INTRODUCTION La présente invention se rapporte au domaine de la chimie, et plus particulièrement à celui de la chimie des peptides. Elle a plus précisément po'ur objet des bioconjugués de dérivés peptidiques avec un bras auxiliaire fonctionnalisé.

La bioconjugaison implique le couplage de deux ou plusieurs entités chimiques pour former un nouveau complexe moléculaire possédant des propriétés différentes de celles de ses composants individuels. Des produits naturels ou synthétiques, dotés de propriétés pharmacologiques propres, peuvent ainsi tre combinés entre eux pour créer de nouvelles entités aux propriétés physicochimiques et pharmacologiques originales ou améliorées par rapport aux composés de départ.

Les applications de la bioconjugaison touchent tous les domaines de la médecine humaine, vétérinaire et les méthodes de diagnostic.

De nombreux agents de couplage de type homo-ou hétérobifonctionnels ont déjà été décrits et peuvent tre appliqués à la conjugaison de molécules aussi diverses que des acides aminés, des peptides, des protéines, des sucres, des oligosaccharides, des polysaccharides, des acides nucléiques, des oligonucléotides, des polynucléotides, des lipides, et à pratiquement toute molécule porteuse d'un groupe fonctionnel susceptible de former une liaison. Un effort considérable a été consacré ces dernières années à la synthèse de constructions antigéniques composées de deux molécules porteuses de messages différents. Good et a/.

[ (1987), Science 235, 1059-1062], ont par exemple synthétisé un peptide contenant des épitopes reconnus à la fois par les lymphocytes T auxiliaires et par les lymphocytes B. Bessler et Jung [ (1992) Res. Immunol. 5, 548-553] ont décrit des conjugués composés dun peptide et d'un immunostimulant. Hoffmann et a/. [ (1997) FEMS Immunol. Med. Microbiol. Microbiology 17, 225-234] ont décrit des conjugués

entre un lipopeptide et un peptide synthétique de la melittine. Ulrich et Myers [ (1995) Vaccine Design, Plenum Press, New York, 495-524], ont observé que la réponse immunitaire n'était efficace que'Ji i'haptène et l'adjuvant MPL (Monophosphoryl Lipid A) se trouvaient dans le mme liposome. lls ont discuté de la possibilité d'une liaison covalente entre l'adjuvant MPL et t'haptène. En effet un conjugué hapiltène-adjuvant <BR> <BR> <BR> pourrait s'avérer tre très efficace comme adjuvant de vaccination Ikeda et al.<BR> <P>[ (1999) Chem. Pharm. Bull., 47 (4), 563-568] ont présenté une synth t analogue structurel du Lipid A et un antigène tumoral de nature peptidique et démontré in vitro une activité mitogénique.

Ce concept de conjugaison pourrait tre valable aussi pour des protéines ou mme des couples protéines-polysaccharides. En effet, il est connu que des polysaccharides utilisés seuls comme vaccin, n'induisent qu'une réponse immunologique faible chez les enfants de moins de 5 ans, parce que la réponse ne dépend pas des cellules T [Gotschlich et al., (1977) ; Antibodies in Human Diagnosis and Therapy, Peltola et al., (1977), Pediatrics 60, 730-737]. Au contraire, des polysaccharides liés aux protéines vecteurs (carrier) donnent une réponse immunologique beaucoup plus forte. Ce phénomène a été découvert en 1931 par Avery et Goebel [(1931), J. Exp. Med. 54, 437-447]. Divers vaccins développés ces<BR> <BR> <BR> <BR> dernières années témoignent du progrès dans ce domaine. On mentionnera en particulier les vaccins contre Haemophilus influenzae et divers sérotypes de Streptococcus pneumoniae [Powell et Newman, (1995), Vaccine Design Plenum Press, New York]. Pour ces derniers, un vaccin multivalent a été développé [Sood et Fattom, (1998), Exp. Opin. Invest. Drugs 7 (3), 333-347].

Des perspectives nouvelles s'ouvrent avec un complexe composé d'un adjuvant lié à l'unité polysaccharide-protéine. La technologie de synthèse chimique de bioconjugués est bien développée et permet aujourd'hui de réaliser une multitude de projets inconcevables il y a quelques années, en utilisant les nombreux réactifs homo-ou hétérobifonctionnels disponibles et les procédures de conjugaison décrites dans une vaste littérature [Hermanson, (1996), Bioconjugate Techniques, Academic Press, New York].

C'est ainsi que par exemple on pourrait citer la méthode de l'amination réductrice [Roy et al., (1984), Canad. J. Biochem. Cell. Biol. 62, 270-279 ; Hermanson, (19g95),<BR> <BR> <BR> p. 472] permettant la conjugaison d'une molécule porteuse d'une fonction aldéhyde, avec une amine primaire présente sur un peptide ou une protéine, avec un conjugué protéine-polysaccharide ou avec un pharmacophore. Cette réaction conduit à la formation d'une dialkylamine très stable.

DESCRIPTION DE L'INVENTION L'invention a plus précisément pour objet des pseudodipeptides dérivés d'acides aminés fonctionnalises, dont les fonctions amine libres sont amidifiées par des acides gras et dont l'une des extrémités est porteuse d'un bras auxiliaire fonctionnalisé. <BR> <BR> <BR> <BR> <P>Elle a spécifiquement pour objet des pseudodipeptides N-acylés borteurs d'un<BR> <BR> <BR> <BR> groupement acide sous forme neutre ou chargée à l'une des extrémités'du pseudodipeptide et porteurs à l'autre extrémité d'un bras auxiliaire fonctionnalisé, répondant à la formule générale 1. dans laquelle Ri et R2 représentent chacun un groupe acyle dérivé d'un acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou insaturé, linéaire ou ramifié, non-substitué ou portant un ou des substituants choisis parmi les groupes hydroxyle, alkyle, alkoxy, acyloxy, amino, acylamino, acylthio et (alkyle en Cl- ! : C24) thio les descripteurs m, n pouvant prendre une valeur variant de 0 à 10 les descripteurs p, q pouvant prendre une valeur variant de 1 à 10 X et Z représentent un groupe acide sous forme neutre ou chargée ou un bras auxiliaire fonctionnalisé, avec la limitation que l'un au moins des substituants X ou Z représente un bras auxiliaire fonctionnalisé,

Y représente O ou NH, Le groupe acide X ou Z sera choisi de préférence parmi les groupements : -carboxyle -carboxy [(C1-C5)alkoxy] -carboxy [ (CI-C5) alkylthio] -phosphono [ (CI-C5) alkoxy] -phosphono [ (Cl-C5) alkylthio] -dihydroxyphosphoryloxy [(C1-C5)alkoxy] -dihydroxyphosphoryloxy -hydroxysulfonyloxy -hydroxysulfonyl [(C1-C5) alkoxy] -hydroxysulfonyl [(C1-C5)alkylthio] -hydoxysulfonyloxy [(C1-C5)alkoxy] -hydoxysulfonyloxy [(C1-C5)alkylthio] Le groupe auxiliaire en X ou Z sera de formule générale (II) A-(CO)r-(CH2)s-W (II) A pouvant tre O, S ou NH le descripteur r pouvant prendre une valeur de 0 ou de 1 le descripteur s pouvant prendre une valeur variant de 1 à 10 W pouvant tre choisi de préférence parmi les groupements : -formyle -acétyle -cyano -halogéno-amino -bromo ou iodo-acétamido -acylamido -diacylimido -sulfhydryle -alkylthio -hydroxyle

-acyloxy -vinyle -éthynyle -carboxyle libre ou sous forme d'ester, d'anhydride mixte, d'amide ou d'hydrazide -azido -thiocyano Lorsque les substituants X ou Z représentent un groupe acide sous fdrme neutre, il s'agit de la forme carboxylique, sulfonique, phosphonique ou phosphorique libre.

