Gebiet der Erfindung

Die Erfindung betrifft die Verwendung einer Verbindung oder einer die Verbindung enthaltenden Zusammensetzung als

Glutaminylcyclase (QC) -Inhibitor sowie Herstellungsverfahren.

Stand der Technik

Die Glutaminylcyclasen (QCs) (EC 2.3.2.5) gehören zur Klasse der Acyltransferasen (EC 2.3.2). QC katalysiert die

intramolekulare Zyklisierung N-terminaler L-Glutaminreste von Peptiden und Proteinen zu Pyroglutaminsäure (pGlu) unter

Freisetzung von Ammoniak und die intramolekulare Zyklisierung von N-terminalem Glutamat zu Pyroglutaminsäure unter

Freisetzung von Wasser. QC ist an einer Vielzahl von

physiologischen Prozessen beteiligt und es konnte gezeigt werden, dass QC pathophysiologisch bei verschiedenen

Krankheiten involviert ist. Entsprechend stellt QC ein

pharmakologisch interessantes Target dar, da die Hemmung von QC als vielversprechende Möglichkeit zur Behandlung dieser QC- assoziierten Erkrankungen/Zustände angesehen wird.

Es sind bereits verschiedene QC-Inhibitoren bekannt.

Beispielsweise wurden Thioharnstoff-Derivate und Imidazol- Propyl-Thioamide von Buchholz et al. (J Med Chem (52), 7069- 7080; 2006) als effektive QC-Inhibitoren identifiziert.

Weitere QC-Inhibitoren sind beispielsweise in WO 2010/026212, WO 2011/029920; WO 2011/101433; WO 2011/107530; und WO 2011/110613 beschrieben. QC-Inhibitoren aus natürlichen

Quellen sind bisher nicht bekannt.

Sulfolipide sind als biologisch aktive Naturstoffe bekannt. Die bisher für Sulfolipide beschriebenen Bioaktivitäten umfassen: immunosuppressive Wirkungen, antivirale Wirkungen (z.B. gegen HIV), antineoplastische Wirkungen, eine

inhibierende Wirkung der enzymatischen Aktivitäten der DNA- Polymerasen pol α und pol ß, der α-Glucosidase und der

Caspase, anti-inflammatorische Aktivitäten (z.B. eine Wirkung bei entzündlichen Hauterkrankungen oder Erkrankungen wie insbesondere Psoriasis) und anti-proliferative Wirkungen auf verschiedene humane Krebszelllinien, eine prophylaktische Wirkung gegen eine Mykobakterium tuberculosum-Infektion, und eine antiprotozale Aktivität.

Ein häufiges Problem von Inhibitoren sind ihre Nebenwirkungen, wie beispielsweise Zytotoxizität. Auch das zunehmende

Auftreten von Unverträglichkeiten gegenüber bestimmten

Wirkstoffen oder Molekülbestandteilen stellt ein großes

Problem dar. Entsprechend besteht ein großes Bedürfnis für Inhibitoren ohne zytotoxische Wirkung.

Aufgabe der vorliegenden Erfindung war die Bereitstellung neuer QC-Inhibitoren, die aus natürlichen Quellen stammen, keine zytotoxischen Wirkungen besitzen und in der Regel gut verträglich sind.

Beschreibung der Erfindung

Die Erfindung betrifft die Verwendung einer Verbindung oder einer die Verbindung enthaltenden Zusammensetzung als

Glutaminylcyclase (QC ) -Inhibitor sowie Herstellungsverfahren. Hierzu stellt die vorliegende Erfindung eine Verbindung der Formel ( I ) :

oder ein Salz derselben, zur Verwendung als Glutaminylcyclase (QC) -Inhibitor bereit, wobei

R ¹ ein Wasserstoffatom, -C (=0) Ci-C ₂ 6alkyl oder -C(=0)C ₂ - C ₂ 6alkenyl ist; und

R ² ein Wasserstoffatom, -C (=0) Ci-Czealkyl oder -C(=0)C ₂ - C26alkenyl ist.

Der Ausdruck "Ci-C ₂ 6alkyl " , wie er hierin verwendet wird, steht für eine Alkylgruppe und bezeichnet eine gesättigte,

geradkettige oder verzweigte, optional substituierte,

Kohlenwasserstoffgruppe, die 1 bis 26 Kohlenstoffatome

aufweist. Repräsentative "Ci-C26alkyl " Reste sind, z.B. die Methyl-, Ethyl-, Propyl-, Butyl-, Pentyl- (oder Valeryl-) , Hexyl- (oder Capron-) , Heptyl- (oder Önanthyl-) , Octyl- (oder Capryl-) , Nonyl- (oder Pelargonyl-) , Decyl- (oder Caprin-), Undecyl-; Dodecyl- (oder Lauryl-) , Tridecyl-, Tetradecyl- (oder Myristyl-) , Pentadecyl-, Hexadecyl- (oder Cetyl-) , Heptadecyl-, Octadecyl- (oder Stearyl-) ; Nonadecyl-, Eicosyl-, Heneicosyl-, Doeicosyl-, Tricosyl-, Tetracosyl-, Pentacosyl-, Hexacosyl-, Isopropyl-, sec-Butyl-, Isobutyl-, tert-Butyl-, Isopentyl-, 2- Methylbutyl- und die 2- Methylhexyl-Gruppe .

Der Ausdruck "-C2-C ₂₆ alkenyl" , wie er hierin verwendet wird, steht für eine Alkenylgruppe und bezeichnet eine zumindest teilweise ungesättigte, geradkettige oder verzweigte, optional substituierte Kohlenwasserstoffgruppe , die 2 bis 26

Kohlenstoffatome aufweist. Repräsentative "-C2-C2 ₆ alkenyl" Reste sind, z.B. die Vinyl-, Allyl-, 1-Butenyl, 2-Butenyl-, - Isobutylenyl-, 1-Pentenyl-, 2-Pentenyl-, 3-Methyl-l-butenyl-, 2-Methyl-2-butenyl-, 2 , 3-Dimethyl-2-butenyl-ethenyl-, Hex-2- enyl-, 9-Hexadecenyl- (oder Palmitoleyl- ) , 9-0ctadecenyl- (Oleyl-) , ll-Octadecenyl--, 9 , 12-Octadecadienyl (oder

Linoleyl-), 6, 9 , 12-Octadecatrienyl- (oder Linolenyl-),

5, 8 , 11, 14 -Eicosatetraenyl oder 5 , 8 , 11 , 14 , 17-Eicosapentaenyl . Die Alkenylgruppen enthalten eine oder mehrere

Doppelbindung (en) , vorzugsweise 1, 2, 3, 4 oder 5

Doppelbindung (en) .

