Le domaine de l’invention est celui de la biologie végétale.

La bioluminescence est la production et l’émission de lumière par un organisme vivant via une réaction chimique au cours de laquelle l’énergie chimique est convertie en énergie lumineuse.

Le substrat de base à l’origine de la luminescence est la luciférine, qui émet de la lumière en s’oxydant par l’action de l’enzyme luciférase. Chez les bactéries, l’expression des gènes liés à la bioluminescence est contrôlée par l’opéron lux. D’autres organismes sont également capables de bioluminescence, tels que certains champignons ou des êtres multicellulaires, notamment un grand nombre d’espèces marines.

Il existe un grand nombre de luciférases naturelles que l’on retrouve chez des espèces provenant de milieux très différents. On en trouve chez différentes familles d’insectes comme la luciole ( Photinus pyralis) ou chez une famille de scarabées, les élatérides (click beetle) ou encore de vers ( Phrixothrix hirtus). Les luciférases se retrouvent aussi dans différentes espèces marines ( Renilla reniformis, Gaussia princeps, Cypridina hilgendorfii...) et dans certaines bactéries ( Photobacterium phosphoreum ou Vibrio harveyi). On retrouve encore ce genre de mécanisme dans certains champignons (ex : Panellus stipticus) ou encore dans du phytoplancton (Haddock et al., Ann Rev Mar Soi. 2010;2:443-93; Wilson and Hastings, Annu Rev Cell Dev Biol. 1998;14:197-230).

La structure chimique de la luciférine varie d’une espèce à l’autre et peut être appelée coelentérazine. L’identification de la voie métabolique de synthèse de la coelentérazine ou de la luciférine est importante pour permettre de mettre en place des systèmes bioluminescents auxquels il n’est pas nécessaire d’apporter la luciférine pour obtenir l’effet bioluminescent.

Kotlobay et al (Proc Natl Acad Soi U S A. 2018 Dec 11;115(50) :12728- 12732) ont décrit des mécanismes de formation et recyclage de la luciférine chez les champignons et ont identifié trois enzymes, en plus de la luciférase (Luz). L’hispidine synthase (HispS) transforme l’acide caféique en hispidine, elle-même substrat de l’enzyme hispidine-3-hydroxylase (H3H) qui transforme l’hispidine en luciférine (3-hydroxyhispidine). Enfin, la caffeylpyruvate hydrolase (CPH) transforme l’oxyluciférine (acide caféil-pyruvique), obtenue après oxydation de la luciférine par la luciférase, en acide caféique. Les auteurs n’ont toutefois pas décrit que ce système puisse être utilisé dans des végétaux, en général et des chloroplastes en particulier.

Mitiouchkina et al (BioRxiv, 2019, doi.org/10.1101/809376) ont décrit que l’expression des gènes HispS, H3H, and Luz de Neonothopanus nambi dans des cellules de tabac (intégration dans le génome nucléaire) permettait de générer des plantes luminescentes. Les auteurs n’ont pas utilisé le gène NpgA.

L’enseignement de W02020005120A1 est similaire à celui des deux documents ci-dessus.

Krichevsky et al (PLoS ONE 5(11): e15461) décrivent des plantes auto luminescentes en utilisant l’opéron lux de Photobacterium leiognathi (luxCDABEG) pour transformer les chloroplastes. Les différents transgènes utilisés (gène de résistance aux antibiotiques spectinomycine et streptomycine (aadA) et opéron lux (luxCDABEG)) sont sous le contrôle du même promoteur de chloroplaste. Ainsi, 7 gènes ont été introduits sous forme d’opéron sous le contrôle d’un seul promoteur de chloroplaste. W02009017821 présente le même enseignement que le document précédent.

Les plantes bioluminescentes peuvent être utilisées dans le domaine de la décoration et de l’événementiel. Préférentiellement, de telles plantes doivent être capables de produire de la lumière de façon autonome, ou après fourniture d’un substrat peu onéreux. La quantité de lumière qui doit être produite devrait être suffisante afin que l’effet observé soit esthétique. Il est aussi préféré que ces plantes soient stériles afin d’éviter toute contamination dans l’environnement.

Afin de résoudre les questions ci-dessus, la Demanderesse a développé une plante dont au moins un chloroplaste d’une cellule contient les gènes codant pour les protéines hispidine-3-hydroxylase (H3H, GenBank : BBH43497.1) et luciférase (Luz, GenBank: BBH43509.1) sous le contrôle de promoteurs actifs dans le chloroplaste. Ainsi, le chloroplaste contient une cassette d’expression des protéines H3H et Luz dans les chloroplastes.

Dans un mode de réalisation particulier, plusieurs chloroplastes de la cellule contiennent la cassette d’expression. Dans un autre mode de réalisation, plusieurs cellules de la plante contiennent au moins un chloroplaste contenant la cassette d’expression. Dans un mode de réalisation particulier, toutes les cellules de la plante contiennent au moins un chloroplaste contenant la cassette d’expression. Dans ce mode de réalisation, au moins 50% des chloroplastes de la plante contiennent la cassette d’expression, c’est-à-dire que, si l’on prend une partie de la plante et que l’on investigue la présence de la cassette d’expression dans les chloroplastes de cette partie de plante, au moins 50% contiennent cette cassette. Ceci peut être vérifié aisément par toute méthode connue dans l’art telle que la PCR quantitative, méthode préférée.