Lorsqu'il s'agit d'un groupe acide sous forme chargée il s'agit de la forme carboxylique, sulfonique, phosphonique ou phosphorique salifiée, notamment par addition d'une base minérale ou organique, de préférence thérapeutiquement compatible. Lorsque les bases ne sont pas thérapeutiquement compatibles, elles peuvent servir de moyen d'identification, de purification ou de dédoublement.

Parmi les bases salifiantes thérapeutiquement compatibles on citera notamment les bases alcalines comme les hydroxydes de sodium, de potassium, de lithium, les sels d'ammonium ; les bases alcalino-terreuses comme les hydroxydes de calcium ou de strontium, les sels de magnésium, les sels de métaux ferreux et similaires, les bases<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> organiques comme celles dérivées d'amines primaires, secondaires ou tertiaires des aminoacides à réaction basique comme la lysine ou l'ornithine ou des sucres aminés.

Des bases non utilisables thérapeutiquement sont par exemple la brucine, la strychnine, la N-méthylglucosamine ou la N-méthylmorpholine. Comme indiqué ci- dessus les sels en découlant serviront comme moyen de séparation ou d'identification.

Lorsque m est égal à 1 et n est égal à 0, la molécule peut dériver de la serine ou de I'acide aspartique. Lorsque m est égal à 2 et n est égal à 0, la molécule peut dériver de t'homosérine ou de I'acide glutamique Lorsque Y = NH, p est égal à 3 et q est égal à 1, il peut s'agir d'u dérivé de la citrulline ou de l'ornithine ou de I'arginine.

Lorsque p est égal à 4 et q est égal à 1, il peut s'agir d'un dérivé de l1homoargEhine ou de la lysine Lorsque le substituant X ou Z représente le groupe auxiliaire de forrhule générale (ici)<BR> O-CO- (CH2) S-W le descripteur s pouvant prendre une valeur variant de 1 à 10, mais plus particulièrement 4, 5 ou 6 W sera choisi de préférence parmi les groupements : -formyle -amino -hydroxyle Parmi les pseudodipeptides objet de l'invention, on retiendra particulièrement comme composés actuellement préférés les composés de formule générale IV : dans laquelle Ri et R2 représentent chacun un groupe acyle dérivé d'un acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou insaturé, linéaire ou ramifié, non-substitué ou portant un ou plusieurs substituants choisis dans le groupe formé de hydroxyle, alkyle, alkoxy, acyloxy, amino, acylamino, acylthio et (alkyl en Ci -C24) thio les descripteurs m, n pouvant prendre une valeur variant de 0 à 10 les descripteurs p, q pouvant prendre une valeur variant de 1 à 10 et dans laquelle X est un carboxyle ou un radical dihydroxyphosphoryloxy ou un groupe carboxy [(C1-C5) alkoxy] ou carboxy [(C1-C5) alkylthio] et dans laquelle Z est un radical 6-aminohexanoyloxy, un radical 6-oxohexanoyloxy, un radical 6- hydroxyhexanoyloxy ou un radical 6, 7-dihydroxyheptanoyloxy L'invention concerne en particulier à titre de composés actuellement préférés :

-I'acide N-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartique, a-N-{(4R)-5- hydroxy-4-[(R)-3-hydroxytétra-decanoylamino] pentyl} amide et ses sels d'addition avec une base minérale ou organique -le 3- [ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3-hydroxytétra décanoylamino]-décan-1, 10-diol 1-dihydrogénophosphate 10- (6-oxohexanoate) et ses sels d'addition avec une base minérale ou organique -I'acide N-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartique, oc-N-{(4R)- <BR> <BR> <BR> <BR> 5-hydroxy-4-[(R)-3-hydroxytétra-decanoylamino] pentyl} amide 5-0-(6-oxohexanoate) et ses sels d'addition avec une base minérale ou organique -le 3- [ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3-hydroxytétra- décanoylamino]-décan-1, 10-diol 1-dihydrogéno-phosphate (6-aminohexanoate) et ses sels d'addition avec une base minérale ou organique -le 3-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oXo-5-aza-9-[ (R)-3-hydroxytétra décanoylamino]-décan-1, 10-diol 1-dihydrogéno-phosphate 10- (6-hydroxyhexanoate) et ses sels d'addition avec une base minérale ou organique <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> -le 2-[(R)-3-dodécanoylOxytétradécanoylamino]-4-(dihydroxypho sphoryloxy) butanoate de {2- [ (R)-3-hydroxyoxytétradécanoylamino]-5- (6-oxohexyl) amino} pentyle et ses sels d'addition avec une base minérale ou organique La définition de Ri et R2 englobe des dérivés acyles à chaîne de longueur variable allant de 2 à 24 atomes de carbone, identiques ou différents, ramifiés ou en chaîne droite, saturés ou insaturés, pouvant porter un ou plusieurs substituants choisis dans le groupe formé par un alkyle, amino, acylamino, hydroxyle, alkoxy, acyloxy, acylthio et alkylthio.

Parmi les groupements acyle concernés, ceux dérivés de l'acide aurique, de I'acide 3-hydroxymyristique, de l'acide 3-lauryloxymyristique, de l'acide

3-myristyloxymyristique et de I'acide 3-palmityloxymyristique sont ceux actuellement préférés.

Les composés suivants de formule générale I sont porteurs d'un bras auxiliaire et sont désignés sous le nom de code suivant : OM-197-FV7 : X = dihydroxyphosphoryloxy, Y = NH, Z = auxiliaire 6-oxohexanoylloxy, R1 = 3-lauryloxy-myristyle, R2 = 3-hydroxymyristyle, m = 2, n= 0, p = 3, q = 1 i OM-287-AC5 : X = dihydroxyphosphoryloxy, Y = NH, Z = auxiliaire 6-amino- hexanoyloxy, R1 = 3-lauryloxymyristyle, R2 = 3-hydroxymyristyle, m = 2, n= 0, p = 3, q=1 OM-197-MC-FV6 : X = carboxyle, Y = NH, Z = auxiliaire 6-oxohexanoyloxy, R1 = 3-lauryloxymyristyle, R2 = 3-hydroxymyristyle, m = 1, n = 0, p = 3, q = 1 OM-197-FV8 : X = dihydroxyphosphoryloxy, Y = NH, Z auxiliaire 6-hydroxyhexanoyloxy, R1 = 3-lauryloxymyristyle, R2 = 3-hydroxymyrisityle, m = 2, n =0, p=3, q=1 OM-144-FP9 : X = dihydroxyphosphoryloxy, Y = O, Z = auxiliaire (6-oxohexyl) aniino, R1 = 3-lauryloxymyristyle, R2 = 3-hydroxymyristyle, m = 2, n= 0, p = 1, q = 3 OM-112-FV7 : X = carboxyméthoxy, Y = NH, Z = auxiliaire 6-oxohexanoyloxy, R1 = 3-lauroyloxymyristyle, R2 = 3-hydroxymyristyle, m = 1, n= 0, p = 3, q = 1 OM-212-AH1 : X = carboxyméthylthio, Y = NH, Z = auxiliaire 7-aminoheptanoyloxy, R1 = 3-myristoyloxymyristyle, R2 = 3-hydroxymyristyle, m =1, n = 0, p = 3, q = 1 OM-312-FV7 : X =-O-CH2-CH (COOH) 2, Y = NH, Z = auxiliaire 6-oxohexanoyloxy, R1 = 3-lauryloxymyristyle, R2 = 3-hydroxymyristyle, m=1, n=0, p=3, q=1