Der Ausdruck "optional substituiert", wie er hierin verwendet wird, bezeichnet Gruppen, in denen ein oder mehrere Wasser- stoffatom(e) durch ein oder mehrere Fluor-, Chlor-, Brom- oder Jodatom(e), OH, =0, SH, =S, NH ₂ , =NH, N0 ₂ , -C(0)R', -0C(0)R', - C(0)0R', -C(0)NH2, -C(0)NHR*, -C ( 0 ) N ( R')2, -NHC(0)R', -S(0) ₂ R', -S(0)R', -N3, -NH(R'), -N(R')2 oder -CN ersetzt ist/sind, vorzugsweise durch ein oder mehrere Fluor-, oder Chloratom ( e ) , OH, C(0)R', -0C(0)R', oder -C(0)0R', stärker bevorzugt durch ein oder mehrere Fluor-, oder Chloratom (e) , oder OH, wobei R' jeweils unabhängig ausgewählt ist aus unsubstituiertem Ci- C ₃ alkyl.

Die Verbindung der Formel (I) kann in Abhängigkeit von ihrer Struktur in stereoisomeren Formen (Enantiomere, Diastereomere) existieren. Die Erfindung umfasst deshalb die Enantiomeren oder Diastereomeren sowie Mischungen derselben. Aus solchen Mischungen von Enantiomeren und/oder Diastereomeren lassen sich die stereoisomer einheitlichen Bestandteile in bekannter Weise, z.B. mittels Säulenchromatographie, isolieren.

Sofern die Verbindung der Formel (I) in tautomerer Form vorkommen kann, umfasst die vorliegende Erfindung sämtl tautomere Formen.

Als Salze sind im Rahmen der vorliegenden Erfindung

physiologisch unbedenkliche Salze der Verbindung der Formel (I) bevorzugt. Umfasst sind aber auch Salze, die für

physiologische Anwendungen selbst nicht geeignet sind, jedoch beispielsweise als Forschungswerkzeug, in kosmetischen

Anwendungen, oder für die Isolierung oder Reinigung der

Verbindung oder anderer Moleküle verwendet werden können.

Physiologisch unbedenkliche Salze der Verbindung der Formel (I) können Säureadditionssalze von Mineralsäuren, Carbonsäuren und Sulfonsäuren, z.B. Salze der Chlorwasserstoffsäure,

Bromwasserstoffsäure, Schwefelsäure, Phosphorsäure,

Methansulfonsäure, Ethansulfonsäure, Toluolsulfonsäure,

Benzolsulfonsäure, Naphthalindisulfonsäure, Essigsäure,

Trifluoressigsäure, Propionsäure, Milchsäure, Weinsäure, Äpfelsäure, Zitronensäure, Fumarsäure, Maleinsäure und

Benzoesäure sein. Ferner können physiologisch unbedenkliche Salze der Verbindung der Formel (I) auch Salze üblicher Basen umfassen, wie zum Beispiel Alkalimetallsalze (z.B. Natrium- und Kaliumsalze); Erdalkalisalze (z.B. Calcium- und

Magnesiumsalze); und Ammoniumsalze, abgeleitet von Ammoniak oder organischen Aminen mit 1 bis 16 C-Atomen, wie

beispielsweise Ethylamin, Diethylamin, Triethylamin, Ethyldiisopropylamin, Monoethanolamin, Diethanolamin,

Triethanolamin, Dicyclohexylamin, Dimethylaminoethanol , Prokain, Dibenzylamin, N- ethylmorpholin, Arginin, Lysin, Ethylendiamin und N- ethylpiperidin .

Bevorzugt ist eine Verbindung der Formel (I) oder ein Salz derselben, zur Verwendung als QC-Inhibitor, wobei

R ¹ ein Wasserstoffatom, -C (=0) Ci3-C ₂ oalkyl oder -C(=0)Ci3- C2ialkenyl ist; und

R ² ein Wasserstoffatom, -C ( =0) Ci3-C ₂ ialkyl oder -C(=0)Ci ₃ - C2ialkenyl ist.

Weiterhin bevorzugt ist eine Verbindung der Formel (I) oder ein Salz derselben, zur Verwendung als QC-Inhibitor, wobei

R ¹ ein Wasserstoffatom, eine Palmitoyl-, Palmitoleoyl-, Oleoyl-, Linoleoyl-, Linolenoyl-, Eicosatetraenoyl- oder eine Eicosapentaenoylgruppe ist; und

R ² ein Wasserstoffatom, eine Palmitoyl-, Palmitoleoyl-, Oleoyl-, Linoleoyl-, Linolenoyl-, Eicosatetraenoyl- oder eine Eicosapentaenoylgruppe ist.

Erfindungsgemäß bevorzugt kann die Verbindung der Formel (I) oder ein Salz derselben, zur Verwendung als QC-Inhibitor ausgewählt sein aus der Gruppe: l,2-di-0- palmitoyl -3-0- (β'- deoxy-6 ' -sulfo-D-glycopyranosyl, l-0-palmitoyl-2-0-linolenyl- 3-0- ( 6 ' -deoxy-6 ' -sulfo-D-glycopyranosyl, l-O-linolyl-2-0- palmitoyl-3-0- ( 6 ^' -deoxy-6 ' -sulfo-D-glycopyranosyl , 1-0- palmitoyl-3-0 ( 6 ' -sulpho- -quinovopyranosyl ) -glycerol und 1-0- ( 6-Deoxy-6-sulphoglucopyranosyl) -glycerol . Erfindungsgemäß ist auch die Verwendung der Verbindung gemäß der Formel (I) oder einem Salz derselben, als QC-Inhibitor , wobei R ¹ ein Wasserstoffatom, —C (=0) Ci-C26 lkyl ; oder —C(=0)C2- C26alkenyl ist; und R ² ein Wasserstoffatom, —C (=0) Ci-C26alkyl; oder —C (=0) C2~C ₂₆ alkenyl ist. Dabei kann bevorzugt eine

