Zur Verfolgung unterschiedlicher Ziele ist es be- kannt, Biomoleküle, insbesondere Proteine oder Pepti- de, aber auch komplexe Moleküle mit Peptidstruktur- einheiten und Aminosäuren an Trägermaterialien, der so genannten festen Phase, zu binden. Die Trägermate- rialien sind unter den bestimmungsgemäßen, üblicher- weise wässrigen Lösungsbedingungen nicht löslich. Ein derartig mit einem Biomolekül funktionalisiertes Trä- germaterial wird verwendet, um weitere Biomoleküle, in der Regel ebenfalls Aminosäuren, Peptide, Proteine oder komplexe Moleküle beziehungsweise supramoleku- lare Systeme mit peptidischen Struktureinheiten, zu fixieren, anzureichern und/oder abzutrennen. Diese Moleküle bilden nach dem Konzept der Antigen-Antikör- per-Reaktion spezifisch und strukturselektiv Komplexe mit dem immobilisierten Biomolekül unter Ausbildung nichtkovalenter van-der-Waals-Bindungen und Wasser- stoffbrücken. Als Rezeptoreinheiten werden dabei Pep- tideinheiten und peptidische Sekundärstrukturelemente erkannt (U. Diederichsen, et al., Bioorganic Chemistry, Wiley-Verlag Chemie, Weinheim 1999, S. 221

ff ; G. Gauglitz et al., Proc. SPIE 4205 : Advanced Environmental and Chemical Sensing Technology, 2000, 10).

Die Immobilisierung des Biomoleküls auf dem Träger- material kann durch physikalische Adsorption erfol- gen, wobei die beteiligten Bindungskräfte hauptsäch- lich Wasserstoffbrücken und van-der-Waals-Kräfte sind, oder durch ionische Bindung aufgrund elektro- statischer Kräfte oder durch kovalente Anbindung durch chemische Umsetzung. Die kovalente Immobilisie- rung von Biomolekülen erfolgt üblicherweise an poly- meren Trägermaterialien oder Trägermaterialien, die eine polymere Oberfläche aufweisen. Für die kovalente Anbindung ist es ferner bekannt, das Biomolekül mit leicht aktivierbaren funktionellen Gruppen zu verse- hen, die in der Lage sind, eine chemische Bindung mit dem Trägermaterial einzugehen. Unter Zuführung der für die chemische Umsetzung erforderlichen Energie durch Erwärmung oder Belichtung mit energiereicher Strahlung werden aus der funktionellen Gruppe des Biomoleküls reaktive Zwischenstufen gebildet, die mit der Polymeroberfläche reagieren und auf dem Wege der kovalenten Anbindung die Aminosäure, das Peptid, das Protein oder das komplexe Molekül mit peptidischer Struktur immobilisieren.

Die WO 91/16425 sowie die US 5,853,744 beschreiben in diesem Zusammenhang den Einsatz azid-derivatisierter Biomoleküle, die bei Erwärmung oder Photolyse unter Stickstoffabspaltung Nitrene bilden, welche insbeson- dere durch kombinierte Abstraktions-und Insertions- reaktionen mit Polymeroberflächen reagieren und als

Amin gemeinsam mit dem Biomolekül immobilisieren. Die WO 91/16425 sowie Clemence et al. (Bioconjugate Chem.

1995,6,411-417) beschreiben ferner die Derivatisie- rung von Biomolekülen mit Diaziridinfunktionen, die nach Aktivierung und nachfolgender Dreiringöffnung sich an die Polymeroberfläche kovalent anbinden.

Darüber hinaus offenbart die EP 562373 A die Nutzung von epoxyderivatisierten polymeren Trägern zur kova- lenten Anbindung biochemischer Substanzen.

Es ist ferner bekannt, eine Sensibilisatorfähigkeit von Benzophenonstrukturen hinsichtlich der photoche- mischen H-beziehungsweise Protonenabstraktion (so- wohl H+ als auch H*) mit anschließender Rekombination der intermediären Radikale zur Immobilisierung von Aminosäuren und Peptiden zu nutzen. Dabei werden die zu immobilisierenden Rezeptoreinheiten (Aminosäure, Peptid) zusätzlich mit einer Benzophenonstruktur ver- sehen. Bei photochemischer Anregung dieses Konjugates in der Nähe einer Polymeroberfläche erfolgt H-bezie- hungsweise Protonenabstraktion (sowohl H als auch H*) vom Polymer beziehungsweise vom Peptid durch das angeregte Benzophenon verbunden mit der Bildung von Radikalen seitens des Polymers und/oder des Peptides, die sodann Kombinationsreaktionen eingehen. Im Ver- laufe dieser Radikalkombinationen wird die funktiona- lisierte, an das Polymer anzubindende Rezeptoreinheit zumindest teilweise an der Oberfläche des Polymers kovalent angebunden und damit das Biomolekül immobi- lisiert (M. Ulbricht et al., J. Membr. Sci. 1996, 120,239-259 ; US 5071529 ; J.-F. Clemence et al., Bioconjugate Chem. 1995,6,411-417).