OM-412-BA7 : X = dihydroxyphosphoryloxy, Y = NH, Z auxiliaire <BR> <BR> <BR> <BR> 6-(bromoacétamido) hexanoyloxy, R1 = 3-lauryloxymyristylet R2 i = 3-hydroxymyristyle, m = 2, n = 0, p = 3, q = 1 OM-512-FV7 : X = dihydroxyphosphoryloxy, Y = NH, Z = auxiliaire 6-oxohexanoyloxy, R1 = 3-hydroxymyristyle, R2 = 3-lauryloxymyristyle, m = 2, n = 0, p = 3, q = 1 Ces composés, se distinguent par des propriétés pharmacologiques intéressantes, notamment immunomodulatrices. Ils trouvent un intért particulier dans la préparation de compositions vaccinales en tant que conjugués de manière covalente avec des antigènes de nature polypeptidique ou polysaccharidique ou sur des composés constitués de polypeptides conjugués à des polysaccharides. Ils peuvent tre utilisés notamment dans la prévention des infections d'origine virale, microbienne et protozoaires ou dans la thérapie de certaines maladies autoimmunes.

Ils trouvent également une utilisation comme vecteur de moleCUle d'intért thérapeutique par leurs propriétés d'association non-covalente selon le caractère plus ou moins hydrophile ou hydrophobe de leur bras auxiliaire. Leur propriétés chimiques qui permettent de les coupler chimiquement avec des molécules d'intért thérapeutique, de mme que leur caractère amphiphile favorise les formulations et le transport des molécules qui leur sont associées vers les récepteurs membranaires, ainsi que vers les parois et le cytoplasme cellulaires.

Ils peuvent tre utilisés également seuls ou en association covalente ou non avec une molécule d'intért thérapeutique par voie orale, parentérale, rectale, topique, percutanée ou permuqueuse.

Ils peuvent tre utilisés seuls ou en association covalente ou non avec une molécule d'intért thérapeutique par incubation extratemporanément ex vivo avec des cellules sanguines afin de rendre les cellules immunocompétentes avant de les réinoculer in vivo par voie parentérale.

Les molécules montrent des propriétés semblables, en tant qu'adjuvants du système immunitaire utilisés par exemple pour la vaccination, en association covalente ou non avec les antigènes appropriés, contre des maladies d'origine virale, parasitaire,

microbienne et fongique. Ces molécule conjuguées ou non peuvent tre en outre utilisées dans la thérapie de certaines maladies autoimmunes.

Par contre, certains des composés selon l'invention montrent des propriétés différentes dans leur capacité à induire la production de cytokines ou la maturation des cellules souches immunocompétentes provenant des organes hématopoiétiques et lymphoides.

Certains des composés selon l'invention favorisent la maturation et la différenciation des monocytes en cellules dentritiques fonctionnelles, en présence ou en absence de l'antigène approprié et contribuent ainsi à renforcer l'immunitél humorale et cellulaire.

Les composés selon l'invention sont particulièrement intéressants d fait de leur faible toxicité. Ils sont utilisés en association covalente ou non avec des antigènes dans la prévention ou la thérapie de maladies infectieuses chez I'homme et chez l'animal à des doses qui varient de 0. 005 mg à 100 mg par prise unitaire et de 0. 005 à 200 mg par jour selon les indications.

La présente invention a également pour objet un procédé d'obtention des pseudodipeptides N-acylés porteurs d'un groupement acide sous forme neutre ou chargée à l'une des extrémités du pseudodipeptide et porteurs à l'autre extrémité d'un auxiliaire fonctionnalisé, répondant à la formule générale 1, qui consiste en ce qu'on bloque les fonctions amine en position (q+1) et YH en position o d'un acide aminé so-fonctionnalisé par des réactifs de blocage orthogonaux, on soumet la fonction carboxylique restée libre à l'action d'un agent réducteur pour former l'alcool correspondant, on libère la fonction amine en position (q+1) que t'onjacyte à t'aide d'un dérivé fonctionnel d'un acide carboxylique de formule RZOH dans laquelle R2 est défini comme précédemment, puis libère la fonction terminale pour obtenir I'amino alcool fonctionnalisé de formule générale V dans laquelle Y représente HO ou préférablement NH2,

R2 représente un groupe acyle dérivé d'acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou non-saturé, non-substitué ou portant un ou plusieurs substituants définis comme ci-dessus, p et q représentent chacun un nombre entier variant de 1 à 10 que l'on condense en présence d'un agent de condensation peptidique dans un solvant inerte, avec un dérivé d'un acide aminé w-fonctionnalisé de formule généra ! e vi dans laquelle Ri est un groupe acyle dérivé d'un acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou non-saturé, non-substitué ou portant un ou plusieurs substituants définis comme précédemment, m et n est un nombre entier variant de 0 à 10 et X est un groupe acide défini comme précédemment qui peut tre sous forme estérifiée pour former le pseudodipeptide de formule générale Vll dans laquelle les substituants Ri, R2, et les descripteurs m, n, p et q sont définis comme précédemment, dont on peut-si désiré-substituer, alkyler ou acyler la fonction alcool terminal libre par un réactif de substitution, d'alkylation ou d'acylation de formule générale VIII, A- (CO),- (CH2) s-W (ViIl) A pouvant tre un groupe partant, une fonction OH, SH ou NH2 le descripteur r étant de préférence 1, mais pouvant prendre également une valeur deO

le descripteur s étant compris de préférence entre 2 et 6, mais pouvant prendre ; une valeur variant de 1 à 10 W étant choisi de préférence parmi les groupements,-formyle,-acéyle,-cyario,- halogéno,-amino,-bromo ou iodoacétamido,-acylamido,-diacylimido,-sulfhydryle,- alkylthio,-hydroxyle,-acyloxy,-vinyle,-ethynyle,-carboxyle libre ou présent sous forme d'ester, d'anhydride mixte, d'amide ou d'hydrazide,-azido,-thiocyano ou leurs précurseurs. dans laquelle et les substituants X, Y, Z, Ri, R2, n, m, p et q ont les significations fournies antérieurement, si nécessaire en présence d'un agent de couplage, et de le soumettre à une hydrogénation catalytique ou à un autre processus de déprotection de façon à obtenir le dérivé de formule générale) L'invention concerne aussi un procédé d'obtention des phosphopseudodipeptides de formule générale IV dans laquelle Ri et R2 représentent chacun un groupe acyle dérivé d'un acide <BR> <BR> <BR> carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou insaturé, linéaire ou<BR> ramifié, non-substitué ou portant un ou plusieurs substituants choisis dans) le groupe<BR> <BR> formé de hydroxyle, alkyle, alkoxy, acyloxy, amino, acylamino, acyltho et (alkyl en C1-C24) thio les descripteurs m, p et q pouvant prendre une valeur allant de 1 à 10 le descripteur n pouvant prendre une valeur allant de 0 à 10

