La présente invention concerne un procédé d'inactivation de virus dans des compositions contenant des protéines.

Les produits biologiques obtenus notam ment par extraction à partir de plasma ou de sang complet peuvent se trouver contaminés par des virus tels que le virus HBV ou les virus HIV. Il est nécessaire dans ces conditions de prévoir une étape d'inactivation de ces virus lors de ia préparation de ces produits biologiques.

En outre, ce type de produits contient essentiellement comme principe actif des protéines : facteur de coagulation par exemple, dont l'intégrité doit être préservée. Il importe donc que le procédé d'inactivation ne modifie pas les propriétés desdits produits. Enfin, la technique utilisée ne doit pas non plus générer d'agents susceptibles d'avoir une activité toxique à plus ou moins long terme.

Outre les facteurs de coagulation, d'autres compositions nécessitent une étape d'inactivation, notamment des compositions utilisables comme vaccins ; de même, les produits issus des méthodes de la biologie moléculaire nécessitent une étape d'inactivation virale en cours de purification.

Différentes techniques ont été envisagées pour atteindre cet objectif.

C'est ainsi que le traitement par la chaleur a été préconisé pour l'inactivation virale, par exemple de solution d'immunoglobulines dans EP 177 836. Cependant, ce type de traitement est très délicat étant donné les risques de denaturation des protéines. L'inactivation virale peut également être obtenue par traitement de la composition par de la β> propiolactone, dont l'action est renforcée par des rayonnements U.V. ; EP 268 973 décrit ainsi la préparation de solution d'immunoglobulines G pour injection intraveineuse. Toutefois, on observe également un certain taux de denaturation des protéines fragiles par ce trai tement, en outre, la fi> propiolactone constitue un facteur de risque carcinogenique pour les manipulateurs et risque d'entraîner des formations de néo-antigènes sur les protéines traitées.

On s'est également orienté vers l'utilisation de détergents pour inactiver les virus. L'emploi d'agents tensioactifs pour désinfecter le matériel contaminé par des virus ou des bactéries est connu de longue date. Ils ont été notamment utilisés dans le but d'éliminer l'infectivité liée aux micro-organismes (US 3962 21 ) ou aux virus (EP-A-0203909, Melnikova et al. VOPR. VIRUSOL. 30, 153- 158, 1985), afin d'obtenir des substances vaccinantes sans contagiosité.

Ces deux dernières références citent comme agent tensioactif, l'octyl- -D-glucopyranoside, possédant uniquement une partie apolaire et une ^' partie polaire.

Récemment, Cornet et al. dans la publication "Biochemical and Biophysical Research Communications, vol. 167 n°l, 1990, pages 222-231, ont décrit la solubilisation des protéines d'enveloppe du virus du SIDA, ie VIH, par le même tensioactif l'OGP, pour former des virosomes en vue d'élucider les mécanismes moléculaires intervenant dans l'attachement et la fusion des protéines virales avec la cellule hôte.

L'octyl- -glucopyranoside est susceptible de péroxidation. De plus, sa méthode de synthèse conduit à un produit où l'on détecte, outre les péroxides, d'autres impuretés mal caractérisées (B.Lorbert et al., Biochimica et Biophysica Acta, 1023 (1990) p 254-265).

L'emploi de l'octyl- -D-glucopyranoside, dans l'inactivation virale des préparations à finalité pharmaceutique injectable, n'est donc pas totalement satisfaisant.

La mise en oeuvre de détergents amphiphiles est décrite pour le traitement des protéines plasmatiques dans les brevets US 4 315 919 et 4 314 997.

L'action conjuguée d'un solvant et d'un détergent a été proposée pour l'inactivation virale de protéines du plasma dans le brevet US 4 540 573.