Il est intéressant de transformer les chloroplastes (ou plastes) des plantes pour plusieurs raisons :

- ceux-ci sont présents en grande quantité dans chaque cellule, ce qui permet de multiplier la quantité de points de réactions enzymatiques produisant la bioluminescence

- les chloroplastes sont présents dans le cytoplasme de la cellule et ne sont pas transmissibles par le pollen, ce qui évite la contamination à d'autres plantes de même espèce

- il y a plusieurs copies du génome dans chaque chloroplaste, ce qui permet également de multiplier la quantité de points de réactions enzymatiques produisant la bioluminescence.

Transformation des chloroplastes

Bien que des méthodes de transformation des plastes soient connues dans l’art, la transformation des chloroplastes est, généralement, bien plus compliquée, longue et avec un taux de succès beaucoup plus faible que les transformations nucléaires. Ceci est d’autant plus vrai lorsque l’on veut intégrer des gènes de grande taille ou de multiples gènes.

On peut transformer les chloroplastes par biolistique. On bombarde les tissus (cellules) méristématiques. Avec des microbilles d’or enrobées d’ADN. Après divisions, le nombre de plastes transformés augmentera plus rapidement que les plastes non transformés (notamment lorsque l’on utilise un milieu de sélection), est les plastes non transformés vont se « perdre » par dilution.

Alternativement, on peut utiliser la méthode des PEGs (polyéthylène glycols). La déstabilisation des membranes plasmiques en présence de PEG permet l’entrée des transgènes dans les chloroplastes. Transgènes

L’invention se rapporte ainsi à une plante dont au moins un chloroplaste d’une cellule contient les gènes codant pour les protéines hispidine-3-hydroxylase (H3H) et luciférase (Luz) sous le contrôle de promoteurs actifs dans le chloroplaste.

L’invention se rapporte également à une cellule de plante dont au moins un chloroplaste d’une cellule contient les gènes codant pour les protéines hispidine-3- hydroxylase (H3H) et luciférase (Luz) sous le contrôle de promoteurs actifs dans le chloroplaste. Il est possible de régénérer une plante complète à partir de cette cellule.

La cellule ainsi décrite peut produire de la lumière par ajout d’hispidine dans le milieu de culture. Lorsque cette cellule est présente dans une plante, l’hispidine présente dans le milieu de culture atteint la cellule via la sève.

Dans le chloroplaste, l’hispidine est alors transformée en luciférine par l’enzyme H3H, puis la luciférine est oxydée en oxyluciférine par la luciférase Luz, en produisant de la lumière. Ce mode de réalisation permet d’obtenir la luminescence uniquement lorsque le substrat (hispidine) est apporté à la plante.

Dans un autre mode de réalisation, les chloroplastes des cellules de plantes contiennent, outre les gènes codant pour les enzymes H3H et Luz, un gène codant pour l’enzyme hispidine synthase HispS, sous le contrôle d’un promoteur actif dans les chloroplastes. Dans ce mode de réalisation, la luminescence sera initiée grâce à l’acide caféique naturellement présent dans la cellule végétale (cytoplasme) et dans le chloroplaste. Celui-ci est alors transformé en hispidine, qui donne ensuite la luciférine. Alternativement, on peut initier la luminescence en ajoutant de l’acide caféique dans le milieu de culture.

Dans ce mode de réalisation, la cellule peut ainsi produire la luminescence de façon autonome, c’est-à-dire qu’elle contienne l’ensemble des gènes permettant la synthèse de luciférine, ainsi que son recyclage.

Dans un autre mode de réalisation, on préfère toutefois qu’elle contienne l’ensemble des gènes permettant la synthèse de luciférine, ainsi que les gènes permettant le recyclage de l’acide caféil-pyruvique, produit de réaction de la luciférase sur la luciférine, afin d’éviter son accumulation et un risque de déficit en acide caféique.

Dans ce mode de réalisation, le chloroplaste contient les gènes codant pour les protéines caféyl-pyruvate hydrolase (CPH, GenBank: BBH43519.1), hispidine synthase (HispS, GenBank: BBH43485.1), sous le contrôle de promoteurs actifs dans les chloroplastes.

Dans un mode de réalisation particulier, la séquence de la luciférase est SEQ ID NO: 20 (avec ou sans l’étiquette poly_histidine, His-tag).

Dans un mode de réalisation particulier, la séquence de l’enzyme H3H est SEQ ID NO: 21 (avec ou sans l’étiquette poly_histidine, His-tag).

Dans un mode de réalisation particulier, la séquence de l’enzyme CPH est SEQ ID NO: 22 (avec ou sans l’étiquette poly_histidine, His-tag).

Dans un mode de réalisation particulier, la séquence de l’enzyme HispS est SEQ ID NO: 23 (avec ou sans l’étiquette poly_histidine, His-tag).

Dans un mode de réalisation, le chloroplaste contient également un gène codant pour une phosphopantetheinyl transferase (NpgA, NCBI Reference Sequence: XP_663744.1), également sous le contrôle d’un promoteur actif dans les plastes. Le gène codant pour NpgA peut être ajouté dans chaque mode de réalisation tel que décrit ci-dessus.

Dans un mode de réalisation particulier, la séquence de la NpgA est SEQ ID NO: 24 (avec ou sans l’étiquette poly_histidine, His-tag).

Dans un mode de réalisation particulier, la plante est telle que l’ensemble de ses cellules contient au moins un chloroplaste (et de préférence au moins 50% de ses chloroplastes) transformé par les gènes codant pour les protéines H3H, Luz, CPH, HispS et NpgA.