dans laquelle X et Z représentent chacun un groupement acide ou un auxiliaire fonctionnalise, caractérisé en ce qu'on bloque les fonctions amine en position (q+1) et en o d'un acide diamine de formule H2N (CH2) pCHNH2 (CH2) q 1COOH par des réactifs de blocage labiles par acidolyse et hydrogenolyse, respectivement, soumet la fonction carboxylique restée libre à l'action d'un agent réducteur pour former l'alcool correspondant, libère la fonction amine en (q+1) que l'on acyle à l'aide d'un dérivé fonctionnel d'un acide carboxylique de formule R20H dans laquelle R2 est défini comme précédemment, puis libère la fonction amine terminale par Dydrogénoiyse pour obtenir t'amino alcool de formule générale IX dans laquelle R2 représente un groupe acyle dérivé d'acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou non-saturé, non substitué ou portant un ou plusieurs substituants définis comme ci-dessus, p et q représentent un nombre entier variant de 1 à 10 que l'on condense en présence d'un agent de condensation peptidique dans un solvant inerte avec un dérivé d'acide aminé-hydroxylé de formule générale VI dans laquelle Ri est un groupe acyle dérivé d'un acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou non-saturé, non substitué ou portant un ou plusieurs substituants m est un nombre entier variant de 1 à 10 n est un nombre entier variant de 0 à 10 et X est un groupe dialkyloxy-ou diaryloxy-phosphoryloxy de formule

pour former le pseudodipeptide de formule générale X dans laquelle les substituants RI, R2 et les descripteurs m, n, p et 0 sont définis comme précédemment, et R est un radical labile par hydrogénolyse, dont on peut-si désiré-substituer, alkyler ou acyler la fonction alcool terminal libre par un réactif de substitution, d'alkylation ou d'acylation de formule générale VIII, A- (CO) r- (CH2) s-W (VIII) A pouvant tre un groupe partant, une fonction OH, SH ou NH2 le descripteur r étant de préférence 1, mais pouvant prendre également une valeur de 0 le descripteur s étant compris de préférence entre 2 et 6, mais pouvant prendre une valeur variant de 1 à 10 W étant choisi de préférence parmi les groupements,-formyle,-acetyle,-cyano,- halogéno,-amino,-bromo ou iodoacétamido,-acylamido,-diacylimido,-sulfhydryle,- ut alkylthio"-hydroxyle,-acyloxy,-vinyle,-ethynyle,-carboxyle libre ou sous forme d'ester, d'anhydride mixte, d'amide ou d'hydrazide,-azido,-thiocyano ou leurs précurseurs, si nécessaire en présence d'un agent de couplage, et de le soumettre à une hydrogénation catalytique ou à un autre processus de déprotection de façon à obtenir le dérivé de formule générale XI

dans laquelle les substituants W, Ri, R2, m, n, p, q, r, s ont les significations fournies antérieurement.

L'invention concerne aussi un procédé d'obtention des phosphopseudodipeptides de formule générale Xll dans laquelle Ri et ? 2 représentent chacun un groupe acyle dérivé d'un acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou insaturé, linéaire ou ramifié, non-substitué ou portant un ou plusieurs substituants choisis dans le groupe formé de hydroxyle, alkyle, alkoxy, acyloxy, amino, acylamino, acylthio et (alkyl en Ci -C24) thio les descripteurs m, p et q pouvant prendre une valeur allant de 1 à 10 le descripteur n pouvant prendre une valeur allant de 0 à 10 dans laquelle X et Z représentent chacun un groupement acide ou un auxiliaire fonctionalisé qui consiste en ce qu'on bloque les fonctions amine en position (q+1) et en o3 d'un acide diamine de formule H2N (CH2) pCHNH2 (CH2) q 1COOH par des réactifs de blocage labiles par acidolyse et hydrogénolyse, respectivement, soumet la fonction carboxylique restée libre à faction d'un agent réducteur pour former l'alcool correspondant, libère la fonction amine en (q+1) que l'on acyle à I'aide d'un dérivé fonctionnel d'un acide carboxylique de formule RZOH dans laquelle R2 est défini comme précédemment, libère la fonction amine terminale par hydrogénolyse puis alkyle la fonction amine avec un triflate d'alkyle m-fonctionnatisé pour obtenir I'amino alcool de formule générale XIII

dans laquelle R2 représente un groupe acyle dérivé d'acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou non-saturé, non substitué ou portant un ou plusieurs substituants définis comme ci-dessus, p et q représentent un nombre entier variant de 1 à 10 le descripteur s étant compris de préférence entre 2 et 7, mais pouvant prendre une valeur variant de 1 à 10 que l'on condense en présence d'un agent de condensation dans un solvant inerte avec un dérivé d'acide aminé co-hydroxyté de formule générale VI dans laquelle Ri est un groupe acyle dérivé d'un acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou non-saturé, non substitué ou portant un ou plusieurs substituants m est un nombre entier variant de 1 à 10 n est un nombre entier variant de 0 à 10 et X est un groupe dialkyloxy-ou diaryloxy-phosphoryloxy de formule (RO) z P-O 0 pour former le pseudodipeptide de formule générale XIV dans laquelle les substituants Ri, R2 et les descripteurs m, n, p, q et s sont définis comme précédemment, et R est un radical labile par hydrogénolyse, puis le soumettre à une hydrogénation catalytique ou à un autre processus de déprotection de façon à obtenir le dérivé de formule générale XV

W étant choisi de préférence parmi les groupements,-formyle,-acétyle,-cyano,- halogéno,-bromo ou iodoacétamido,-acylamido,-diacylimido,-acyloxy,-vinyle,- ethynyle,-carboxyle libre ou sous forme d'ester, d'anhydride mixte, d'amide ou d'hydrazide,-azido,-thiocyano ou leurs précurseurs. dans laquelle les substituants W, Ri, R2, m, n, p, q, r, et s ont les significations fournies antérieurement.

L'invention concerne aussi un procédé d'obtention des carboxypseudodipeptides de formule générale IV dans laquelle Ri et R2 représentent chacun un groupe acyle dérivé d'un acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou insature, linéaire ou ramifié, non-substitué ou portant un ou plusieurs substituants choisis dans le groupe formé de hydroxyle, alkyle, alkoxy, acyloxy, amino, acylamino, acylthio et (alkyl en Cl-C24) thio les descripteurs m, p et q pouvant prendre une valeur allant de 1 à 10 le descripteur n pouvant prendre une valeur allant de 0 à 10 dans laquelle X et Z représentent chacun un groupement acide ou un auxiliaire fonctionnalisé qui consiste en ce qu'on bloque les fonctions amine en position (q+1) et en m d'un acide diamine de formule H2N (CH2) pCHNH2 (CH2) q 1COOH par des réactifs de blocage labiles par acidolyse et hydrogénolyse, respectivement, soumet la fonction carboxylique restée libre à l'action d'un agent réducteur pour former l'alcool correspondant, libère la fonction amine en (q+1) que l'on acyle à l'aide d'un dérivé fonctionnel d'un acide carboxylique de formule R20H dans iaqueite Rz est défini

comme précédemment, puis libère la fonction amine terminale par hydrogéno, lyse pour obtenir I'amino alcool de formule générale IX dans laquelle R2 représente un groupe acyle dérivé d'acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou non-saturé, non substitué ou portant un ou plusieurs substituants définis comme ci-dessus, p et q représentent un nombre entier variant de 1 à 10 que l'on condense en présence d'un agent de condensation peptidique dans un solvant inerte avec un dérivé fonctionnel d'#-carboxy amino acidé de formule générale VI dans laquelle Ri est un groupe acyle dérivé d'un acide carboxylique ayant de 2 à 24 atomes de carbone, saturé ou non-saturé, non substitué ou portant un ou plusieurs substituants m est un nombre entier variant de 1 à 10 n est un nombre entier variant de 0 à 10 et X est un radical RO-CO- pour former le pseudodipeptide de formule générale XVI