Tous ces brevets font cependant appel à des détergents disponibles sur la marché, préparés de façon industrielle notamment par condensation de polyoxyéthylène et d'acides gras, estéπfiés par l'anhydride sorbique. De telles méthodes de synthèses conduisent à des mélanges complexes de polymères souvent mal définis. Il s'ensuit donc une variation structurale de la composition de tels détergents lorsqu'on passe d'un lot de fabrication à l'autre. D'où le risque d'une reproductibilité aléatoire des expériences dans lesquelles de tels produits sont utilisés. Enfin, ces détergents ne sont pas inertes vis-à-vis des membranes cellulaires, dont certains composants sont alors extraits préférentiellement, entraînant ainsi un risque de dysfonctionnement des cellules atteintes. Des impuretés très réactives sur les protéines sensibles ont été mises en évidence dans les détergents de type Triton, Tween etc. (Chang, H.W. et al : Anal. Biochem. K)4_, 1 12-117 (1980) au C. Brossard et al. : STP Pharma 6- 728-741 ( 1990).

Le traitement des produits plasmatiques destinés à l'injection chez des patients humains par ces détergents n'est donc pas totalement satisfaisant. u est préférable de pouvoir disposer d'une seule molécule pour effectuer de telles inactivations. En effet, une seule molécule est facile à caractériser, sa pureté est connue (supérieure à 98 %) et les impuretés présentes sont également identifiables. Son élimination est facile à vérifier et la reproductibilité de l'expérience biochimique ou biologique est par définition certaine, toutes choses étant égales par ailleurs.

C'est pourquoi la présente invention a pour objet un procédé d'inactivation de virus dans une solution contenant des protéines, caractérisé en ce que :

a) un liposaccharide appartenant à la famille des urethannes disubstitues de formule générale :

dans laquelle :

- R représente un radical alkyle linéaire comportant n atomes de carbone, n étant un entier compris entre 1 et 20, de préférence valant de 3 à 12, et

2

- R représente un aldohexose, éventuellement substitué, est additionné à ladite solution, b) le liposaccharide est ensuite éliminé de manière à récupérer la solution de protéines purifiée. Plus particulièrement, la présente invention a pour objet un procédé d'inactivation de virus utilisant un liposaccharide de formule :

dans laquelle :

- R est un alcane linéaire saturé comportant n atomes de carbone avec n compris entre 1 et 12,

- R ³ est H ou CH _V - R 4 et R 5 sont indé •pendamment H ou OH.

Les composés de formule I sont constitués d'un hexose sous forme pyrane qui peut être par exemple le D glucose, le D galactose ou lό( -méthyl D glucoside.

Les parties polaires et apolaires sont reliées par un groupe carbamyl. La partie hydrophobe est constituée par une chaîne alkyle plus ou moins longue.

De manière préférée, dans la formule II, R représente un alkyl en C7, OR est en positions , R représente H, R représente CH ,.

Le procédé de l'invention donne en particulier de bons résultats, quand il est réalisé avec un composé pour lequel, dans la formule

3 II telle qu 'elle est définie ci-dessus, R est un groupe CH-,, c'est-a-dire avec le 6-O-(N-heptylcarbamoyl)méthyl-<^ -D-glucopyranosιde, de formule :

Ces dérivés proviennent de la condensation de méthylglucose et d'heptanoyle isocyanate.

Leur synthèse est relativement peu coûteuse et peut s'effectuer avec un bon rendement, du fait de la faible formation de produits secondaires lors de la réaction, qui ne conduit pas à des mélanges d'isomères difficilement separables. Cette synthèse peut notamment être réalisée par le procédé décrit par Plusquellec et al., dans Anal. Biochem., 1989, J_79, 145- 153).

Une caractéristique de ce liposaccharide est sa faci l ité d'identification par spectroscopie UV, IR et RMN. Il se présente sous la forme de cristaux blancs. Il a un poids moléculaire égal à 335,6.

Sa concentration micellaire critique est de 19,5 m M, soit 6,5 g/1. Il pourra donc être éliminé facilement par dialyse ou ultra- fiitration.

L'analyse thermique différentielle à basse température (-70°C) jusqu'au point de fusion ( 108°-109°C) montre que ce dérivé ne présente pas de point de recristallisation ou de fusion dans l'intervalle -70°C à + 100°C, ce qui est un élément favorable pour la congélation et la lyophilisation de solutions contenant (III) contrairement aux dérivés de type Tween 80.