L’invention se rapporte également à une cellule de plante dont au moins 50% des chloroplastes sont transformés par les gènes codant pour les protéines H3H, Luz, CPH, HispS et NpgA.

Vecteurs

L’invention se rapporte également à un vecteur contenant

(a) une origine de réplication dans une bactérie ou une levure, préférentiellement une origine de réplication dans Escherichia coli ,

(b) une séquence d’acide nucléique codant pour la protéine Luz (en particulier SEQ ID NO: 1) sous le contrôle d’un promoteur fonctionnel dans les chloroplastes,

(c) une séquence d’acide nucléique codant pour la protéine H3H (en particulier SEQ ID NO: 2) sous le contrôle d’un promoteur fonctionnel dans les chloroplastes, (d) deux séquences nucléiques présentes dans un chloroplaste, de préférence trnl (SEQ ID NO: 6) et trnA (SEQ ID NO: 7), flanquant lesdites séquences d’acide nucléique (b) et (c), ces séquences (b) et (c) étant donc localisées entre ces deux séquences (d).

Dans un mode de réalisation particulier, le vecteur contient également

(e) une séquence d’acide nucléique codant pour une protéine Cph (en particulier SEQ ID NO: 3), localisée entre les séquences (d) avec les séquences (b) et (c).

Dans un mode de réalisation particulier, le vecteur contient également

(f) une séquence d’acide nucléique codant pour une protéine HispS (en particulier SEQ ID NO: 4), localisée entre les séquences (d) avec les séquences (b) et (c).

Dans un mode de réalisation particulier, le vecteur contient également

(g) une séquence d’acide nucléique codant pour une protéine NpgA (en particulier SEQ ID NO: 5), localisée entre les séquences (d) avec les séquences (b) et (c).

Dans un mode de réalisation préféré, le vecteur contient l’origine de réplication (a), ainsi que les séquences (b), (c), (e), (f) et (g) flanquées par les séquences (d).

Cellules hôtes

L’invention se rapporte également à une cellule hôte contenant un vecteur tel que décrit ci-dessus. Cette cellule est préférentiellement une cellule bactérienne, de façon préférée Escherichia coli transformée par le vecteur.

Optimisation des séquences codantes

Il est préférable que la séquence nucléique des gènes ait été optimisée pour expression dans les chloroplastes (adaptation des usages de codon des chloroplastes).

On peut se baser sur les informations données dans Nakamura et al (Plant J. 2007 Jan;49(1):128-34. 2006), Liu et al (J Genet. 2005 Apr;84(1):55-62) ou Zhang et al (Journal of Intégrative Plant Biology 2007, 49 (2): 246-254). En particulier on utilise les bases de données du Kazusa DNA Research Institute qui peuvent être trouvées sur leur site internet https://www.kazusa.or.jp/codon.

Les séquences SEQ ID NO: 1 à SEQ ID NO: 5 sont ainsi des séquences optimisées pour une expression dans les chloroplastes. On peut utiliser ces séquences, ou des séquences présentant au moins 90% d’identité, de préférence au moins 95% d’identité, de préférence au moins 98% d’identité, de façon plus préférée au moins 99% d’identité avec ces séquences et qui codent pour les protéines SEQ ID NO: 20 à SEQ ID NO: 24 respectivement.

De préférence, les gènes optimisés le sont pour obtenir un taux de GC compris entre 35% et 40%. On choisit aussi les codons préférentiellement exprimés dans les chloroplastes notamment en tenant compte des données de Liu et al.

Organisme

Le système utilisé est un système issu de champignons (fungus). En particulier, on préfère utiliser le système d’enzymes issu d’un champignon choisi parmi Neonothopanus nambi, Neonothopanus gardneri, ou Omphalotus olearius.

De préférence, on préfère lorsque l’ensemble des enzymes utilisées (HispS, H3H, Luz, et CPH) provient du même organisme, de préférence Neonothopanus nambi. L’utilisation de séquences provenant de Neonothopanus gardneri , qui sont très similaires à celles de Neonothopanus nambi, est également envisagée. On peut aussi utiliser à la fois certaines séquences provenant de Neonothopanus nambi et d’autres provenant de Neonothopanus gardneri.

Il est rappelé que le gène npgA (4'-phosphopantetheinyl transferase) provient d’Aspergillus nidulans.

Promoteurs et séquences codantes

Opéron

Dans un premier mode de réalisation, on exprime les différents gènes sous le contrôle d’un unique promoteur, sous la forme d’un opéron, ainsi qu’il est connu dans l’art, pour des gènes impliqués dans une même voie métabolique (cf Saxena et al., 2014 J Biosci. 2014 Mar;39(1):33-41 ; Kumar et al, 2012 Metab Eng. 2012 Jan;14(1):19-28).

Dans ce mode de réalisation, on peut utiliser un promoteur choisi parmi les promoteurs Patpl, Prrn, PrbcL ou PpsbA (en particulier ceux décrits par les séquences SEQ ID NO : 8 à SEQ ID NO: 12).

Ce mode de réalisation n’est toutefois pas préféré.