Verbindung der Formel (I) oder ein Salz derselben, wobei R ¹ ein Wasserstoffatom, —C (=0) Ci3-C ₂ oalkyl, oder —C(=0)Ci3- C2ialkenyl; insbesondere ein Wasserstoffatom, eine Palmitoyl-, Palmitoleoyl-, Oleoyl-, Linoleoyl-, Linolenoyl-,

Eicosatetraenoyl- , oder eine Eicosapentaenoylgruppe ist; und R ² ein Wasserstoffatom, -C (=0) Ci3-C2oalkyl, oder -C(=0)Ci3- C2ialkenyl; insbesondere ein Wasserstoffatom, eine Palmitoyl-, Palmitoleoyl-, Oleoyl-, Linoleoyl-, Linolenoyl-,

Eicosatetraenoyl-, oder eine Eicosapentaenoylgruppe ist; als QC-Inhibitor verwendet werden. Insbesondere kann l,2-di-0- palmitoyl -3-0- ( 6 ^' -deoxy-6 ^' -sulfo-D-glycopyranosyl , 1-0- palmitoyl-2-0-1inoleny1-3-0- ( 6 ^' -deoxy-6 ^' -sulfo-D- glycopyranosyl , l-0-linolyl-2-0-palmitoyl-3-0- ( 6 ^' -deoxy-6 ^' - sulfo-D-glycopyranosyl , l-O-palmitoyl-3-0 ( 6 ^* -sulpho-a- quinovopyranosyl ) -glycerol , oder 1-0- ( 6-Deoxy-6-sulphogluco- pyranosyl ) -glycerol als QC-Inhibitor verwendet werden. Die Verwendung kann in vitro oder in vivo erfolgen. Eine

Verwendung in vivo betrifft beispielsweise die Verbindung gemäß der Formel (I) oder einem Salz derselben, zur Verwendung bei der Prophylaxe oder Behandlung einer mit QC-assoziierten Krankheit. Jedoch sind bei der Verwendung in vivo Verfahren zur chirurgischen oder therapeutischen Behandlung des

menschlichen oder tierischen Körpers und

Diagnostizierverfahren, die am menschlichen oder tierischen Körper vorgenommen werden ausgeschlossen. Umfasst ist hingegen die Verwendung der Verbindung gemäß der Formel (I) oder einem Salz derselben, zur Herstellung eines Arzneimittels für eine Anwendung zur Prophylaxe oder Behandlung einer mit QC- assoziierten Krankheit.

Auch eine Zusammensetzung, umfassend eine der vorstehend genannten Verbindungen gemäß der Formel (I) oder ein Salz derselben, zur Verwendung als QC-Inhibitor ist Gegenstand der vorliegenden Erfindung. Vorzugsweise kann die Zusammensetzung, die eine Verbindung gemäß der Formel (I) oder ein Salz

derselben, umfasst, ein Extrakt aus einer Mikroalge sein. Zur Gewinnung des Extrakts eignen sich beispielsweise Mikroalgen der Spezies: Scenedesmus sp., z. B. Scenedesmus producto- capitatus , Scenedesmus rubescens, Scenedesmus acuminatus

Scenedesmus vacuolatus und Scenedesmus pectinatus sowie

Tetradesmus wisconsinensis; Eustigmatos sp., z. B. Eustigmatos magnus, Cyclotella sp., Odontella sp., Synechocystis s . , Spirulina sp., z.B. Spirulina maxima und Spirulina platensis; Prochlorococcus sp., Synechococcus sp., , Trichodesmium erythraeum , Arthrospira platensis , Scytonema hofmanni, Nostoc punctiforme, Microcystis aeruguinosa, Stephanodiscus sp . , Skeletonema costatum , Phaeodactylum tricornutum , Heterosigma carterae, Nannochloropsis sp., z.B. Nannochloropsis oculata, Porphyridium sp., z.B. Porphyridiu cruentum und Porphyridium purpureum ; Chilomonas paramecium, Bumilleriopsis filiformis, Emiliana huxleyi , Chlorella sp . , z. B. Chlorella vulgaris, Chlorella sorokiniana , Chlorella variegate, Chlorella

kessleri , Chlorella minutissima und Muriella zofingiensis;

Chloroidium saccharophilum, Parietochloris incisa , Prototheca portoricensis , Dictyochloris fragrans , Chlamydomonas

reinhardtii, Dunaliella parva, Tetraselmis chuii und Deasonia sp. z.B. Deasonia punctata und Deasonia granata ; und besonders bevorzugte Beispiele für den Mikroalgen-Extrakt umfassen

Extrakte, die aus einer Spezies, welche ausgewählt ist aus Scenedesmus acuminatus , Scenedesmus pectinatus, Chlorella vulgaris und Spirulina platensis , gewonnen werden können.

Die Zusammensetzung bzw. der Mikroalgen-Extrakt zur Verwendung als QC-Inhibitor kann ferner ein Lösungsmittel enthalten. Das Lösungsmittel kann beispielsweise ausgewählt sein aus:

Methanol, Ethanol, Isopropanol, Wasser, Chloroform,

Ethylacetat, Dichlormethan, Aceton, Diethylether , Hexan, und Mischungen derselben; vorzugsweise Methanol.

Die Zusammensetzung bzw. der Mikroalgen-Ext kt zur Verwendung als QC-Inhibitor kann ferner zwei, drei ode mehr als drei Verbindungen gemäß der Formel (I) oder Salz derselben

umfassen .