Der Erfindung liegt die Aufgabe zugrunde, ein neues Verfahren zur Immobilisierung von Biomolekülen bereitzustellen, welches sich durch eine hohe Zuver- lässigkeit und eine gute Ausbeute auszeichnet, unter schonenden Bedingungen durchführbar ist und hinsicht- lich der einsetzbaren Trägermaterialien und Biomole- küle eine hohe Variabilität aufweist. Es soll ferner ein mit einem Biomolekül funktionalisiertes Träger- material zur-Verfügung gestellt werden,'welches mit dem Verfahren herstellbar ist.

Der erste Aspekt dieser Aufgabe wird durch ein Ver- fahren mit den Merkmalen des Anspruchs 1 gelöst. Das erfindungsgemäße Verfahren zur Immobilisierung von Biomolekülen, insbesondere von Aminosäuren, Peptiden, Proteinen oder Molekülen mit mindestens einer pepti- dischen Struktureinheit, umfasst die Schritte (a) Umsetzung des zu immobilisierenden Biomoleküls mit einer Linkerverbindung nach der allgemeinen Formel (I) unter Ausbildung einer kovalenten Bindung zwi- schen dem Biomolekül und der Cl-Position oder der Aminogruppe der Linkerverbindung, wobei R die Bedeutung OR4 oder NR4R5 hat ; Rl, R und Rs unab- hängig voneinander H, eine Alkylgruppe oder eine

Arylgruppe bedeuten ; R3 H, eine Alkyl-, eine Aryl-, eine Acyl-, eine Alkoxycarbonyl-oder eine Aryloxycarbonylgruppe bedeutet ; und die Alkyl-, Aryl-, Acyl-, Alkoxycarbonyl-und/oder Aryloxy- carbonylgruppe der Reste R1, R3, R4 und R5 unab- hängig voneinander substituiert oder unsubstitu- iert sind ; (b) Aufbringen des mit der Linkerverbindung verbun- denen Biomoleküls auf eine polymere Oberfläche eines Trägermaterials ; und (c) Bestrahlung der Oberfläche mit Licht des UV-vis- Spektralbereiches unter Ausbildung einer kovalen- ten Bindung zwischen der C4-Position der Linker- verbindung und der polymeren Oberfläche.

Die erfindungsgemäße Linkerverbindung lässt sich in ihrer einfachsten Struktur auf ein Glycin zurückfüh- ren, das an seiner C-Position mit einer 2-Oxo-ethyl- Einheit, über die letztendlich die kovalente Bindung an das Trägermaterial erfolgt, derivatisiert ist.

Abhängig von der Wahl der Reste 2 und R3 ergeben sich somit für die Anbindung des zu immobilisierenden Biomoleküls zwei funktionelle Gruppen.

Gemäß einer bevorzugten Ausgestaltung des Verfahrens ist die kovalente Bindung zwischen dem Biomolekül und der Linkerverbindung eine Peptidbindung, die wahl- weise entweder zwischen einem N-Terminus des Biomole- küls und der Cl-Position der Linkerverbindung und/oder zwischen einem C-Terminus des Biomoleküls und der Aminogruppe der Linkerverbindung gebildet

wird. Falls eine selektive N-oder C-terminale Anbin- dung des Biomoleküls an die Linkerverbindung ge- wünscht ist, kann diese durch Blockieren des N-Termi- nus beziehungsweise des C-Terminus des Biomoleküls und/oder der Cl-Position beziehungsweise der Amino- gruppe der Linkerverbindung mit chemischen Schutz- gruppen gesteuert werden. Die Verwendung chemischer Schutzgruppen zur regiospezifischen Reaktionsführung ist dem Fachmann geläufig. So lässt sich beispiels- weise seitens des Biomoleküls eine Protektion einer N-terminalen Aminogruppe durch Einbringung einer tert-Butoxycarbonylgruppe (Boc) erreichen. Die Boc- Gruppe kann im Anschluss an die Umsetzung mit der Linkerverbindung durch Hydrolyse von der Aminogruppe wieder entfernt werden. Seitens der Linkerverbindung kann eine Steuerung der Anknüpfung des Biomoleküls durch geeignete Auswahl der Reste R beziehungsweise R3 erfolgen, wobei ebenfalls die Aminofunktion durch eine Boc-Gruppe geschützt werden kann.