Promoteurs individuels Dans un autre mode de réalisation, chaque transgène introduit dans le chloroplaste de la plante est sous le contrôle de son propre promoteur (d’un promoteur qui lui est propre, étant entendu que l’on peut utiliser le même promoteur pour deux gènes, mais qu’il est préféré quant au moins deux transgènes sont sous le contrôle de deux promoteurs différents). Dans ce mode de réalisation, les transgènes ne sont donc pas exprimés au sein d’un opéron. Ce mode de réalisation est préféré. En effet, le fait d’attribuer, à chaque gène, un système de régulation (promoteurs et terminateurs) optimal qui lui est propre, permet d’augmenter les niveaux d’expression, par rapport à l’utilisation d’un système basé sur un opéron. Ce mode d’opération va ainsi à l’encontre des modes généralement observés dans l’art, résumés dans Boehm et Bock (Plant Physiol. 2019 Mar;179(3):794-802) qui se rapporte aux recherches récentes pour l’expression optimale de plusieurs protéines dans les chloroplastes. Ce document montre que, dès que l’on souhaite l’expression simultanée de deux protéines ou plus, on arrange les gènes sous forme d’opéron comme par exemple pour l’expression des : polyhydroxybutyrate (Bohmert-Tatarev et al., Plant Physiol. 2011 Apr;155(4):1690-708), des protéines d’insecte (De Cosa et al., Nat Biotechnol. 2001 Jan;19(1):71-4)7, ou de caroténoïdes (Hasunuma et al., Plant J. 2008 Sep;55(5):857-68), mais aussi pour l’expression de voies métaboliques entière telles que celles de : la vitamine E (Lu et al., Proc Natl Acad Soi U S A. 2013 Feb 19;110(8):E623-32), de l’acide artémisinique (Saxena et al., J Biosci. 2014 Mar;39(1):33-41, Fuentes ét al., eLife. 2016; 5: e13664), du mévalonate (Kumar et al., Metab Eng. 2012 Jan;14(1):19-28, Saxena et al., op. cit.) et de dhurrin (Gnanasekaran et al., J Exp Bot. 2016 Apr;67(8):2495-506).

Par ailleurs, Boehm et Bock (op. cit.) rappellent également les dernières avancées pour améliorer l’efficacité des opérons synthétiques ; par ajout d’éléments d’expression intercistroniques (IEE) (Zhou et al., Plant J. 2007 Dec; 52(5): 961-972), ou par stabilisation des ARN messagers avec des protéines qui se lient à ces derniers (les PRR), (Legen et al., Plant J. 2018 Apr;94(1):8-21). Plus récemment encore, ils rappellent que Fuentes et al. (op. cit.) ont montré que la complexité et le nombre de voies accessibles ont été étendus grâce à une astuce qui combine la transformation de chloroplaste à une transformation nucléaire (« combinatorial supertransformation of transplastomic récipient Unes (COSTREL) »). Ces auteurs ont ainsi transformé classiquement les chloroplastes de plant de Tabac avec la voie métabolique de l’acide artémisinique (sous forme d’opéron) et le noyau de ces plantes une fois transformées avec cinq gènes (CYB5, ADH1, ALDH1, DBR2, DXR). Avec cette approche, les auteurs ont amélioré de 77 fois la production de l’acide artémisinique.

Ainsi, l’art propose plutôt d’utiliser des opérons et de les optimiser (fabrication d’opérons synthétiques), lorsque l’on souhaite exprimer plusieurs gènes dans les chloroplastes, en particulier lorsque les gènes considérés doivent coopérer les uns avec les autres dans une voie métabolique donnée.

On peut notamment choisir les promoteurs Patpl, Prrn, PrbcL ou PpsbA.

De préférence, le gène H3h est sous le contrôle du promoteur PpsbA, en particulier la partie spécifiée dans SEQ ID NO: 9.

De préférence, le gène Luz est sous le contrôle du promoteur PpsbA, en particulier la partie spécifiée dans SEQ ID NO: 9.

De préférence, le gène Cph est sous le contrôle du promoteur PrbcL, en particulier la partie spécifiée SEQ ID NO: 10.

De préférence, le gène HispS est sous le contrôle du promoteur Prrn, en particulier la partie spécifiée dans SEQ ID NO: 11.

De préférence le gène npgA est sous le contrôle du promoteur Patpl, en particulier la partie spécifiée dans SEQ ID NO: 12.

Dans un mode de réalisation particulier, on optimise les séquences, et en particulier les promoteurs en choisissant des séquences 5’UTR particulières, afin d’optimiser l’expression des gènes dans les chloroplastes (De Costa et al. Genes Genet Syst. 2001 Dec;76(6):363-71) ; Drechsel et Bock Nucleic Acids Res. 2011 Mar;39(4): 1427-38) ; Shinozaki et Sugiura Gene. 1982 Nov 20(1) 91-102 et Nucleic Acids Res. 1982 Aug 25;10(16):4923-34; Kuroda and Maliga, Plant Physiol. 2001 Jan;125(1):430-6).

Les séquences SEQ ID NO: 9 à SEQ ID NO: 12 représentent de tels promoteurs optimisés avec des 5’UTR ajoutés pour améliorer l’expression.

Ainsi, de préférence, le gène H3h est sous le contrôle du promoteur optimisé décrit par SEQ ID NO: 9.

De préférence, le gène Luz est sous le contrôle du promoteur PpsbA optimisé décrit par SEQ ID NO: 9.

De préférence, le gène Cph est sous le contrôle du promoteur PrbcL optimisé décrit par SEQ ID NO: 10. De préférence, le gène HispS est sous le contrôle du promoteur Prrn optimisé décrit par SEQ ID NO: 11.

De préférence le gène npgA est sous le contrôle du promoteur Patpl optimisé décrit par SEQ ID NO: 12.