Die Zusammensetzung bzw. der Mikroalgen-Extrakt zur Verwendung als QC-Inhibitor kann auch ein weiteres therapeutisches

Mittel, welches aus der Gruppe, umfassend

Acetylcholinesterasehemmer (z.B. Aricept®, Exelon®

und Reminyl®), NMDA-Rezeptorantagonisten (z.B. Memantin) , Neuroprotektoren, Anti-Parkinson-Arzneimittel, Antidepressiva, anxiolytische Arzneimittel, antipsychotische Arzneimittel, Arzneimittel gegen Multiple Sklerose, ACE-Inhibitoren (z.B. Enap, Enalapril, Capoten, Renitec, Prestarium (Berlipril, Diroton, Capoten, Quadropril, Monopril, Renitec, Prestarium, Noliprel-Forte , Enap-N) , Diuretika (z.B. Furosemid,

Veroshpiron, Hypothiazid, Arifon Retard, Indapamid,

Hypothiazid, Diuver, Indap, Indapamid) , ß-Rezeptorblocker , Nitrate, Herzglykoside , Calciumantagonisten (z.B. (Normodipin, Cordäflex, Amlovas, Amlodipin, Amlovas, Amlotop, Cardilopin, Corda lex, Lipidsenker (z.B. (Vasilip, Liprimar, Liptonorm, Simvahexal, Simvastol, Simvacard, Simgal, Tulip) ,

Aggregationshemmer (z.B. (Acetylsalicylsäure, CardiASK, Cardiomagnyl , Thrombo ASS), Antihypoxämika, Gerinnungshemmer (z.B. Thrombomodulin, Warfarin) , Cytostatika und Antibiotika ausgewählt ist.

Die Zusammensetzung bzw. der Mikroalgen-Extrakt zur Verwendung als QC-Inhibitor kann auch einen Träger enthalten,

vorzugsweise eine pharmakologisch inerte, anorganische oder organische Arzneimittelträgersubstanz, wie z.B. Mannit,

Lactose, Sucrose, Glucose, Gelatine, Malz, Silicagel, Stärke oder Derivaten derselben, Talkum, Stearinsäure oder ihre

Salze, Trockenmagermilch, pflanzliche Öle, Petroleum,

tierische oder synthetische Öle, Wachse, Fette, Polyole.

Ferner kann die Zusammensetzung bzw. der Mikroalgen-Extrakt zur Verwendung als QC-Inhibitor auch Zusatzstoffe zur

Konservierung, Stabilisierung, Emulgatoren, Süßstoffe,

Aromastoffe, Salze zur Veränderung des osmotischen Drucks, Puffer, Umhüllungszusatzstoffe und Antioxidantien enthalten.

Darüber hinaus betrifft die Erfindung auch ein Verfahren zur Herstellung einer Verbindung der Formel (I) gemäß den

vorstehenden Ausführungen, oder eines Salzes derselben, umfassend:

(a) Kultivierung von mindestens einer Mikroalge;

(b) Gewinnung der Algenbiomasse und Aufschluss der

Algenzellen;

(c) Extraktion der aufgeschlossenen Algenzellen aus Schritt (b) mit Methanol, umfassend die Suspension der

aufgeschlossenen Algenzellen aus Schritt (b) in Methanol, das Rühren der Suspension, und die Abtrennung der flüssigen

Methanol-Extraktphase von der Zellmasse;

(dl) Isolierung einer Verbindung der Formel (I), oder eines Salzes derselben, aus dem in Schritt (c) gewonnenen

Extraktionsprodukt . In dem Verfahren zur Herstellung einer Verbindung der Formel (I) kann als Mikroalge jede Mikroalge, die Verbindungen der Formel (I) als Sekundärmetabolit oder Sekundärmetaboliten produziert, oder eine Mischung von derartigen Mikroalgen eingesetzt werden, beispielsweise eine Mikroalge der Phyla Bacillariophyta, Chlorophyta, Ochrophyta und Cyanobacteria, und vorzugsweise der Spezies: Scenedesmus sp. , z. B.

Scenedesmus producto-capitatus , Scenedesmus rubescens,

Scenedesmus acuminatus Scenedesmus vacuolatus und Scenedesmus pectinatus sowie Tetradesmus wisconsinensis; Eustigmatos sp. , z. B. Eustigmatos magnus, Cyclotella sp . , Odontella sp.,

Synechocystis sp., Spirulina sp., z.B. Spirulina maxima und Spirulina platensis; Prochlorococcus sp., Synechococcus sp., , Trichodesmium erythraeum, Arthrospira platensis , Scytonema hofmanni, Nostoc punctiforme, Microcystis aeruguinosa,

Stephanodiscus sp., Skeletonema costatum, Phaeodactylum tricornutum, Heterosigma carterae, Nannochloropsis sp., z.B. Nannochloropsis oculata, Porphyridium sp., z.B. Porphyridium cruentum und Porphyridium purpureum; Chilomonas paramecium , Bumilleriopsis filiformes, Emiliana huxleyi, Chlorella sp . , z. B. Chlorella vulgaris, Chlorella sorokiniana, Chlorella variegate, Chlorella kessleri, Chlorella minutissima und

Muriella zofingiensis; Chloroidium saccharophilum ,

Parietochloris incisa, Prototheca portoricensis , Dictyochloris fragrans , Chlamydomonas reinhardtii , Dunaliella parva,

Tetraselmis chuii und Deasonia sp. z.B. Deasonia punctata und Deasonia granata ; und besonders bevorzugt Scenedesmus

acuminatus , Scenedesmus pectinatus, Chlorella vulgaris und Spirulina platensis .

Die Kultivierung der Mikroalge (n) gemäß Schritt (a) kann unter bekannten Bedingungen erfolgen, beispielsweise in einem Photobioreaktor, pH 5-8 (vorzugsweise pH 7), und einer

Temperatur von 10-45°C, vorzugsweise 20-40 °C, stärker

bevorzugt 23-35°C, und besonders bevorzugt 25-31 °C. Als

Medium für die Kultivierung der Mikroalge eignen sich bekannte Medien, wie beispielsweise Setlik-Medium (KNO3 (2020,00 mg/L) , H2PO4 (340,00 mg/L), MgS0 ₄ * 7 H ₂ 0 (990,00 mg/L), Fe-EDTA (18,50 mg/L), Ca(N0 ₃ )2 * 4 H ₂ 0 (10, 00 mg/L), H3BO3 (3,09 mg/L), MnS0 ₄ * 4 H ₂ 0 (1,20 mg/L), CoS0 ₄ (1,40 mg/L), CuS0 ₄ * 5 H ₂ 0 (1,24 mg/L), ZnS0 ₄ (1, 43 mg/L), (ΝΗ ) ₆ Μο ₇ θ2 ₄ * 4 H ₂ 0 (1,84 mg/L) ) .