Dans un mode de réalisation préféré du procédé d'inactivation virale selon l'invention, le liposaccharide de formule I, II ou III est ajouté à la solution de protéines, de façon à obtenir une concentration finale comprise entre I mM et l OOmM.

On sait par exemple que le composé de formule III a une solubilité allant jusqu'à 60 g/1 dans les tampons usuels à 4°C.

Le liposaccharide, dans le procédé d'inactivation de virus selon l'invention, peut dans un mode particulier de mise en oeuvre, être additionné à la solution de protéines sous une forme à diffusion lente, par exemple adsorbée sur un support. En particulier, le liposaccharide pourra être adsorbé sur un support constitué de silice. Il pourra être éliminé, aprèsl'inactivation par fixation sur un support particulier ayant une affinité spécifique pour le di-carbamate, le résidu glucose ou le radical heptyl.

L'étude de la cytotoxicité de (III) rapportée à un témoin constitué de cholate de sodium et testé en culture cellulaire de lymphocytes a montré:

- une DC50 à 2,75 mmol/1 pour (III), comparé à la DC50 du cholate de sodium = 1,04 mmol/1. Cet essai est évalué par le bleu trypan après 72 heures de contact avec la culture cellulaire, (DC50 : dose cytotoxique 50)

- une DC50 mesurée après stimulation des lymphocytes pour 4 μg de phytohémagglutinine est observée à 0,96 mmol/1 pour (III) et 0,93 mmol/1 pour le cholate de Na.

La différence de comportement entre (III) et le cholate de Na pris comme substance de comparaison indique un mécanisme d'action différent de ceux habituellement rencontrés dans les études d'interaction détergent-membrane cellulaire. Outre, la délipidation de l'enveloppe des virus, on peut invoquer un mécanisme d'action plus complet, qui met en jeu de multiples liaisons entre une molécule de liposaccharide et une molécule de protéine membranaire. Il est utile de signaler la formation de liaisons hydrogènes entre la fonction carbamate et la fonction peptidique de la protéine membranaire.

De préférence, dans le procédé d'inactivation de virus selon l'invention, la température de contact est comprise entre 10°C et 60°C.

De manière préférée, le procédé selon l'invention est caractérisé en ce que, après un temps de contact fonction du type de virus à inactiver, et de préférence compris entre 15 minutes et 24 heures, le liposaccharide est retiré de la solution par un solvant non miscible à l'eau ; bien qu'il soit possible de le retirer par d'autres moyens notamment physiques tels que l'ultrafiltration, l'adsorption spécifique, la chromato- graphie de perméation, par exemple. Ce solvant non miscible à l'eau peut notamment être choisi dans le groupe comprenant le butanol, l'octanol, le chlorure de méthylène, l'acétate d'éthyle, le chloroforme, l'éther et l'acétate d'amyie.

En particulier, le procédé d'inactivation virale selon l'inven¬ tion est particulièrement adapté à une solution qui contient des protéines provenant du sang, du plasma, de placenta ou de tout liquide biologique humain ou animal.

Le procédé d'inactivation virale selon l'invention tel qu'il a été défini jusqu'ici peut s'appliquer à une solution de protéines contenant en outre des polypeptides, des glycopeptides, et des glycoprotéines. Parmi ies protéines d'intérêt extraites du sang ou du plasma sanguin, on peut citer notamment le complexe prothrombique, le facteur VIII, le facteur IX de l'hémostase, ies immunoglobulines, le fibπnogène, l'hémoglobine, l'interféron.

Le procédé selon l'invention s'appliquera également aux produits issus des techniques de la biologie moléculaire faisant appel à des cellules modifiées pouvant être infectées par des virus.

Enfin, le procédé d'inactivation virale selon l'invention pourra être caractérisé en ce que la solution à traiter contient des protéines ou des polypeptides obtenus par une technique de recombinaison génétique.