On utilise également des terminateurs positionnés en 3’ des séquences nucléiques codantes. On peut utiliser les terminateurs représentés par les séquences SEQ ID NO: 13 à SEQ ID NO: 18.

Dans un mode de réalisation préféré, on utilise un construit (5’-3’) SEQ ID NO:

9- SEQ ID NO: 1- SEQ ID NO:14 pour exprimer Luz.

Dans un mode de réalisation préféré, on utilise un construit (5’-3’) SEQ ID NO:

9- SEQ ID NO: 2- SEQ ID NO:15 pour exprimer H3H.

Dans un mode de réalisation préféré, on utilise un construit (5’-3’) SEQ ID NO:

10- SEQ ID NO: 3- SEQ ID NO:16 pour exprimer Cph.

Dans un mode de réalisation préféré, on utilise un construit (5’-3’) SEQ ID NO:

11- SEQ ID NO: 4- SEQ ID NO:14 pour exprimer HispS.

Dans un mode de réalisation préféré, on utilise un construit (5’-3’) SEQ ID NO:

12- SEQ ID NO: 5- SEQ ID NO:18 pour exprimer NpgA.

Dans un mode de réalisation préféré, on utilise un construit (5’-3’) SEQ ID NO: 8- SEQ ID NO: 19- SEQ ID NO:17 pour exprimer le gène de sélection aadA. Intégration de la cassette d’expression au sein des chloroplastes Ainsi que vu plus haut, dans un mode de réalisation particulier, l’ensemble des gènes présents dans les chloroplastes forme une cassette d’expression, c’est-à- dire que ces gènes sont présents les uns à la suite des autres sur un fragment d’ADN. Ainsi, on transforme les chloroplastes avec cette cassette d’expression, afin d’obtenir l’expression des gènes codées dans cette cassette d’expression.

Il est préféré lorsque les gènes sont intégrés dans le génome des chloroplastes. En particulier, on utilise la recombinaison homologue pour introduire les gènes à une localisation sélectionnée dans le génome du chloroplaste.

De nombreux sites d’insertions sont possibles, dans le génome du chloroplaste. On choisit préférentiellement d’intégrer la cassette d’expression dans une région non codante du génome du chloroplaste. On peut ainsi utiliser des séquences inter-géniques comprises entre deux séquences codant pour les ARN de transfert du chloroplaste. En particulier, on choisit les sites trnl (SEQ ID NO: 6) et trnA (SEQ ID NO: 7), codant pour les ARN de transfert de l’isoleucine et l’alanine. On peut ainsi utiliser les séquences SEQ ID NO: 6 ou SEQ ID NO: 7, ou des séquences contenant ces séquences. On peut aussi utiliser des séquences incluses dans SEQ ID NO: 6 ou SEQ ID NO: 7. Toutefois, dans ce cas, on préfère utiliser des séquences présentant au moins 1000 bases, de préférence au moins 1300 bases, de préférences au moins 1500 bases, de préférence au moins 1700 bases de SEQ ID NO: 6 ou SEQ ID NO: 7. De fait, afin d’augmenter les chances de recombinaison homologue, il est préférable d’utiliser des séquences les plus longues possibles.

Les séquences SEQ ID NO: 6 et SEQ ID NO: 7 sont issues du tabac (Nicotiana benthamiana). Elles sont donc particulièrement adaptées pour une intégration par recombinaison homologue dans les chloroplastes du tabac. Elles peuvent toutefois être utilisées pour d’autres plantes, en raison de la grande homologie existant entre ces séquences et les séquences trnl et trnA de chloroplastes d’autres plantes. Ainsi, on peut utiliser des séquences présentant au moins 99% d’identité, de façon plus préférée au moins 99.45% d’identité, de façon plus préférée au moins 99.5% d’identité, de façon plus préférée au moins 99.7% d’identité avec SEQ ID NO: 6 ou SEQ ID NO: 7.

Comparaison de séquences / détermination du pourcentage d’identité

Afin d’évaluer l’identité entre deux séquences nucléiques, on utilise le logiciel Blastn ( nucléotide blast) développé à partir de Altschul et al, (1997), Nucleic Acids Res. 25:3389-3402; Altschul et al, (2005) FEBS J. 272:5101-5109, disponible sur le site du NCBI (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) en utilisant les paramètres suivants, indiqués en anglais :

Max target sequences: 100

Select the maximum number of aligned sequences to display

Short queries: Automatically adjust parameters for short input sequences

Expect threshold: 10

Word size: 28

Max matches in a query range: 0 Scoring Parameters Match/M ismatch Scores: 1,-2 Gap Costs: Linear Filters and Masking Filter : Low complexity régions filter : on

Mask : Mask for lookup table only : on

Afin d’évaluer l’identité entre deux séquences protéiques, on utilise le logiciel Blastp ( protein blast) développé à partir de Altschul et al, (1997), Nucleic Acids Res. 25:3389-3402; Altschul et al, (2005) FEBS J. 272:5101-5109, disponible sur le site du NCBI (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) en utilisant les paramètres suivants, indiqués en anglais :

Expected threshold : 10

Word size : 3

Max matches in a query range: 0

Matrix: BLOSUM62

Gap Costs: Existence 11, Extension 1.