Die Gewinnung der Algenbiomasse in Schritt (b) kann durch eines der zahlreichen bekannten physikalischen oder chemischen Verfahren für die Abtrennung von Biomasse aus einem

Kulturmedium erfolgen, beispielsweise durch Abzentrifugieren des Mediums für die Kultivierung und/oder Lyophilisierung gewonnen werden. Der Aufschluss der Algenzellen in Schritt (b) kann in geeigneter Weise unter Verwendung eines der

zahlreichen bekannten physikalischen oder chemischen Verfahren für den Zellaufschluss von Mikroorganismen erfolgen, wie sie z.B. in Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, 2003, Band 5, Biochemical Separations, Tabelle 3 beschrieben sind. Eine Möglichkeit ist beispielsweise Zermahlen, z.B. mit Mörser und Pistill unter Verwendung von Seesand (Verhältnis

Algenbiomasse : Seesand 1:2) und Lösungsmittel (z.B. Wasser). Der Zellaufschluss kann bei einer beliebigen geeigneten

Temperatur, z.B. Raumtemperatur, erfolgen.

Für die Extraktion der aufgeschlossenen Algenzellen mit

Methanol gemäß Schritt (c) wird vorzugsweise eine Fest- Flüssig-Extraktion angewendet, wobei die Extraktion unter Rühren erfolgt und jeweils 100 mL Methanol / l g der

aufgeschlossenen Algenzellen eingesetzt werden. Die Abtrennung der flüssigen Methanol-Extraktphase von der Biomasse kann mittels Zentrifugation, z.B. 1000-5000 rpm, vorzugsweise 1500- 3000 rpm, stärker bevorzugt 2000-2500 rpm, und insbesondere bei etwa 2000 rpm, erfolgen. Vorzugsweise kann die Biomasse jeweils drei Mal mit Methanol extrahiert werden. Die flüssigen Methanol-Extraktphasen der Extraktionen der Biomasse können vereinigt werden. Die vereinigten flüssigen Methanol- Extraktphasen können im Vakuum zur Trockne eingeengt werden, z.B. mit Hilfe eines Vakuum-Rotationsverdampfer.

Die Isolierung einer Verbindung der Formel (I) aus dem in Schritt (c) gewonnenen Extraktionsprodukt gemäß Schritt (dl) kann durch eines der zahlreichen bekannten physikalischen oder chemischen Verfahren für die Isolierung von Verbindungen aus einem Extrakt erfolgen, beispielsweise durch

Festphasenextraktion (SPE) . Für die SPE sind zahlreiche

Sorbentien bekannt, beispielsweise kann eine Aminopropyl- modifizierte Kieselgelphase eingesetzt werden. Als

Lösungsmittel zur Elution können bei der SPE bekannte

geeignete Lösungsmittel verwendet werden, wie beispielsweise Methanol, Ethanol, Isopropanol, Wasser, Chloroform,

Ethylacetat, Dichlormethan, Aceton, Diethylether, Hexan, und Mischungen derselben; vorzugsweise Methanol. Zur Entfernung von nicht-Lipid-Verunreinigungen kann das Produkt der SPE weiter gereinigt werden, beispielsweise mittels

Chromatographie oder anderer bekannter Reinigungsverfahren; vorzugsweise kann das Produkt der SPE gemäß dem Verfahren von Folch et al. (J. Biol. Chem. , 226, 497-509 (1957)) weiter gereinigt werden.

Gegenstand der Erfindung ist ferner auch ein Verfahren zur Herstellung eines Extrakts aus einer Mikroalge, der eine

Verbindung der Formel (I) gemäß den vorstehenden Ausführungen, oder eines Salzes derselben, enthält, wobei das Verfahren umfasst :

(a) Kultivierung der Mikroalge;

(b) Gewinnung der Algenbiomasse und Aufschluss der

Algenzellen;

(c) Extraktion der aufgeschlossenen Algenzellen aus Schritt

(b) mit Methanol, umfassend die Suspension der

aufgeschlossenen Algenzellen aus Schritt (b) in Methanol, das Rühren der Suspension, und die Abtrennung der flüssigen

Methanol-Extraktphase von der Zellmasse;

(d2) Entfernung von Chlorophyll aus dem in Schritt (c) gewonnenen Extraktionsprodukt .

Die Schritte (a) , (b) und (c) des Verfahrens zur Herstellung eines Extrakts aus einer Mikroalge können dabei analog zu den Schritten (a) , (b) und (c) des vorstehend beschriebenen

Verfahrens zur Herstellung einer Verbindung der Formel (I) ausgeführt werden.

Die Entfernung von Chlorophyll aus dem gewonnenen

Extraktionsprodukt kann unter Verwendung eines bekannten

Verfahrens erfolgen, beispielsweise durch

Ionenaustauschchromatograpie , z.B. unter Verwendung

kommerziell erhältlicher Säulen zum Austausch von Kationen. Als Lösungsmittel für die Ionenaustauschchromatographie können bekannte geeignete Lösungsmittel eingesetzt werden,

beispielsweise Methanol. Zur weiteren Reinigung des Extrakts kann eine Festphasenextraktion durchgeführt werden. Für die Festphasenextraktion sind zahlreiche Sorbentien bekannt, beispielsweise kann eine Octadecyl-modifizierte Kieselgelphase eingesetzt werden. Als Lösungsmittel zur Elution können bei der Festphasenextraktion bekannte geeignete Lösungsmittel verwendet werden, vorzugsweise Methanol. Kurze Beschreibung der Abbildungen

Abbildung 1: Schematische Darstellung des erfindungsgemäßen Verfahrens zur Herstellung einer Verbindung der Formel (I) mit QC-inhibierender Wirkung bzw. zur Herstellung eines Extrakts aus einer Mikroalge, der mindestens eine Verbindung der Formel (I) mit QC-inhibierender Wirkung enthält.