dans laquelle les substituants RI, R2 et les descripteurs m, n, p et q sont définis comme précédemment, et R est un groupe labile par hydrogénolyse comme par exemple le groupe benzyle, dont on peut-si désiré-substituer, alkyler ou acyler la fonction alcool terminal libre par un réactif de substitution, d'alkylation ou d'acylation de formule générale VIII, A- (CO) r (CH2) s-W (V)))) A tre un groupe partant, une fonction OH, SH ou NH2 le descripteur r étant de préférence 1, mais pouvant prendre également une valeur de 0 le descripteur s étant compris de préférence entre 2 et 6, mais pouvant prendre une valeur variant de 1 à 10 W étant choisi de préférence parmi les groupements,-formyle,-acétyle,-cyano,- halogéno,-amino,-bromo ou iodoacétamido,-acylamido,-diacylimido,-sulfhydryle,- alkylthio,-hydroxyle,-acyloxy,-vinyle,-ethynyle,-carboxyle libre ou sous forme d'ester, d'anhydride mixte, d'amide ou d'hydrazide,-azido,-thiocyano ou leurs précurseurs, si nécessaire en présence d'un agent de couplage, et de le soumettre à une hydrogénation catalytique ou à un autre processus de déprotection de façon à obtenir le dérivé de formule générale XVII dans laquelle les substituants W, RI, R2, m, n, p, q, r, s ont les significations fournies antérieurement.

La stéréochimie des centres porteurs de groupes acylamino est déterminée par la configuration des acides aminés de départ et celle des groupes acylamino par la

configuration des acides gras de départ. On peut partir d'un diamino acide de configuration L ou D ou racémique. On peut partir d'un acide aminé hydroxylé de configuration L, D ou racémique. Tous ces stéréoisomères ou diastéréoisomères des composés de formule générale I ou IV ou Xll, font partie de l'invention.

De façon générale, les composés de l'invention sont préparés par le couplage entre la fonction acide d'un acide aminé N-acylé-fonctionnalisé et la fonction amine d'un amino alcool résultant de la réduction du carboxyle d'un acide diamine mono-N- acyle, puis de la 0-acylation ou-alkylation de la fonction alcool restée libre afin d'introduire un auxiliaire fonctionnalisé, qui peut tre éventuellement modifié après accrochage afin d'exposer une fonction réactive. La déprotection du produit final libère une fonction acide.

Dans une méthode actuellement préférée pour préparer les composés de l'invention (Figure 1), 1'acide aminé-fonctionnalisé est un acide a-amine w-hydroxylé tel que la serine ou I'homoserine, qui est soumis à une séquence de réactions de N-protection (par exemple sous la forme de dérivé t-butoxycarbonyle), formation d'un ester benzylique par O-alkylation du carboxylate et phosphorylation de la fonction OH afin d'introduire un groupe phosphate protégé. Les groupes protecteurs typiques des phosphates peuvent tre des groupes phényle, benzyle ou o-xylyle. Le phényle est le groupe actuellement préféré. La fonction amine est ensuite libérée par élimination du groupe protecteur (par exemple par traitement du dérivé t-butoxycarbonyle avec de I'acide trifluoroacétique), puis acylée avec un dérivé activé d'un acide gras, de préférence un dérivé de I'acide 3-hydroxytétradécanoique tel que I'acide 3- dodécanoyloxytétradécanoique. La forme activée peut tre un chlorure d'acyle, un ester activé, un anhydride mixte ou tout autre espèce permettant la formation de la liaison amide. L'ester benzylique est ensuite eliminé par hydrogénolyse sélective pour donner un acide carboxylique portant un groupe acylamido en position a et un groupe (RO) 2P (O) 0- en position co.

Le partenaire de la réaction de couplage peptidique est obtenu de préférence à partir d'un a, co-diaminoacide tel que l'ornithine ou la lysine par une séquence de réactions de protection sélective de la fonction amine en position, par exemple sous la forme

de dérivé benzyloxycarbonyle, par l'intermédaire d'un complexe de cuivre selon une méthode décrite dans [Organic Preparations and Procedures International (1992), 23, 191-194], élimination du complexe de cuivre et protection de la fonction amine en position a, par exemple sous forme de dérivé t-butoxycarbonyle. D'autres groupes protecteurs peuvent tre utilisés. La fonction carboxylique libre est réduite en alcool primaire en utilisant par exemple le complexe borane-dimethylsulfure ou par le traitement d'un anhydride mixte préformé par le borohydrure de sodium, selon une méthode décrite dans [Tetrahedron Letters (1991), 32, 923-92]. La fonction amine en position a est libérée (par exemple par traitement avec I'acide trifluoroacétique), puis N-acyle avec un dérivé activé d'un acide gras, de préférence un dérivé de I'acide 3-hydroxytétradécanoique tel que I'acide 3- benzyloxytétradécanoique. Si nécessaire, la fonction OH libre est protégée a ce stade, par exemple sous forme d'éther de benzyloxyméthyle. La fonction co-amino est libérée par traitement avec un réactif compatible avec les autres groupes protecteurs présents, par exemple par hydrogénolyse sélective dans un solvant hydroxylique contenant de la triéthylamine si le groupe protecteur est un benzyloxycarbonyle.

Dans la méthode de synthèse actuellement préférée, I'amine ainsi obtenue est couplée avec I'acide carboxylique a-acylaminé-phosphorylé préparé comme décrit plus haut en présence de IIDQ ou d'un autre réactif de couplage peptidique, pour donner un pseudodipeptide phosphorylé protégé. Ce produit est O-acylé sur la fonction hydroxyle restée libre avec un acide w-fonctionnalisé tel que I'acide 6- hepténoique en présence de EDCI ou d'un autre agent d'esterification. (Figure 4). La fonction alcènyle de cet ester est soumis à une réaction de dihydroxylation en présence de tétroxyde d'osmium en quantité catalytique ou stoechiométrique, puis les groupes protecteurs du phosphate et de la fonction hydroxyle éventuellement présente sous forme d'éther de benzyle, sont éliminés par hydrogénolyse en présence d'un catalyseur approprié. Dans la dernière étape, le diol vicinal est soumis à une oxydation périodique pour exposer une fonction aldéhyde.

Alternativement, le produit de couplage peptidique est O-acylé avec un dérivé d'un acide. o-aminoalkanoique, tel que I'acide 6-benzyloxycarbonylaminohexanoique

(Figure 10). Le produit ainsi obtenu est soumis à une réaction de déprotection complète par hydrogénolyse en présence de catalyseurs appropriés ce qui fournit un pseudodipeptide portant un auxiliaire aminoalkanoyle.

Dans une seconde méthode préférée, le partenaire acide de la réaction de couplage peptidique est dérivé de I'acide aspartique ou eventuellement de l'acide glutamique (Figure 2). Le dérivé de I'acide aspartique est obtenu par N-acylation de la fonction amine du p-benzy ! ester de cet acide aminé avec un acide gras, préférablement un dérivé d'un acide gras 3-hydroxylé tel que I'acide 3-dodécanoyloxytétnadécanoique, en présence d'un agent d'acylation. Ce produit est couplé avec I'amino alcool du type décrit ci-dessus, puis le pseudodipeptide ainsi obtenu est soumis à une réaction d'hydrogenolyse en présence de charbon palladié ou un autre catalyseur pour donner le pseudodipeptide portant une fonction acide carboxylique.

Alternativement, la fonction hydroxyle du pseudodipeptide obtenu dans le paragraphe précédent est acylée avec un acide co-fonctionnalisé. Préférablement, cet acide est un acide co-alcénoique ou un acide-aminoalkanoique. Avec l'acide hepténoique (Figure 7), le pseudodipeptide conduit au dérivé O-hepténoyle qui est soumis successivement aux réactions de dihydroxylation en présence de tétroxyde d'osmium, puis de déprotection et d'oxydation periodique.