La présente invention concerne également des compositions comprenant un liposaccharide de formule I, II, ou III telle que définie précédemment et un véhicule pharmaceutique ent acceptable, utilisables en applications topiques pour le traitement d'affections virales, notamment causées par le virus de l'herpès.

Des essais d'inactivation virale ont été réalisés avec le liposaccharide (III) pour vérifier ses propriétés particulières.

Les exemples suivants sont destinés à illustrer l'invention sans aucunement en limiter la portée.

EXEMPLE I

Herpès simplex virus II (HSVII) est entretenu en culture cellulaire et les suspensions virales obtenues ont une dose infectieuse 50% (DI50) à une dilution de 10 ^~6 .

Les suspensions virales sont mises en contact avec 6,5g/l de (III) pendant l h, 2h, 4h à 30°C.

Des témoins positifs sont réalisés dans les mêmes conditions d'incubation sans addition de (III).

L'effet virucide de (III) est arrêté par dilution au 1/100e avec du milieu de culture sans virus. La concentration virale atteint alors 10^DI50 pour l'effet de dilution.

Résultats

Aucune activité virale de HSVII n'est détectée dans les cellules mises en culture avec la solution traitée par (III) après l h, 2h, 4h.

La suspension virale témoin présente un titre 10 DI50. L'inactivation de HSVII est obtenue dans cet essai à hauteur de 4 log minimum.

EXEMPLE II

Herpès Simplex Virus II (HSV II) de l'exemple I est incubé avec une solution de (III) à 5 g/1 en concentration finale dans son milieu de culture. Des prélèvements sont effectués à intervalles de temps 5, 10,

15, 30 et 60 minutes, puis titrés pour leur contenu en virus infectieux sur cellules réceptrices en culture.

Résultats

Aucune activité virale de HSVII n'est détectée après 1 5 minutes de contact de la suspension virale avec (III) à 5 g/i en concentration finale.

EXEMPLE III

Une solution de FVIII purifié contenant 36 U/ml extrait du plasma humain est mis en présence de (III) à différentes concentrations comprises entre 0 et 20 g/1 à température ambiante (22°C). Des prélèvements effectués à 0, 2 h, 4 h, 6 h, et 24 h sont titrés pour évaluer leur teneur en FVIII, sans élimination préalable de (III). Le FVIII purifié est dilué en l /10e pour l'essai de l'exemple III.

Les résultats figurent dans le tableau A :

Tableau A : FVIII coagulant en U/ml en fonction du temps T de contact avec (III) g/1 à 22°C.

Les résultats obtenus montrent la possibilité de doser le FVIII en présence de (III). L'évolution du FVIII à 20 g/1 est parallèle à celle du témoin 0 g/1 (III) entre 0 et 24 h.

(III) n'empêche pas l'activité du FVIII de baisser au cours du temps de conservation à l'état liquide.

Les différences entre la colonne témoin 0 g/1 de III et 20 g/1 de (III) ne sont pas significatives. EXEMPLE IV

Une solution de FVIII semi-purifié extraite du plasma humain est mise en présence de 0,5 et 10 g/i de (III).

La solution contient 8,2 U/ml de FVIII.

Ce produit est moins purifié que celui de l'exemple III.

Le tableau B résume les résultats obtenus.

H

* n.d. ≈ non dosable

Tableau B : stabilité du FVIII en présence de (III) au cours du temps à 22°C (exprimé en U/mi)

Le FVIII semi-purifié perd 55 % de son activité en présence de 5 g/1 de (III) en 20 heures de contact à 22°C.

Par rapport au témoin sans (III), la perte supplémentaire due à la présence de (III) est de 33 %. Ces résultats indiquent que le FVII I en présence de (III) suit une dégradation très voisine de celle du témoin en 20 h de contact. EXEMPLE V

Une solution de FVIII semi-puπfié est mise en présence de concentrations variables de (III). A titre de référence, on utilise le FVIII semi-puπfié traité par un procédé d'inactivation viraie à base d'un mélange solvant-détergent. (Tween 80 et tπ-h-butylphosphate). Le second témoin est constitué de la solution de FVIII semi-puπfié sans additif.