Abbildung- 2: QC-inhibierende Wirkung von erfindungsgemäßen Zusammensetzungen. Konzentration-Wirkungsdiagramm für die Aktivität von Extrakten aus Eustig atos magnus, Tetradesmus wisconsinensis _f Scenedesmus pectinatus, Scenedesmus

acuminatus, Scenedesmus rubescens, und Scenedesmus producto- capitatus . Wie der Abb. 2 zu entnehmen ist, inhibieren die Extrakte, welche aus Mikroalgen in der exponentiellen

Wachstumsphase gewonnen wurden, QC stärker als die Extrakte, welche aus Mikroalgen in der der stationären Wachstumsphase gewonnen wurden. Ferner ist aus Abb. 2 ersichtlich, dass die QC-Hemmung spezifisch und konzentrationsabhängig erfolgt.

Abbildung 3: Base-Peak Chromatogram und MS ¹ Massenspektrum der mit dem erfindungsgemäßen Verfahren isolierten Verbindungen gemäß der Formel (I) mit QC-inhibierender Wirkung. Diese

Verbindungen sind auch in den er indungsgemäßen

Zusammensetzungen bzw. Mikroalgen-Extrakten enthalten.

Das MS ¹ Massenspektrum zeigt hierbei für die Retentionszeit von 6,9 min ein Molekülion [M-H] ^~ bei m/z 555, welches einem SQMG zugeordnet werden kann. Der Peak bei der Retentionszeit von 9,9 - 10 min zeigt im MS ¹ Massenspektrum die Molekülionen [M-H ] - bei m/z 794 und 815. Es handelt sich somit um den Peak der SQDG. Als Hauptverbindungen sind somit die Sulfolipide 1,2-di-O- palmitoyl -3-0- ( 6 ' -deoxy-6 ^' -sulfo-D-glycopyranosyl ) mit [M-H] ^~ bei m/z 793 sowie l-0-palmitoyl-2-0-linolenyl-3-0- ( 6 ' -deoxy-6 ^' -sulfo-D-glycopyranosyl ) mit [M-H] ^" bei m/z 815 enthalten. Weiterhin konnte als Nebenverbindung das SQMG 1-0- palmitoyl-3-0 ( 6 ^* -sulpho- -quinovopyranosyl ) -glycerol

detektiert werden.

Nachfolgend wird die vorliegende Erfindung anhand von

Beispielen erläutert.

Beispiele

Gewinnung der AIgenbiomasse

Mikroalgen der Spezies Eustigmatos magnus, Tetradesmus wisconsinensis, Scenedesmus pectinatus, Scenedesmus

acuminatus, Scenedesmus rubescens, und Scenedesmus producto- capitatus wurden zur Gewinnung von hinreichend Biomasse in einem tubulären Photobioreaktor PBR 100 GS/PL der Firma IGV GmbH mit einem Reaktorvolumen von 100 L kultiviert. Die

Steuerung der Pumpendrehzahl, der Temperatur sowie des pH- Wertes erfolgte mittels einer Biostat Steuereinheit der Firma Braun, wobei folgende Parameter: Temperatur 28°C+/-3°C; pH=7, Pumpendrehzahl 1750 rpm gesetzt wurden. Das Reaktorsystem besitzt eine Durchflusszelle, in welcher sowohl eine

Temperatur- und pH-Sonde als auch eine Sonde zur Messung der optischen Dichte (OD) und eine p02-Sonde integriert waren. Es erfolgte eine inline Messung folgender Parameter: Temperatur, pH-Wert, OD und Pumpendrehzahl. Diese wurden mittels der Software MFSC win über den gesamten Kultivierungszeitraum aufgezeichnet. Die Kultivierungen im 100 L PBR erfolgten ebenfalls bei einer Temperatur von 28°C+/- 3°C. Es wurde mit einer Lichtintensität von 60 μπιο1/ιτι ² *3 bei OD < 20 und einer Lichtintensität von 150 μπιο1/Γη ² *3 des Lichtmoduls bei OD > 20 kultiviert. Die Kultivierung wurde im modifizierten fed-batch Verfahren durchgeführt.

Für die Kultivierung der Mikroalgen wurde Setlik-Medium (Tab. 1) verwendet.

Tab. 1: Zusammensetzung des Setlik-Mediums

Nährsalz Eingesetzte Menge [mg/L]

KN0 ₃ 2020, 00

KH2PO4 340, 00

MgS0 * 7 H ₂ 0 990, 00

Fe-EDTA 18,50

Ca(N0 ₃ ) ₂ * 4 H ₂ 0 10, 00

H3BO3 3,09

MnS0 ₄ * 4 H ₂ 0 1,20

C0SO4 1,40

CuS0 ₄ * 5 H ₂ 0 1,24

ZnS0 ₄ 1,43

(NH ₄ ) 6M07O24 * 4 H ₂ 0 1,84

Die Nährsalze wurden in 1 L destilliertem Wasser gelöst und 20 min bei 121°C autoklaviert .

Untersucht wurden die Biomassen der exponentiellen und stationären Wachstumsphase der genannten Mikroalgen.

Extraktion der Algenbiomasse — Methanol-Extrakt

Die lyophilisierten Algenbiomassen der exponentiellen und stationären Wachstumsphase jeder untersuchten Mikroalge wurde mit Seesand im Verhältnis 1:2 mit Mörser und Pistill unter Verwendung von Lösungsmittel aufgeschlossen. Der

Zellaufschluss erfolgte 10 min bei RT. Zur Extraktion wurde eine einstufige Extraktionsmethode auf Basis einer Fest-Flüssig-Extraktion angewendet. Hierbei wurden jeweils 10 g Algenbiomasse nach Zellaufschluss mit dem

Lösungsmittel Methanol extrahiert. In drei Schritten erfolgte die Extraktion mit jeweils 100 mL Lsm. / 1 g BM unter Rühren auf dem Magnetrührer bei RT für 1 h. Die Abtrennung der flüssigen Extraktphase von der Biomasse erfolgte mittels

Zentrifugation bei 2000 rpm und RT, so dass die Biomasse im 2. und 3. Extraktionsschritt analog extrahiert werden konnte. Die Extrakte aus den drei Extraktionsschritten wurden vereint und mittels Vakuum-Rotationsverdampfer der Firma Büchi bis zur absoluten Trockne eingeengt.