Dans une troisième méthode préférée, I'amino alcool obtenu à partir de l'ornithine ou de la lysine comme décrit plus haut, est alkylé avec un triflate d'co-alcényle, préférablement le triflate de hept-6-ényle (Figue 14). Le couplage de cette amino alcool portant une amine secondaire avec I'acide a-acytaminé o-phosphoryté décrit plus haut en présence de EDCI ou d'un autre agent d'acylation fournit un ester. Le groupe alcényle est ensuite soumis à une réaction de dihydroxylation en présence de tétroxyde d'osmium, puis les groupes protecteurs sont éliminés par hydrogénolyse en présence de catalyseurs appropriés, et la fonction diol vicinal oxydée par le periodate de sodium pour exposer une fonction aldéhyde réactive.

Dans une quatrième méthode préférée (Figure 16), un dérivé N-protégé de la serine, par exemple le dérivé p-methoxybenzyloxycarbonyle préparé selon une méthode

décrite dans [Synthesis (1989), 36-37], est O-alkylé avec le bromoacétate de benzyle. Le groupe protecteur de la fonction amine est éliminé, par exemple par traitement avec de l'acide trifluoroacétique dans le dichlorométhane, et la fonction amine est N-acylée, préférablement avec un dérivé d'un acide gras 3-hydroxyle tel que I'acide 3-dodécanoyloxytétradécanoique, en présence d'un agent a'acylation ou en utilisant le chlorure d'acide ou toute autre forme activée de I'acide gras. Le dérivé N-acylé O-alkylé de la serine ainsi obtenu est couplé avec l'amino alcool décrit plus haut (Figure 1) en présence d'un agent de couplage peptidique tel que le IIDQ, puis la fonction OH libre est acylée avec un acide alkanoique co-fonctionnalisé en présence d'un réactif comme un carbodiimide. Préférablement, cet acide fonctionnalise est un acide-alcénoique ou un dérivé d'un acide-aminoalkanoique.

Par exemple, avec l'acide hept-6-énoique, le pseudodipeptide conduit au dérivé O- (6-hepténoyle) qui est soumis successivement aux réactions de dihydroxylation en présence de tétroxyde d'osmium, puis de dépotection par hydrogénolyse et d'oxydation periodique.

Dans une cinquième méthode actuellement préférée, l'acide aminé de départ est la cystéine ou ('homocysteine (Figure 17). Par exemple, la cystéine est $-alkylée avec le bromoacétate de p-méthoxybenzyle, puis N-acylée, préférablement avec un dérivé d'un acide gras 3-hydroxylé tel que I'acide 3-tetradécanoyloxytétradécanoique, en présence d'un agent d'acylation ou en utilisant le chlorure d'acide ou toute autre forme activée de I'acide gras. Le dérivé S-alkylé et N-acylé de la cystéine ainsi obtenu est couplé avec le 5-amino-2-[(R)-3-hydroxytétradécanoylamino] pentan-1-ol en présence de IIDQ ou d'un autre agent de couplage peptidique. La fonction libre OH primaire est ensuite 0-acyle avec un acide alkanoique-fonctionnalisé, utilisé sous la forme d'un ester activé comme un ester O-benzotriazolyle. Préférablement, cet acide est un acide w-aminoalkanoique tel que I'acide 7- (p- methoxybenzyloxycarbonylamino) heptanoique. Le produit ainsi obtenu est soumis à une réaction de déprotection complète en milieu acide aqueux ce qui fournit un pseudodipeptide portant un auxiliaire 7-aminoheptanoyle.

Dans un autre méthode préférée (Figure 18), le dérivé N-p- méthoxybenzyloxycarbonyle de la serine est O-alkylé avec le méthylènemalonate de dibenzyle en milieu alcalin. Le groupe protecteur de l'amine est éliminé par traitement avec un acide, puis la fonction amine ainsi libérée est N-acylée,

préférablement avec un dérivé d'un acide gras 3-hydroxylé tel que I'acide 3- dodécanoyloxytétradécanoique, en présence d'un agent d'acylation ou en utilisant le chlorure d'acide ou toute autre forme activée de l'acide gras. Le dérivé N-acylé O- alkylé de la serine ainsi obtenu est couple avec I'amino alcool décrit plus haut (Figure 1) en présence de IIDQ ou de tout autre agent de couplage peptidique. Le pseudodipeptide est ensuite O-acylé sur la fonction OH libre avec un acide alkanoique (D-fonctionnalisé. Préférablement, cet acide est un acide o-aicénoique ou un dérivé d'un acide (o-aminoalkanoique. Par exemple, avec !'acide hept-6-énoique, le pseudodipeptide conduit au dérivé 0- (6-hepténoyle) qui est soumis successivement aux réactions de dihydroxylation en présence de tétroxyde d'osmium, puis de déprotection par hydrogénolyse et d'oxydation périodique, pour conduire au dérivé portant un auxiliaire 6-oxohexanoyle et un groupe malonyle.

Dans une méthode alternative également préférée (Figure 19), le dérivé 6- aminohexanoyle décrit plus haut (Figure 10) est N-acylé avec un groupe bromoacétamido en utilisant par exemple l'ester O-succinimidyl de l'acide bromoacétique comme agent d'acylation. Cette réaction fournit un dérivé portant un auxiliaire 6-(bromoacétamido) hexanoyle.

Dans une huitième méthode préférée (Figure 20), 1'ester benzylique de I'homoserine O-phosphorylée (voir Figure 1) est N-acylé avec l'acide 3-benzyloxytétradécanoique, préférablement en utilisant I'anhydride mixte préparé à partir de l'acide 3- benzyloxytétradécanoique et du chloroformiate d'isobutyle. L'ester de benzyle est ensuite hydrogénolysé de façon sélective comme décrit plus haut. Le dérivé eo-N- benzyloxycarbonyle du diamino alcool dérivé de l'ornithine (voir Figure 1) est Na- acyle avec I'acide 3-dodécanoyloxytétradécanoique, en présence d'un agent de couplage ou en utilisant un ester activé ou une autre forme activée de l'l, acide gras, et la fonction co-amino est libérée par hydrogénolyse sélective. Cette amin : e est couplée avec le dérivé N- (3-benzyloxytétradécanoyl) O- (diphényl-oxyphosphoryl) de t'homosérine en présence de IIDQ ou d'un autre agent de couplage peptidique. Le pseudodipeptide ainsi obtenu est O-acylé avec un acide alkanoique co-fonctionnalisé par exemple en présence d'un carbodiimide. Préférablement, cet acide est un acide -alcénoique ou un dérivé d'un acide co-aminoalkanoique. Par exemple, avec I'acide hept-6-énoique, le pseudodipeptide conduit au dérivé 0-(6-hepténoyle) qui est soumis successivement aux réactions de dihydroxylation en présence de tétroxyde

d'osmium, puis de déprotection par hydrogénolyse en présence de catalyseurs appropriés et d'oxydation periodique, pour conduire au dérivé portant un auxiliaire 6- oxohexanoyle.

L'invention concerne encore les produits intermédiaires de formule générale V, Vi, IX, XIII, sous forme énantiomériquement pure ou sous forme de mélange de stéréoisomères.

L'invention concerne encore les compositions pharmaceutiques renfermant à titre de principe actif au moins un composé de formule générale 1, sous forme neutre ou chargée, en association ou en mélange avec un excipient ou un véhicule inerte, non toxique, pharmaceutiquement acceptable.

L'invention concerne plus particulièrement les compositions pharmaceutiques renfermant à titre de principe actif au moins un sel d'un composé de formule générale 1, avec une base minérale ou organique thérapeutiquement compatible.