Le tableau C résume les résultats obtenus :

FEUILLE DE REMPLACEMENT

Tableau C : évolution du FVIII semi-purifié en U:ml en fonction de la concentration de (III) au cours du temps (0 et 20 h).

Par rapport au témoin FVIII sans additifs, la perte supplé- mentaire entraînée par 5 g/1 de (IIÎ) après 20 h de contact est de 17 %.

EXEMPLE VI

Dans le but d'étudier l'influencce de la température, on traite une solution de FVIII semi-purifié par le mélange TnBP/Tween 80 comme témoin et par (III) à raison de 2 g/1 à 28°C et 37°C.

Les résultats obtenus sont résumés dans le tableau D :

»__ N) o o

m Te cmmpp.. = ^* c 28-X_

m

D m

^:

Tableau D Influence de la température à 28°C et 37°C sur la stabilité du FVIII semi-purifié en présence de 2 g/1 de (III) exprimé en U/ml.

1 *

Les résultats indiquent que le FVIII semi-purifié conserve son activité en présence de (III) à 2 g/1 pendant 3 heures à 37°C.

EXEMPLE VII

Une solution de FVIII:C est obtenue par clonage dans des cellules d'ovaires de hamster chinois. L'ovaire de hamster chinois (CHO ⁾ maintenue en culture continue.

Le FVIIhC exprimé est isolé du milieu de culture et purifié. Il titre 1 U/ml.

Le FVIIhC ainsi purifié est dilué à raison de ml de solution de FVIIhC + 1 ml de solution de (III) à 50 g/1.

On obtient ainsi une solution de FVIII:C contenant 10 g/i de (III) en concentration finale.

Une partie de la solution ainsi constituée est dialysée contre une solution de chlorure de sodium à 9 g/1.

Un témoin est constitué par ml de solution de FVII C additionné de 1 ml de solution de chlorure de sodium à 9 g/1.

Après une heure de contact à température 20°C, le FVIIhC est dosé dans les trois échantillons.

Les résultats sont résumés dans le tableau E :

Tableau E : Influence de (II I) sur une. solution de FVIIhC obtenue par DNA re combinant.

Les résultats obtenus indiquent la bonne stabilité du FVIIhC en présence de (III) à 10 g/1 et la possibilité de doser l'activité coagulante de la solution contenant (III) ou ayant été dialysée pour éliminer (III).

EXEMPLE VIII

Une protéine de plasma humain présente une activité polyvalente à intérêts thérapeutiques : anti C 1 estérase, anti-kallicréine, anti-plasmine. De plus, cette protéine identifiée comme C 1 Inactivateur (ou inhibiteur de la C 1 estérase) peut également trouver sa place dans la thérapeutique substitutive (déficit congénital se traduisant par un neurangiome).

Un procédé a été mis au point pour extraire et purifier le C 1 Inactivateur à partir du plasma humain. Cependant, la protéine ainsi purifiée est difficile à pasteuriser 10 h à 60°C, sans recours à des stabilisants.

La protéine a donc été traitée d'une part avec le procédé solvant-détergent, d'autre part avec (III) à une concentration finale de 6,5 g/1 pendant 6 h à 2 °C, dans le but d'obtenir 1 'inactivation des virus éventuellement présents dans la matière première.

Les résultats obtenus figurent dans ies tableaux F et G, correspondant à deux essais de purification incluant une étape d'inacti¬ vation virale.

FEUILLE DE REMPLACEMENT

^• n m c m

D m a m

S

O m

H

Tableau F ^; Influence du procédé d'inactivation virale sur la purification de C 1 Inactivateur : Essai n° 1

V_J ho t )

O O O

m c m

_mo

2

Om mz

Tableau G ^; Influence du procédé d'inactivation virale sur la purification de C 1 Inactivateur : Essai n° 2

Les deux essais effectués montrent que le produit (III) ajouté en tant qu'inactivateur de virus ne compromet pas le rendement de purification du C 1 Inactivateur ni la pureté finale de la protéine.