Chlorophyll Eliminierung

Die Eliminierung des Farbstoffes Chlorophyll erfolgte unter der Verwendung von CHROMABOND ^® SA (SCX) der Firma

Macherey&Nagel aus den Methanol-Extrakten. Die SA-Kartuschen wurden mit 0,5 g a2SC>4 beschichtet und mit 1 VE Dichlormethan / Aceton (3:1, v/v) konditioniert. Anschließend erfolgte jeweils die Aufgabe des Methanol-Extraktes. Das

chlorophyllf eie Fluat wurde in Glasprobengefäßen aufgefangen.

Gewinnung- Mikroalgen-Extrakt mit Verbindung der Formel (I)

Die chlorophyllfreien Extrakte wurden anschließend über

Chromabond® C18ec Kartusche (500 mg/3 mL bzw. 1000 mg/6 mL, Macherey&Nagel) aufgereinigt . Die Elution erfolgte hierbei mit 100 % MeOH.

QC inhibierende Wirkung der Mikroalgen-Extrakte

Die chlorophyll-freien über Chromabond® C18ec Kartuschen aufgereinigten Mikroalgen-Extrakte wurden auf ihre QC- inhibierende Aktivität untersucht. Hierzu können bekannte Nachweisverfahren der QC-Katalyse benutzt werden.

Beispielsweise kann das von Schilling et al. (Anal. Biochem. 303, 49-56 (2002); Biol. Chem. 384, 1583-1592 (2003)) entwickelte kontinuierliche Testverfahren, das auf dem Umsatz des freien Ammoniaks durch die Zyklisierung der N-terminalen Glutaminreste beruht (loc. cit. 2003) und zum anderen das gebildete Pyroglutamatpeptid mit Pyroglutaminylaminopeptidase (pGAP) umsetzt (loc. cit. 2002), siehe Reaktionsschema 1 unten, eingesetzt werden. Bei diesem Verfahren werden durch das Hilfsenzym pGAP fluorogene Gruppen abgespalten, was zu einem Anstieg der Fluoreszenz führt.

Reaktionsschema 1

Die QC-inhibierende Aktivität der erfindungsgemäßen

chlorophyll-freien über Chromabond® C18ec Kartuschen

aufgereinigten Mikroalgen-Extrakte wurde mit dem vorstehenden

Testverfahren von Schilling et al. in zwei Konzentrationen

(2 mg/mL und 0,2 mg/mL) ermittelt. Das Testverfahren wurde in transparenten 96- ell-Mikrotiterplatten (NUNC, Costar Corning Incorporated, Acton, MA, USA) als Dreifachbestimmung durchgeführt. Die Messansätze wiesen ein Gesamtvolumen von 250 pL pro Well auf. Diese setzten sich aus 100 μΐ, 0.25 mM Substrat, 50 pL 0,2 mg/mL Probe und 25 pL Hilfsenzyme pGAP zusammen. Da die QC-Aktivität pH-abhängig ist, wurden jedem Messansatz 50 pL Tris-Puffer (0.1 M; pH 8) zugesetzt. Der Start der Reaktion erfolgte nach 10 minütiger Inkubation bei 30 °C durch Zugabe von 25 pL QC . Die Messungen bzw. die

Zunahme des freien AMC wurde kontinuierlich über einen

Zeitraum von 12 min (~27 Zyklen) bei einer Temperatur von 30 °C an einem FluoStar Multiplate Reader der Firma BMG- Labtech gemessen.

Die Ergebnisse der Messung sind in Abb. 2 gezeigt. Wie aus

Abb. 2 ersichtlich, inhibierten die erfindungsgemäßen

Mikroalgen-Extrakte die Aktivität von QC spezifisch und konzentrationsabhängig .

Identifizierung der QC-Inhibitoren in den Mikroalgen-Exträkten

Zur Identifizierung der QC-Inhibitoren wurden die erfindungsgemäßen Mikroalgen-Extrakte massenspektrometrisch analysiert .

Die massenspektrometrischen Analysen erfolgten mittels eines API-150EX Massenspektrometer mit einer „Turbo Ion Spray"- Ionenquelle der Firma Applied Biosystems. Die Probeninjektion (10 μΐι) erfolgte über Direkteinlass in einen kontinuierlichen Fluss eines MeOH/H20-Gemisches (6:4; v/v) bei einer Fließgeschwindigkeit von 400 pL/min.

Weiterhin wurden die erfindungsgemäßen Mikroalgen-Extrakte mittels UPLC-ESI-Ion trap MS ⁿ an einer Acquity UPLC-Anlage der Firma Waters unter Verwendung einer RP18-Säule (Acquity UPLC HSS T3 1,8 μπι, 1x100mm, Waters) untersucht. Die Proben wurden mit negativer Ionisierung mittels Elektrospray Ionisation (ESI) bei einer Sprayspannung von 4 kV, einer Kapillartemperatur von 275 °C und einer Kapillarspannung von 27 V unter Verwendung von Stickstoff als Schutzgas (Flussrate 35 - 40 arb. units) analysiert.

Die massenspektrometrischen Analysen der untersuchten Extrakte ergaben, dass die Verbindungen der Formel (I) für die QC- inhibierende Wirkung verantwortlich sind. Bei den massenspektrometrisch identifizierten Verbindungen handelte es sich um die SQDG ^' s 1,2-di-O- palmitoyl -3-0- ( 6 ' -deoxy-6 ^' - sulfo-D-glycopyranosyl mit [M-H] ^~ bei m/z 793, 1-O-palmitoyl- 2-0-linolenyl-3-0- ( 6 ^' -deoxy-6 ' -sulfo-D-glycopyranosyl mit [M- H]- bei m/z 815 und l-O-linolyl-2-0- palmitoyl-3-Ο- ( 6 ' -deoxy- 6 ^' -sulfo-D-glycopyranosyl mit [M-H]- bei m/z 817 sowie um das SQMG l-O-palmitoyl-3-0 ( 6 ^* -sulpho- -quinovopyranosyl ) -glycerol mit [M-H ] ^" bei m/z 555 und 1-0- ( 6-Deoxy-6- sulphoglucopyranosyl ) -glycerol mit [M-H]- bei m/z 317.