Compositional adjustments: Conditional compositional score matrix adjustment

No filter for low complexity régions

Plante

La plante selon l’invention est préférentiellement une plante ornementale. Elle est préférentiellement choisie dans le groupe constitué de Hedera hélix, Pétunia axillaris subsp. axillaris, Nicotiana benthamiana, Ficus benjamina, ficus elastica, Ficus microcarpa, Chlorophytum comosum, Monstera deliciosa, Sansevieria socotrana, Pélargonium x hortorum, Spathiphyllum wallisii, Dracaena draco, Dracaena angustifolia, Yucca aloifolia, Beaucarnea recurvata, Syngonium podophyllum, Fittonia verschaffeltii, Aloe vera, Aloe Aloe jucunda, Aloe juvenna, Dieffenbachia. Livistona speciosa, Orchidaceae. En particulier, la plante est Nicotiana benthamiana. Dans un autre mode de réalisation, la plante est le pétunia (Pétunia axillaris subsp. Axillaris). Dans un autre mode de réalisation, la plante est le lierre ( Hedera hélix).

Méthode de production

L’invention se rapporte également à une méthode de production d’une plante telle que décrite ci-dessus, comprenant une étape d’insertion des transgènes tels que décrits plus haut dans le génome de chloroplastes de cellules de plantes. La méthode comprend aussi préférentiellement l’étape de régénération d’une plante par culture de cals.

Dans un premier mode de réalisation, la méthode comprend l’insertion des transgènes codant pour les enzymes H3H et Luz dans le génome de chloroplastes de cellules de plantes.

Dans un autre mode de réalisation, la méthode comprend l’insertion des transgènes codant pour les enzymes Cph, H3H et Luz dans le génome de chloroplastes de cellules de plantes.

Dans un autre mode de réalisation, la méthode comprend l’insertion des transgènes codant pour les enzymes Cph, HispS, H3H et Luz dans le génome de chloroplastes de cellules de plantes.

Dans un autre mode de réalisation, la méthode comprend l’insertion des transgènes codant pour les enzymes Cph, HispS, H3H et Luz dans le génome de chloroplastes de cellules de plantes, ainsi qu’un transgène codant pour NpgA.

Dans un mode de réalisation, l’intégration des transgènes est effectuée par bombardement de feuilles de plantes avec un plasmide à l’aide d’un canon à particules. Pour ce faire, on prépare la cassette d’expression (fragment d’ADN portant les transgènes que l’on souhaite intégrer dans le génome du chloroplaste), et on recouvre des microbilles de métal (préférentiellement en or, mais pouvant également être en tungstène) qui sont ensuite projetées sur les cellules végétales.

Dans un autre mode de réalisation, les cellules végétales sont mise en contact avec du polyéthylène glycol (PEG), qui déstabilise les membranes plasmiques et permet l’entrée des fragments d’ADN portant les transgènes à intégrer dans le génome du plaste.

On préfère lorsque l’intégration des transgènes dans le génome des chloroplastes est effectuée par recombinaison homologue. Ainsi, les transgènes sont flanqués de séquences homologues à des séquences du chromosome du chloroplaste. L’intégration des transgènes est donc effectuée par la machinerie de l’organite par recombinaison homologue au site

Dans l’un et l’autre cas, on cultive les cellules transformées dans les conditions permettant d’obtenir des cals, que l’on cultive, puis à partir desquels on régénère une plante par des méthodes connues dans l’art.

Dans un mode de réalisation préféré, la culture des cals est effectuée sur un milieu sélectif. Un milieu sélectif est un milieu contenant un élément sélectif (souvent un antibiotique ou un herbicide) sur lequel ne peuvent pousser que les cellules contenant un gène de résistance à l’élément sélectif, alors que les cellules ne contenant pas ce gène ne peuvent pousser ou poussent de façon ralentie.

Parmi les éléments sélectifs, on peut citer les antibiotiques neomycine/kanamycine et nptll (aminoglycoside 3'-phosphotransférase), betain et badh (betain aldéhyde deshydrogenase), hygromycine B et hph (hygromycine B phosphotransférase), spectinomycine / streptomycine et aadA (aminoglycoside 3'- adenyltransferase), chloramphenicol et cat (chloramphénicol acétyltransférase), amikacin et aphA6 (3'-aminoglycoside phosphotransférase), blasticidine S et bsr (blasticidine S deaminase), sulfonamides et sull (dihydropteorate synthase DHPS), gentamycine et aacC1 (gentamycine acetyltransferase) ou les herbicides bialophos / phosphinotricine / glufosinate et pat (phosphinotricine acteyltransferase), glyphosate et gox (glyphosate oxydoreductase) ou epsp (5 eonylpyruvyl shikimate- 3-phosphate synthase), bromoxynil et bxn (bromosynile nitrilase), sulfonylureas / imidazolines / triazolopyrimidines / pyrimidylbenzoates et als (acetolactate synthase).

On utilise en particulier le gène aadA (aminoglycoside 3'-adenyltransferase) qui confère la résistance à la spectinomycine, dont une séquence codante est représentée par SEQ ID NO: 19.

Le gène de résistance est introduit dans la cassette d’expression contenant les transgènes d’intérêt, sous le contrôle d’un promoteur actif dans les chloroplastes. On peut également mettre en œuvre un système dans lequel le gène de résistance peut être excisé après transformation, notamment en suivant l’enseignement de Scutt et al (Biochimie 84 (2002) 1119-1126) ou Lantham et al (Nature Biotechnology, 2000, (18), 1172-76).