Als Trägermaterial und/oder polymere Oberfläche des Trägermaterials sind organische Polymere besonders geeignet. Hier kommen insbesondere Polypropylen, Polyethylen, Polysulfon, Polyethersulfon, Polystyrol, Polyvinylchlorid, Polyacrylnitril, Zellulose, Amylo- se, Agarose, Polyamid, Polyimid, Polytetrafluor- ethylen, Polyvinylidendifluorid, Polyester, Polycar- bonat, Polyacrylat, Polyacrylamid oder Derivate von diesen in Frage oder ein Copolymere oder Blends von diesen. Daneben können als Trägermaterial auch anor- ganische und/oder mineralische Materialien, insbeson- dere Glas, Silikate, keramische Materialien oder Metall, verwendet werden. Darüber hinaus ist die Ver-

wendung von Kompositen aus mindestens einem anorgani- schen und/oder mineralischen Material und mindestens einem organischen Polymer denkbar. Im Falle reiner anorganischer und/oder mineralischer Trägermateria- lien kann eine Beschichtung mit einem der genannten organischen Polymermaterialien erforderlich sein, um eine Anbindung zu ermöglichen.

Hinsichtlich seiner äußeren Gestalt kann das Träger- material in Form einer Membran, eines Films, einer Platte, einer Mikrotiterplatte, eines Reaktionsge- fäßes, eines Objektträgers, einer Faser, einer Hohl- faser, eines Vlieses, eines Gewebes, eines Pulvers, eines Granulates oder in Form von Partikeln vorlie- gen. Dabei kann das Trägermaterial jeweils eine poröse oder nichtporöse Struktur aufweisen. Es ist besonders bevorzugt vorgesehen, dass das Träger- material in Form einer Membran mit einer symmetri- schen oder asymmetrischen Porenstruktur vorliegt, wobei eine Porengröße im Bereich 1 nm bis 10 um liegen kann.

Das Aufbringen der Linkerverbindung nach Formel (II) auf das Trägermaterial beziehungsweise seine polymere Oberfläche, erfolgt in Abhängigkeit von der äußeren Form des Trägermaterials durch Tränken, Befeuchten oder Beschichten.

Die Belichtung der Oberfläche kann-obwohl nicht zwingend erforderlich-besonders vorteilhaft in Gegenwart eines Sensibilisators durchgeführt werden.

Auf diese Weise lässt sich eine Ausbeute der Photo- reaktion erhöhen. Die Bestrahlung erfolgt vorzug-

weise mit Licht des Wellenlängenbereiches von 250 bis 500 nm. Dabei hängt die Wahl der verwendeten Wellen- länge oder des Wellenlängenbereiches in erster Linie von dem Rest R1, der polymeren Oberfläche und dem Vorhandensein und der Art des Sensibilisators ab.

Geeignete Lichtquellen sind beispielsweise Laser, UV- Röhren oder Quecksilberdampflampen, wobei gegebenen- falls der Wellenlängenbereich durch Verwendung geeig- neter Filterw begrenzt werden kann. Die lichtiridu- zierte Kopplung von Molekülen an polymeren Ober- flächen ist beispielsweise aus der WO 91/16425 oder der EP 0 562 373 A2 bekannt und soll hier nicht näher erläutert werden.

Nach erfolgter photochemischer Umsetzung werden nicht umgesetzte Linkerverbindung, Nebenprodukte und gege- benenfalls der Sensibilisator durch Waschen mit Was- ser, einem organischen Lösungsmittel oder einem Lösungsmittelgemisch entfernt und das funktionali- sierte Trägermaterial getrocknet. Das getrocknete Produkt weist eine sehr gute Stabilität auf und kann bei Raumtemperatur über Wochen und Monate aufbewahrt werden.