Gewinnung- von Verbindungen der Formel (I)

Zur Gewinnung der QC-inhibierenden Verbindungen aus den bei der vorstehend beschriebenen Extraktion aus der Algenbiomasse gewonnenen Methanol-Extrakten wurde eine Festphasenextraktion mit anschließendem "Folch Wash" eingesetzt.

Für die Festphasenextraktion der Methanol-Extrakte wurden Aminopropyl -modifizierte Kieselgel-Kartuschen (NH2-Kartusche ) der Firma Macherey&Nagel (3 mL/500 mg bzw. 6 mL/1000 mg) verwendet. Die Konditionierung der NH2-Kartuschen erfolgte in mehreren Schritten unter der Verwendung von 2 mL MeOH, 2 mL dest. H ₂ 0, 4 mL 0,1M HCL (für lh auf Säule), 2 mL dest. H ₂ 0, 2 mL MeOH, 2 mL DCM/ I sopropanol /MeOH (15:30:50 v/v/v). Pro NH2- artusche erfolgte ein Probenauftrag von 20 mg methanolischem Extrakt, gelöst in DCM/MeOH (1:1; v/v). Bei Verwendung von 6 mL/1000 mg NH2-Kartuschen wurden die Volumina der verwendeten Lösungsmittel sowie der aufgetragenen Probe verdoppelt .

Die Elution erfolgte in 2 Schritten. In Schritt 1 wurde zunächst die ungeladene Substanz mit 9 ml DCM/Isopropanol/MeOH 15:30:50 (v/v/v) eluiert. In Schritt 2 wurden die Verbindungen gemäß der Formel (I) mit 5 mL DCM/ACN/Isoprop/MeOH/ 0,1M NH ₄ Ac (10:10:10:50:15; v/v/v/v/v) eluiert; Fraktion 2.

Der Fraktion 2 wurde mittels Vakuum-Rotationsverdampfer das Lösungsmittel entzogen und anschließend unter Zugabe von DCM/MeOH/0,1 NaAc-Puffer pH=4,0 (8:4:3, v/v/v) durch kräftiges, mehrminütiges Schütteln rückgelöst. Nach Inkubation über Nacht bei 4°C reicherten sich die Verbindungen gemäß der Formel (I) in der unteren, lipophilen Phase an. Die lipophile Phase mit den Verbindungen gemäß der Formel (I) wurde mit einer Pasteurpipette abgenommen, in einen Rundkolben überführt und bis zur Trockne mittels Vakuum-Rotationsverdampfer eingeengt .

Die Ausbeuten der Verbindungen gemäß der Formel (I) variierten in Abhängigkeit der verwendeten Biomasse (Algenspezies und Wachstumsphase) zwischen 3 - 26 %. Beispielsweise konnten aus 25 mg des methanolischen Extraktes aus Scenedesmus acuminatus (stationäre Phase) Verbindungen gemäß der Formel (I) mit einer Ausbeute von 26 % gewonnen werden, d.h. es konnten 6,5 mg isoliert werden. Identifizierung der gewonnen Verbindungen

Zur Identifizierung wurden die isolierten Verbindungen massenspektrometrisch analysiert .

Die massenspektrometrischen Untersuchungen der isolierten Verbindungen erfolgten wie bei den erfindungsgemäßen Mikroalgen-Extrakten mittels ESI-API-MS und UPLC-MS im negativen Ionenmodus. Das Base-Peak Chromatogramm sowie das zugehörige MS ¹ -Spektrum ist in Abb . 3 gezeigt mit den für Verbindungen gemäß der Formel (I) charakteristischen Peaks bei 9, 9 - 10,0 min sowie bei 6,9 min.

Bei den isolierten Verbindungen handelt es sich um Verbindungen gemäß der Formel (I), nämlich um die SQDG- Sulfolipide 1,2-di-O- palmitoyl -3-0- ( 6 ^' -deoxy-6 ' -sulfo-D- glycopyranosyl ) mit [M-H]- bei m/z 793 und l-O-palmitoyl-2-Ο- linolenyl-3-Ο- ( 6 ' -deoxy-6 ' -sulfo-D-glycopyranosyl ) mit [M-H]- bei m/z 815, sowie um das SQMG-Sulfolipid l-O-palmitoyl-3- 0 ( 6 " -sulpho-a-quinovopyranosyl ) -glycerol mit [M-H] ^" bei m/z 555.

QC-inhibierende Wirkung

Um zu bestätigen, dass die aus der Mikroalge Scenedesmus acuminatus isolierten Sulfolipide QC inhibieren, wurden sie in zwei Konzentrationen (0,25 mg/mL und 0,025 mg/mL i.A.) mit dem oben beschriebenen Testverfahren von Schilling et al. untersucht. Dabei wurde gefunden, dass die aus der Mikroalge isolierten Sulfolipide QC mit 81 % (0,25 mg/mL) bzw. 76 % (0,025 mg/mL) inhibieren. Als Positivkontrolle für die QC-inhibierende Wirkung der als aktivitätsrelevant identifizierten Verbindungen gemäß der Formel (I) wurde ein SQDG-Standard der Firma Lipid Products in den Konzentrationen 0,25 mg/mL und 0,025 mg/mL i.A. im Testverfahren von Schilling et al. untersucht. Der SQDG- Standard hemmte die QC um 77 % (0,25 mg/mL) bzw. 76 %

(0,025 mg/mL). Der für den SQDG-Standard ermittelte IC ₅ o-Wert betrug 10,9 μΜ und liegt damit sogar unterhalb des Bereichs

(stärkere Wirksamkeit) der aus US 7,304,086 B2 bekannten QC- Inhibitoren mit ICso-Werten von 0,22 μΜ - 14 μΜ.

Da der SQDG-Standard als Referenzsubstanz für die Verbindungen gemäß der Formel (I) die QC inhibiert, ist damit eindeutig nachgewiesen, dass Verbindungen gemäß der Formel (I) QC- Inhibitoren sind.