L'invention concerne encore les compositions pharmaceutiques à base d'un composé de formule générale 1, sous forme énantiomériquement pure ou sous forme de mélange de stéréoisomères, en association ou en mélange avec un excipient ou un véhicule pharmaceutique.

Parmi les formes pharmaceutiques envisagées on pourra citer celles qui conviennent pour la voie digestive, parentérale, par inhalation, topique, transdermique ou permuqueuse comme par exemple les comprimés, les dragées, les gélules, les solutés ou suspensions injectables, les aérosols, les gels, les emplâtres ou les solutés pénétrants.

De préférence les composés selon l'invention peuvent tre greffés sur un antigène pour moduler la réponse immunitaire ou tre également greffés sur un pharmacophore pour améliorer son action thérapeutique ou son ciblage et tre utilisés par la voie injectable sous forme de conjugués sous forme de solutions ou de

suspensions aqueuses, éventuellement neutralisées par une amine ou une hydroxyalkylamine.

Les exemples suivants, présentés dans les Figures 1 à 56, illustrent l'ihvention sans toutefois la limiter.

EXEMPLE 1 PREPARATION DES INTERMEDIAIRES DE SYNTHESE 1. 1. 1-(Diphényloxyphosphoryloxy)-3 [(R)-3-dodécanoyloxyfétra- décanoylamino]-4-oxo-5-aza-9-[(R)-3-benzyloxytétradécanoy lamino]- décan-10-ol (Figure 1).

1. 1. 1. Acide 4- (diph6nvloxvphosphoryloxy)-2- [ (R) 3-dod6canoyloxyt6tra- décanoylaminol butanofque a. N-Terbutvloxvcarbonvl-DL-homosérine A une solution de bromohydrate d'homosérine (2 g ; 16. 78 mmol) dans H20 (20 ml) sont additionnés une solution de NaOH 1M (16. 78 ml) puis du carbonate de césium (3. 01 mg ; 9. 23 mmol). Après 5 minutes d'agitation, la solution est refroidie dans un bain d'eau et de glace. Sont alors ajoutés du dioxane (60 ml) et du pyrocarbonate de terbutyle. Le mélange réactionnel est maintenu sous agitation dans un bain d'eau glacée pendant 1 heure puis à température ambiante pendant 5 heures. Le solvant est évaporé sous vide et le résidu sec est employé directement pour l'étape suivante. b. N-Terbutyloxycarbonyl-DL-homosérinate de benzvle Au résidu obtenu ci-dessus est ajouté diméthylformamide (20 ml) et on effectue une évaporation à siccité. Sont ensuite ajoutés au mélange réactionnel du diméthylformamide (60 ml) et du bromure de benzyle (4. 5 mi ; 20. 13 mmol). II se forme alors un précipité blanc. Le mélange est maintenu sous agitator pendant 16 heures. Le solvant est évaporé sous vide et le résidu est épuisé avec de l'acétate d'éthyle (2x20 ml). La phase organique est lavée avec H20 (20 ml) puis avec une solution saline (20 ml). Après séchage sur MgS04, le solvant est évaporé et le résidu est utilisé tel quel pour t'étape suivante.

c. N-Terbutyloxycarbonyl-O- (diphényloxyphosphoryl)-DL-homosérinate de benzvle A une solution du résidu sec de l'étape précédente dans CH2CI2 (60 ml) est ajouté le 4- (N, N-Diméthylamino) pyridine (DMAP) (4. 11 g ; 33. 56 mmol). Le mélange réactionnel est agité pendant 10 minutes. Sont alors ajoutés la pyridine (12 ml) et le chlorophosphate de diphényle (6. 95 ml ; 33. 56 mmol). La solution est agitée à température ambiante pendant 18 heures puis lavée avec HCl 1N (5 X 20 ml), H20 <BR> <BR> <BR> (30 ml) puis avec une solution saline (30 ml). La phase organique est séchée sur<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> MgSO4, le solvant est évaporé sous vide. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution hexane/acétate d'éthyle 4/1) permet de recueillir le produit phosphorylé (7. 49 g ; 82. 4%) sous forme d'un solide cristallin. PF : 63. 5-64. 0 °C. d. O- (Diphénvyphosphorvl)-DL-homosérinate de benzyle, sel trifluoroacétique.

Une solution du produit phosphoryle de l'étape précédente (7. 88 g ; 15. 4 mmol) dans l'acide trifluoroacétique (15 ml) est agitée à température ambiante pendant 2. 5 heures. Le solvant est évaporé sous vide poussé et une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution MeOH/CH2CI2 10/1) permet de recueillir le sel trifluoroacétique de l'amine déprotégée (7. 17 g ; 88. 9%) sous forme d'un solide cristallin. PF = 73. 0-73. 5°C. e. 2-r (R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino1-4-(diphénVloXvpho sphorVloxy)- butanoate de benzole Une solution de I'acide (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoïque (4. 284 g ; 10. 07 mmol ; 1éq) obtenu selon la méthode décrite dans [Bull. Chem. Soc. Jpn 60 (1987), 2205- 2214], dans du THF (30 ml) est préparée et est refroidie jusqu'à-15°C. Sont alors ajoutés la N-méthylmorpholine (1. 108 ml ; 10. 07 mmol ; 1éq) et le chloroformiate d'isobutyle (1. 31 ml ; 10. 07 mmol ; 1éq). Le mélange réactionnel est agité pendant 30 minutes à-15°C. Est ensuite ajoutée une solution de O- (diphényloxyphosphoryl)- DL-homosérinate de benzyle (5. 724 g, 10. 07 mmol ; 1 eq) dans un mélange THF/Et3N (30 ml/5 ml). Après agitation pendant 18 heures à température ambiante, le solvant est évaporé sous vide. Le résidu est dilué avec H20 (20 mi) et est extrait avec de l'acétate d'éthyle (2 x 30 ml). Les phases organiques sort combinées, lavées successivement avec de l'eau (20 ml) et avec de la saumure (20 ml), puis

