2 (0.1 M Nd(N0 ₃ )3 in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

4. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

5. 500 μΙ_ Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

6. 100 μΙ_ Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

7. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

8. 100 μΙ_ vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen

Beispiel 16:

Fällung von Polyphenolen und Anthocvanen mit Hilfe von Samarium (III) 9. 200 [iL Wein im 2 ml_ Eppendorfcup vorlegen

10.200 [iL Reagenz 1 (0,3 M Tris, pH 9.0) zufügen

11.200 μΙ_ Reagenz 2 (0.1 M Sm(N03)3 in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

12.2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren 13.500 μΙ_ Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

14.100 μΙ_ Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

15.2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

16.100 μΙ_ vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen

Beispiel 7:

Fällung von Polyphenolen und Anthocvanen mit Hilfe von Gadolinium (III)

1. 200 μΐ_ Wein im 2 mL Eppendorfcup vorlegen

2. 200 μ!_ Reagenz 1 (0,3 M Tris, pH 9.0) zufügen

3. 200 μΙ_ Reagenz 2 (0.1 M Gd(N0 ₃ ) ₃ in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

4. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

5. 500 μΐ_ Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

6. 100 μΙ_ Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

7. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

8. 100 [iL vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen

Beispiel 18:

Fällung von Polyphenolen und Anthocvanen mit Hilfe von Dysprosium (III)

9. 200 [iL Wein im 2 mL Eppendorfcup vorlegen

10.200 [iL Reagenz 1 (0,3 M Tris, pH 9.0) zufügen

11.200 [iL Reagenz 2 (0.1 M Dy(N0 ₃ ) ₃ in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

12.2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

13.500 [iL Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

14.100 [iL Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

15.2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

16.100 [iL vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen Beispiel 19:

Fällung von Polvphenolen und Anthocvanen mit Hilfe von Erbium (III)

17.200 [iL Wein im 2 ml_ Eppendorfcup vorlegen

18.200 μΐ_ Reagenz 1 (0,3 M Tris, pH 9.0) zufügen

19.200 [iL Reagenz 2 (0.1 M Er(N0 ₃ ) ₃ in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

20.2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

21 .500 pl_ Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

22. 100 [iL Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

23.2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

24. 100 μΙ_ vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen

Beispiel 20:

Fällung von Polvphenolen und Anthocvanen mit Hilfe von Ytterbium (III)

1 . 200 pL Wein im 2 ml_ Eppendorfcup vorlegen

2. 200 pl_ Reagenz 1 (0,3 M Tris, pH 9.0) zufügen

3. 200 μΙ_ Reagenz 2 (0.1 M Yb(N0 ₃ ) ₃ in Wasser) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

4. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

5. 500 μΐ_ Überstand in neues Eppendorfcup transferieren

6. 100 μΙ_ Reagenz 3 (0.5 M Phosphatpuffer, pH 7.0) zufügen, vortexen und anschließend 5 min bei RT inkubieren

7. 2 min bei 14000 g und Raumtemperatur zentrifugieren

8. 100 μΙ_ vom klaren Überstand im enzymatischen Test in n=2 einsetzen Legende zu den Figuren

Figur 1 : Vergleich zwischen HPLC-Referenzmethodik und dem erfindungsgemäßen Verfahren einer Kombination aus Fällung von Polyphenolen und Anthocyanen und anschließender enzymatischer Bestimmung der Histamin-Konzentration anhand von 23 verschiedenen Rotweinen.

Figur 2: Graphische Auswertung der Extrakt-Verdünnbarkeit. Der

Kalibrierungsbereich des enzymatischen Assays liegt zwischen 1 und 20 mg/L.