Le tableau H montre l'influence du traitment d'inactivation virale sur les propriétés inhibitrices du C 1 Ina essayé sur trois enzymes : C 1 estérase, kailicréine, plasmine.

Le témoin est incubé 6 h à 2 °C mais ne contient aucun additif inactivant.

Tableau H : Influence du traitement d'inactivation virale sur la capacité inhibitπce du C 1 Inactivateur vis-à-vis de trois enzymes.

L'activité inhibitrice est exprimée en % de l'activité inhibitrice du C 1 Inactivateur purifié sans additif et dosé à To.

EXEMPLE IX

Dans le but d'extraire (III) d'un milieu aqueux, il est possible d'utiliser des techniques de dialyse, d'ultrafiltration de chromatographie de perméation, de chromatographie d'interactions hydrophobes, de chromato¬ graphie d'échange d'ions.

Une autre possibilité est d'extraire (III) par un système à deux phases non miscibles l'une aqueuse (A) l'autre organique (o). Le coefficient de partage de (III) entre les deux phases permet l'extraction sélective de (ni) du milieu aqueux, selon le solvant (o) choisi.

Le tableau 3 montre l'efficacité d'extraction de (III) à partir d'une solution aqueuse (A) contenant 6,5 g/1 de (III) et 9 g/1 de NI a Cl. L'extraction s'effectue en mettant en contact 50 ml de solvant (o) et 100 ml de solution aqueuse (A).

Tableau 3 : extraction de (III) par solvants non miscibles à l'eau.

EXEMPLE X Dans le but d'étudier l'efficacité du traitement de plasma par le liposaccharide (I), on a inoculé 10 ml de plasma frais avec une suspension de virus Herpès Aujeszky pour obtenir un titre final de 9 x 10 UFP/ml (titre théorique).

Le mélange est alors additionné du iιposacchaπde(I) à raison de 6,5 g/1 en concentration finale et incubé à 30° C _+ 1° C.

Des prélèvements sont effectués à intervalle de temps réguliers entre 5 minutes et 1 heures en vue de déterminer la cinétique d'inactivation du virus Aujeszky en milieu piasmatique.

EUILLE DE REMPLACEMENT

La mise en culture des prélèvements sur cellules Vero permet de déterminer ies titres de virus résiduel par la méthode des plages.

Des contrôles positifs et négatifs sont effectués dans la même expérience.

Le facteur de réduction calculé est supérieur à , mg en 5 minutes de traitement.

Les résultats de l'essai figurent dans le tableau K suivant :

M

O v_ . O

PSEUDORAGE FACTEUR DE

PORCINE ^* REDUCTION

Titre infectieux

ECHA^UONS UFP/ml lO

UFP/ml non toxique au m Produit de départ non infecté c 1 /40 m Virus stock utilisé pour l'expertise, dilué dans le 2,91. 10 ⁸

D m milieu de culture, congelé à -75 ± 5°C

_D m

S Virus stock utilisé pour l'expérience, dilué dans le 7.06. 10 ^{7 •} u milieu de culture laissé 1 heure à 30°C puis congelé à o -75 ± 5°C m m z Virus dilué dans le produit de départ et congelé 2,76. 10 ⁶ 6,44 à -75 ± 5°C

Virus dilué dans le produit de départ laissé 1 heure à 2,7. 10 ⁴ 4,43 2,01 30°C puis congelé à -75 ± 5°C

Tableau K : Etude de l'inactivation du virus de la pseudorage porcine (virus herpès d*aujeszky) au cours du traitement par liposaccharide hecameg à 30° C

u» N) o O

-n m c m o m

ZΏ m

S ^• Ό o m Les titres sont exprimés en Unités Formant Plages par millilitre (UFP/ml). Ils tiennent

__: compte de la limita de toxicité du produit sur les cellules utilisées pour le titrage. m z Les facteurs de réduction sont exprimés en log UFP. Ceux-ci sont calculés en tenant

H compte de la chute de titre due à la durée de l'expérience.

Tableau K ( Suite )