L’invention se rapporte également à un système lumineux comprenant une plante émettant de la bioluminescence telle que décrite ci-dessus, c’est-à-dire dont au moins une cellule contient au moins un chloroplaste contenant les gènes cités ci-dessus, et qui émet de la bioluminescence par oxydation de la luciférine par l’enzyme Luz.

De préférence, le système contient une plante dont au moins 50% des chloroplastes contient le système enzymatique mentionné ci-dessus.

L’invention se rapporte également à un procédé de production de lumière, comprenant l’étape d’ajout d’hispidine dans le milieu de culture d’une plante telle que décrite ci-dessus, et dont au moins un chloroplaste contient au moins les gènes codant pour les enzymes H3H et Luz (de préférence intégrés dans son génome).

L’invention se rapporte également à un procédé de production de lumière (par une plante), comprenant l’étape d’ajout d’acide caféique dans le milieu de culture d’une plante telle que décrite ci-dessus, et dont au moins un chloroplaste contient au moins les gènes codant pour les enzymes HispS, H3H et Luz (de préférence intégrés dans son génome).

L’invention se rapporte également à un procédé de production de lumière (par une plante), comprenant l’étape d’ajout d’acide caféique dans le milieu de culture d’une plante telle que décrite ci-dessus, et dont au moins un chloroplaste contient les gènes codant pour les enzymes HispS, H3H, Luz, Cph (de préférence intégrés dans son génome).

Préférentiellement le chloroplaste contient également et le gène codant pour NpgA, dans les procédés ci-dessus.

EXEMPLES

Les exemples ci-dessous et figures décrivent un mode de réalisation particulier de l’invention.

Exemple 1. Préparation du plasmide contenant les gènes H3H et Luz et les séquences permettant l’intégration de ces gènes dans le génome du chloroplaste ainsi que leur expression

Les séquences des gènes H3H et Luz ont été adaptées avec des codons d’usage des chloroplastes puis synthétisées (SEQ ID NO: 2 et SEQ ID NO: 1). Les promoteurs ont été choisis parmi l’ensemble des promoteurs présents dans le génome du chloroplaste et modifiés dans leur séquence 5’UTR de sorte de maximiser l’expression des gènes sous leurs contrôles. Ces promoteurs modifiés ont alors été synthétisés. Les terminateurs ont été choisis parmi l’ensemble des terminateurs présents dans le génome du chloroplaste et certains ont été optimisés pour être les plus courts possibles tout en gardant leurs fonctions. Ils ont aussi été synthétisés. Les séquences trnl et trnA (SEQ ID NO: 6 et SEQ ID NO: 7) ont été choisies pour permettre l’intégration des gènes H3H et Luz dans le génome du chloroplaste. Elles ont été amplifiées par PCR (Polymerase Chain Reaction) à partir d’ADN chloroplastique de Nicotiana benthamiana. Le gène de résistance à la spectinomycine / streptomycine nommé aadA a été amplifié par PCR à partir d’un plasmide le contenant (SEQ ID NO: 19). Pour élaborer le vecteur plasmidique contenant l’ensemble de ces séquences, le plasmide pUC19 a été utilisé. Les promoteurs, gènes et terminateurs ont été amplifiés par PCR et chaque partie du trio ont été liguées entre elles : promoteur, gène et terminateur avec la méthode ln-fusion de chez Takara. 50 ng ou 100ng d’ADN ont été mis à incuber à 50°C pendant 1h avec les enzymes de ligation du kit ln-fusion. Les produits de ligation ont alors été amplifiés par PCR.

Les trois gènes (aadA, H3H, et Luz) ainsi fusionnés avec leurs promoteurs et terminateurs respectifs, et les séquences trnl et trnA ont alors été clonés dans le plasmide pUC19 linéarisé par PCR, en suivant le protocole de NEBuilder.

Le NEBuilder se base sur la stratégie de clonage par la méthode de « Gibson assembly. » Les primers ont été dessinés de sorte que les fragments présentent un chevauchement de séquence de 25pb entre eux et avec la séquence du site d’insertion du plasmide pUC19.

Gibson Reaction and Bacterial Transformation

1. 40 à 75 ng d’ADN de chaque produit de PCR sont utilisés avec du tampon NEBuilder® HiFi DNA assembly 2X et incubés 1h à 50°C. 2. Les bactéries compétentes NEB 10-alpha sont transformées avec les produits de ligation par choc thermique, incubées 1h à 37°C puis étalées sur boite LB agar avec antibiotique et mises à incuber sur la nuit à 37°C. 3. L’ADN plasmidique d’une quinzaine de clones est extrait et analysé par séquençage. 4. Les clones positifs sont alors amplifiés dans un plus grand volume de LB + antibiotique (100ml) et leur ADN plasmidique est extrait et analysé par séquençage.

Transformation des plants de Tabac avec les plasmides obtenus

Recouvrir les billes d’or avec l’ADN plasmidique

Matériel nécessaire : 1. Ethanol 100%. 2. Billes d’or stériles (Biorad). 3. CaCI2 2.5M. 4. 0.1 M de spermidine. 5. Milieu de croissance des plantes in vitro : MS avec vitamines supplémenté de sucrose à 3%. 6. Hormones 6-benzyl aminopurine (BAP), indole-3-acetic acid (IAA), indole3-butyric acid (IBA), à la concentration de 1 mg/mL. 7. Spectinomycine à 500 mg/L.

Les billes d’or sont préparées en suivant le protocole de Biorad fourni avec les billes.