Die der Erfindung zugrunde liegende Aufgabe wird ferner durch ein funktionalisiertes Trägermaterial mit den Merkmalen des Anspruchs 19 gelöst. Das funk- tionalisierte Trägermaterial umfasst eine polymere Oberfläche und mindestens ein an diesem über eine Linkerverbindung kovalent gebundenes Biomolekül gemäß der allgemeinen Formel (IV) oder (V)

in der P die polymere Oberfläche des Trägermaterials und M das über eine Aminogruppe (Formel IV) oder eine Carbonylgruppe (Formel V) an die Linkerverbindung gebundene Biomolekül bedeutet und R die Bedeutung OR4 oder NR4R5 hat ; Rl, R4 und R5 unabhängig voneinan- der H, eine Alkylgruppe oder eine Arylgruppe bedeu- ten ; R3 H, eine Alkyl-, eine Aryl-, eine Acyl-, eine Alkoxycarbonyl-oder eine Aryloxycarbonylgruppe bedeutet und die Alkyl-, Aryl-, Acyl-, Alkoxy- carbonyl-und/oder Aryloxycarbonylgruppe der Reste R, R3, R4 und R unabhängig voneinander substituiert oder unsubstituiert sind.

Das funktionalisierte Trägermaterial umfasst demnach ein immobilisiertes Biomolekül, welches über eine gegegebenenfalls substituierte 1-Oxo-2-amino-4-hydro- xybutyl-Einheit auf der polymeren Oberfläche des Trägermaterials kovalent gebunden ist. Dabei ist das Biomolekül entweder über seine Aminogruppe an der C1- Carbonylfunktion der Linkerverbindung oder über seine Carbonylgruppe an der Aminofunktion der Linkerverbin- dung peptidisch gebunden.

Bei dem Biomolekül kann es sich prinzipiell um jedes Molekül handeln, welches über eine für die Anknüpfung geeignete Aminofunktion und/oder eine endständige Carbonyl-beziehungsweise Carboxylfunktion verfügt.

Besonders bevorzugt handelt es sich bei dem Biomole- kül um eine Aminosäure, ein Peptid, ein Protein oder ein komplexes Molekül mit mindestens einer peptidi- schen Struktureinheit.

Das erfindungsgemäße funktionalisierte Trägermaterial kann besonders vorteilhaft für die Anreicherung, Ab- trennung und/oder Fixierung anderer Aminosäuren, Pep- tide, Proteine oder komplexerer Moleküle mit Peptid- struktureinheiten verwendet werden.

Weitere bevorzugte Ausgestaltungen der Erfindung ergeben sich aus den übrigen, in den Unteransprüchen genannten Merkmalen.

Die Erfindung wird nachfolgend in Ausführungsbeispie- len näher erläutert.

Figur 3 zeigt zunächst eine schematische Übersicht des Immobilisierungsverfahrens gemäß der Erfindung.

Die Linkerverbindung gemäß Formel (I) wird in einem ersten Schritt mit einem Biomolekül M, beispielsweise einem Peptid, umgesetzt. Hierfür ergeben sich zwei Anbindungsmöglichkeiten. Erstens kann die Anbindung über eine Aminogruppe des Biomoleküls, etwa den N- Terminus, an die Cl-Carbonyl-Position der Linker- verbindung (I) unter Entstehung der Verbindung gemäß der allgemeinen Formel (II) erfolgen. Alternativ oder parallel hierzu kann entsprechend dem unteren Zweig

der Figur die Anbindung über eine Carbonyl-bezie- hungsweise Carboxylgruppe des Biomoleküls, insbeson- dere dem C-Terminus, an die Aminogruppe der Linker- verbindung erfolgen, woraus sich eine Verbindung gemäß Formel (III) ergibt. Eine regiospezifische Steuerung kann, wie bereits erläutert wurde, durch Verwendung chemischer Schutzgruppen für die jeweils nicht anzubindenden Funktionen der Linkerverbindung und/oder des Biomoleküls erfolgen. In einem anschlie- ßenden Schritt wird die Verbindung nach Formel (II) und/oder (III) auf eine polymere Oberfläche P eines Trägermaterials, beispielsweise einer Membran, aufge- bracht und mit Licht einer geeigneten Wellenlänge bestrahlt. Unter Erzeugung eines mit dem Biomolekül funktionalisierten Trägermaterials gemäß Formel (IV) und/oder (V) entsteht eine kovalente Bindung zwischen der Linkerverbindung und der Oberfläche.

Beispiel 1 Das zu immobilisierende Peptid H-Ala-Ala-OH wurde als Alanylalanin-methylester-hydrochlorid 2 (7,2 g) mit 10 g L-N-Boc-2- (2-oxo-2-phenyl-ethyl)-glycin 1, das heißt mit einer Linkerverbindung der allgemeinen For- mel (I) (vergleiche Figuren 1, 3) mit R1-Phenyl, R2 = OR", R3 = t-Butoxycarbonyl (Boc) und R4 = H, und 12 g 0- (Benzotriazol-1-yl)-N, N, N', N'-tetramethyluro- nium-tetrafluoroborat in 300 ml Dichlormethan zusam- mengegeben.