L’ADN plasmidique est alors précipité sur les billes d’or (pour 5 échantillons) : 1. Vortexer 50 pL de billes d’or pendant 1 minute. 2. Ajouter 10 pL d’ADN plasmidique (à 1 pg/pL) et vortexer le mélange. 3. Ajouter 50mI de Cacl2 2,5 M et vortexer le mélange. 4. Ajouter 20 mI_ de spermidine à 0,1 M et vortexer le mélange. Les billes sont ensuite lavées avec de l’éthanol à 100% puis resuspendues dans 40mI d’éthanol 100%

Bombardement des feuilles de Nicotiana benthamiana avec les billes d’or

Préparation de la chambre à bombardement : 1. Laver la chambre et les grilles à l’éthanol 70%. 2. Placer les billes d’or recouvertes avec l’ADN plasmidique sur la grille prévue à cet effet. 3. Placer la feuille intacte sur papier filtre Whatman No. 1 placée lui-même sur milieu sans antibiotiques. Placer l’échantillon et fermer la chambre de bombardement. 4. Allumer la pompe pour atteindre la pression attendue et presser le bouton pour tirer. 5. Arrêter la pompe pour enlever la pression et ouvrir la chambre. 6. Incuber les échantillons bombardés sur boite pendant 2 jours dans le noir. Le troisième jour, couper les expiants de 3-5mm de côté et les placer sur milieu de sélection (MS supplémenté de sucrose 3% et d’hormones : 1 mg/L BAP, et 0.1 mg/IAA, avec 500 mg/L de spectinomycine. 3. Les tiges transgéniques apparaissent après 3 à 5 semaines de transformation. Couper les feuilles des tiges transgéniques apparues en petits carrés de 2 mm de côté et les placer dans un nouveau milieu de sélection, pour atteindre l’homoplasmie. Régénérer des plantes selon les méthodes connues.

On peut vérifier que les cellules des plantes produisent de la lumière lorsqu’elles sont cultivées sur un milieu contenant de l’hispidine.

Exemple 2. Préparation du plasmide contenant les gènes H3H, Luz, CPH, HispS, NpgA et les séquences permettant l’intégration de ces gènes dans le génome du chloroplaste ainsi que leur expression

Les séquences des gènes Luz, H3H, CPH, HispS, NpgA ont été adaptées avec des codons d’usage des chloroplastes puis synthétisées (SEQ ID NO: 1 à SEQ ID NO: 5 respectivement). Les promoteurs choisis sont SEQ ID NO: 9 à SEQ ID NO: 12 respectivement et les terminateurs SEQ ID NO: 14 (Luz et HispS), SEQ ID NO :15 (H3H), SEQ ID NO: 16 (CPH) et SEQ ID NO: 18 (NpgA).

Les séquences trnl et trnA (SEQ ID NO: 6 et SEQ ID NO: 7) ont été choisies pour permettre l’intégration des gènes H3H et Luz dans le génome du chloroplaste. Elles ont été amplifiées par PCR (Polymerase Chain Reaction) à partir d’ADN chloroplastique de Nicotiana benthamiana. Le gène de résistance à la spectinomycine / streptomycine nommé aadA a été amplifié par PCR à partir d’un plasmide le contenant (SEQ ID NO: 19).

Une cassette d’expression a été préparée ainsi que décrit plus haut et intégrée dans un plasmide.

La transformation de chloroplastes a été réalisée par biolistique sur des feuilles de tabac, ainsi que décrit plus haut.

Les échantillons ont été récupérés, cultivés (plusieurs fois pour atteindre l’homoplasmie) sur milieu contenant de la spectinomycine.

On peut ainsi vérifier que les cellules produisent de la lumière sans ajout de composé externe.

Exemple 3 Obtention de chloroplastes bioluminescents (de cellules végétales contenant des chloroplastes bioluminescents

Les chloroplastes de feuilles de Nicotiana benthamiana issues de pousses ont été visualisés 15 semaines après transformation par bombardement.

Pour cela, plusieurs transformations indépendantes ont été réalisées sur différentes pousses de Nicotiana benthamiana. Sur deux de celles-ci, des morceaux de feuille ont été prélevés, qui ont été montés entre lame et lamelle dans une goutte d’eau miliQ stérile. Dès le montage obtenu, les échantillons ont été immédiatement visualisés par microscopie.

L’imagerie a été performée avec un microscope Nikon Eclipse Ti avec un objectif à immersion 100x 1.49 NA. Le laser à 405 nm (cw, Oxxius) a été utilisé pour visualiser les chloroplastes (10 W/cm ² ). L’émission des échantillons a été spectralement filtrée à l’aide d’un miroir dichroïque (Di01-R488-25x36, Semrock) et ensuite imagée sur une caméra EM-CCD de Hamamatsu (ImagEM). Pour détecter la bioluminescence, le laser à 405 nm a été bloqué avec un obturateur mécanique. Une lentille additionnelle a été utilisée pour obtenir un grossissement final de 150X correspondant à une taille de pixel de 106.67 nm. Le temps d’acquisition était de 1s.

Les résultats obtenus montrent que les chloroplastes présentent une bioluminescence liée au construit.

En tenant compte du volume d’un chloroplaste (mesures faite avec le logiciel ImageJ) qui est d’en moyenne 20mM ² et qu’un pixel a une surface de 0.01 mM ² , on peut évaluer l’émission globale d’un chloroplaste. On trouve ainsi que le nombre de photons par seconde par chloroplaste est compris entre 1600 et 3200.