Zu dieser Suspension wurden langsam bei 0°C (Eisküh- lung) 1,3 ml Ethyldiisopropylamin unter Rühren zuge- tropft. Die Suspension wurde auf Raumtemperatur

erwärmt und es wurde weiter gerührt, bis die Verbin- dung 1 nach dünnschichtchromatographischer Detektion (Kieselgel 60 F254, Laufmittel Dichlormethan/Methanol 10 : 1) nur noch in Spuren nachweisbar war (zirka 2 h).

Die Mischung wurde in einen Scheidetrichter gegeben und die organische Phase nacheinander mit je 500 ml Wasser, gesättigter Weinsäurelösung und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung extrahiert. Die organi- sche Phase wurde abgetrennt, mit Natriumsulfat getrocknet und das Lösungsmittel am Rotationsverdamp- fer entfernt. Es wurden zirka 15 g eines Harzes erhalten, das durch Flashsäulenchromatographie an Kieselgel 60 (Laufmittel Dichlormethan/Methanol 5 : 1) gereinigt wurde. Die Ausbeute an 2- [2- (2-tert-Butoxy- carbonylamino-4-oxo-4-phenyl-butyrylamino)-pro- <BR> <BR> pionylamino]-propìonsäuremethylester 3 (Boc-BzAla- Ala-Ala-OMe) betrug 13 g.

In eine 0,1 M Lösung von 2- [2- (2-tert-Butoxycarbonyl- amino-4-oxo-4-phenyl-butyrylamino)-propionylamino]- propionsäuremethylester 3, das heißt eine photoreak- tive Aminosäure der allgemeinen Formel (II) (verglei- che Figur 3) mit R1 = Phenyl, und R = t-Butoxycarbo- nyl (Boc), und dem N-terminal als Methylester gebun- denen Peptid H-Ala-Ala-OH als Biomolekül M in Dichlormethan wurde eine Polypropylen-Membran (Durch- messer 30 mm) 30 Minuten getaucht und anschließend im Hochvakuum bei 3'10"''Torr für 30 Minuten getrocknet.

Die Membran wurde 30 Minuten mit dem Licht einer HBO 500 im Abstand von 20 cm bei Einsatz eines Kanten- filters, der das Licht unterhalb 290 nm herausfil- tert, bestrahlt.

Die Membran wurde anschließend fünfmal mit insgesamt 150 ml Dichlormethan gewaschen und 30 Minuten im Hochvakuum bei 3-10-5 Torr getrocknet.

Der Nachweis der Peptidimmobilisierung entsprechend Formel (IV), in der die Reste Rl und R3 und das Biomolekül M die oben genannte Bedeutung besitzen, erfolgte durch Vergleich der FT-IR-Spektren für die Polypropylen-Membran vor und nach der Behandlung.

Beispiel 2 Eine Polypropylen-Membran (Durchmesser 30 mm) wurde in einer Glasschale, gefüllt mit einer 0,1 M Lösung von 2- [2- (2-tert-Butoxycarbonylamino-4-oxo-4-phenyl- <BR> <BR> butyrylamino)-propionylamino]-propionsäuremethylester 3 (hergestellt nach Beispiel 1), das heißt einer pho-

toreaktive Aminosäure der allgemeinen Formel (II) mit R1 = Phenyl und R3 = t-Butoxycarbonyl (Boc), und dem N-terminal als Methylester gebundenen Peptid H-Ala- Ala-OH in Benzol, 60 Minuten mit dem Licht einer HBO 500 im Abstand von 20 cm bei Einsatz eines Umlenk- spiegels und eines Kantenfilters, der das Licht un- terhalb 290 nm herausfiltert, bestrahlt.

Die Membran wurde anschließend einmal mit 50 ml Benzol und zweimal mit 50 ml Dichlormethan gewaschen und 30 Minuten im Hochvakuum bei 3-10-5 Torr getrocknet.

Der Nachweis der Peptidimmobilisierung entsprechend Formel (IV), in der die Reste R1 und R3 die oben genannte Bedeutung besitzen, erfolgte durch Vergleich der FT-IR-Spektren für die Polypropylen-Membran vor und nach der Behandlung.