séchées sur MgS04 avant d'tre évaporées. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution hexane/acétate d'éthyle 2/1) permet de recueillir l'ester benzylique attendu (7. 455 g ; 87%) sous forme d'un solide cristallin. PF = 31. 0°-32. 1°C. 1H-RMN (CDCI3, 250 MHz), # en ppm : 7. 4-7, 1 (m, 15H) ; 6. 90 (2d, 1H, 3J = 7. 6 Hz, NH) ; 5. 3-5. 1 (m, 3H) ; 4. 7 (m, 1H) ; 4. 35 (m, 2H) ; 2. 45 (m, 2H) ; 2. 4-2. 1 (m, 4H) ; 1. 6 (m, 4H) ; 1. 4-1. 1 (m, 34H) ; 0. 9 (t, 6H). 13C-RMN (CDCI3, 63 MHz), 8 en ppm : 173. 01 ; 171. 08 ; 169. 66 ; 150. 18 (d, 2JP, C=7. 1 Hz) ; 135. 01 ; 129. 60 ; 128. 33 ; 128. 14 ; 127. 96 ; 125. 21 ; 119. 80 (d, 3JP, c=5. 0 Hz) ; 70. 69 ; 67. 05 ; 65. 19 (d, 2JP, c=5. 6 Hz) ; 49. 13 ; 40. 97 ; 40. 77 (2 diast.) ; 34. 20 ; 33. 98 ; 33. 82 ; 31. 70 ; 29. 42 ; 29. 34 ; 29. 14 ; 28. 94 ; 25. 01 ; 24. 77 ; 22. 47 ; 13. 91. f. Acide 4- (diphén loxyphosphorvloxy)-2-f (R)-3-dodécanoyloxvtétradécanoylaminol butanoïque Une solution de l'ester benzylique obtenu précédemment (2. 23 g ; 2. 6 mmol) dans du MeOH qualité HPLC (300 ml), dans un ballon à trois tubulures, est hydrogénée en présence de 10% Pd sur charbon (1 g) à température ambiante et sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 1 heure. Le catalyseur est élimine par filtration, et le filtrat est évaporé pour fournir un sirop incolore. Celui-ci est homogène en chromatographie sur couche mince et en RMN, et a été utilisé directement sans purification supplémentaire pour l'étape de couplage ; Rf = 0. 75 (CH2CI2/MeOH/Et3N 10/1/0. 5). 1H-RMN (CDCI3, 250 MHz), # en ppm : 7. 4-7. 1 (m, 10H) ; 6. 85 (d, 1H, NH) ; 5. 15 (m, 1H) ; 4. 6 (m, 1H) ; 4. 35 (m, 2H) ; 2. 45 (m, 2H) ; 2. 4-2. 15 (m, 4H) ; 1. 6 (m, 4H) ; 1. 4-1. 1 (m, 34H) ; 0. 9 (t, 6H). 13C-RMN (CDCI3, 63 MHz), 8 en ppm : 173. 35 ; 173. 30 (2 diast.) ; 172. 75 ; 170. 37 ; 150. 0 (d, 2JP, c=7. 5 Hz) ; 129. 55 ; 125. 28 ; 119. 71 (d, 3JP, c=4. 4 Hz) ; 70. 78 ; 65. 65 (d, 2JP, c=5. 9 Hz) ; 49. 00 ; 40. 77 ; 40. 63 (2 diast.) ; 34. 13 ; 33. 86 ; 33. 76 ; 31. 59 ; 29. 31 ; 29. 25 ; 29. 03 ; 28. 82 ; 24. 88 ; 24. 68 ; 22. 36 ; 13. 76.

1. 1. 2. (2R)-5-Amino-2-f (R)-3-benzyloxvtétradécanoylaminol-pentan 1-ol a. Sel de cuivre de la D-ornithine A une solution de D-ornithine (5, 25 g ; 30 mmol) dans du NaOH 1N (30 ml), est ajoutée une solution de sulfate cuivrique pentahydraté (3. 814 g ; 15. 3 mmol) dans

H20 (50 ml). Après 2 heures d'agitation à température ambiante, le solvant est évaporé à siccité. Du méthane) (60 ml) est alors additionné au résidu pour former un solide de couleur pourpre qui est séparé, puis lavé successivement au dioxane et au méthanol pour tre utilisé directement dans l'étape suivante b. (2R)-2-Amino-5- (benzyloxycarbonylamino)-pentanoate de cuivre Le solide pourpre est dissout dans un mélange de NaOH 1 N (40 ml) et de dioxane (70 ml). Le mélange réactionnel est refroidie dans un bain d'eau glacée et on ajoute ensuite le chloroformiate de benzyle (5. 14 mi ; 36 mmol). Après 3 heures d'agitation dans un bain d'eau glacée, puis 15 heures à température ambiante, le précipité pourpre est récupéré par filtration puis lavé successivement avec Etc ; à 95 Old, (40 ml), H20 (50 mi) et EtOH (60 ml). Le précipité est séché à l'étuve (Tl 45° C, sous vide) ; le rendement en deux étapes est de 8. 27 g, soit 93 % par rapport à la théorie (Référence : Organic Preparations and procedures international 23 (1992) 191-194). c. Acide (2R)-5-(benzyloXvcarbonvlamino)-2-(terbutyloxywarbonylamino) Pentanolque Le sel de cuivre obtenu précédemment est dissout dans une solution de HCI 2N (400 ml), puis est ajouté l'acide éthylènediaminotétraacétique (EDTA) (8. 15 g ; 27. 8 mmol). Après 2. 5 heures d'agitation, le pH est neutralisé à 7 en ajoutant du NaOH 5N (environ 160 ml). II se forme un précipité blanc. Le mélange est alors agité pendant 2 heures 30 dans un bain d'eau glacée. Le précipité est filtré, lavé à l'eau froide jusqu'à ce que I'effluant soit incolore, puis séché à l'étuve en dessous de 60°.

Ce solide est dissout dans du NaOH 1N (156 mi) et la solution refroidie au bain <BR> <BR> d'eau glacée. Est ensuite ajouté à cette solution du pyrocarbonate de terbutyle<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> (7. 7g ; 35. 2 mmol) dans le dioxane (160 ml). Le mélange réactionnel est agité à 0° C<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> pendant 45 minutes puis pendant 16 heures à température ambiante. Le solvant organique est évaporé et le résidu est dissout dans de l'acétate d'éthyle (70 ml). La phase aqueuse est ensuite acidifiée par addition d'HCI 2N jusqu'à pH ~3, lavée avec AcOEt (100 ml). Les phases organiques sont combinées et lavées avec H20 (30 ml) et avec une solution saline (30 ml), puis évaporées sous vide. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution CH2CI2/MeOH 20/1) permet de recueillir le produit attendu sous forme d'une huile incolore (Rdt : 8. 42g en deux étapes soit 76. 7 % de la théorie) (Rf = 0. 19 CH2CI2/MeOH 20/1).

d. (2R)-5- (Benzyloxvcarbonvlamino)-2- (terbutvlox carbonylamino) pentan-1-ol A une solution froide (-15° C) du dérivé de I'acide diamino pentanoïque obtenu ci- dessus, (5. 45 g ; 14. 8 mmol) dans du THF (60 ml), sont ajoutés la N- méthylmorpholine (1.65 ml ; 14.8 mmol) et le chloroformlate d'isobutylé (9.6ml;14.8 mmol). Le mélange réactionnel est agité à -15°C pendant 1 minute puis est ajoutée une solution de borohydrure de sodium (5. 1 g ; 44. 6 mmol) dans 10 m d'eau. Après une agitation à-15° C pendant 10 minutes H20 (400 ml) est additionné au mélange pour arrter la réaction. La solution est ensuite lavée avec AcOEt (100 mi X 2). Les phases organiques sont combinées et lavées avec H20 (50 ml), une solution saline (60 ml), puis séchées sur MgS04. Le solvant est évaporé et le résidu est cristallisé dans un mélange AcOEt/hexane pour conduire au produit cristallin attendu (4. 94 g ; 94. 9 %). PF = 47. 5-48° C. e. (2R)-5- (Benzvloxycarbonylamino)-2-amino-pentan-1-ol, sel trifluoroacétique Une solution du (2R)-5- (benzyloxycarbonylamino)-2- (terbutyloxycarbonylamino)- pentan-1-ol obtenu ci-dessus (6. 32 g ; 18 mmol) dans I'acide trifluoroacétique (25 ml) est préparée puis agitée pendant 2. 5 heures à température ambiante. Le solvant est ensuite évaporé et une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution MeOH/CH2CI2 10/1) permet de recueillir le sel trifluoroacétiqub sous forme d'une huile (5. 45 g ; 82. 7 %). Le chlorhydrate fond à 133. 0-134. 3° C (recristallisation du méthanol). f. (2R)-5-Benzvloxvcarbonvlamino)-2-f (R)-3-benzvlox etradecanovlaminolpentan- 1-ol A une solution refroidie à-15° C d'acide (R)-3-benzyloxytétradécanoïque (5. 27 g ; 15. 8 mmol) [Bull. Chem. Soc. Jpn, 60 (1987), 2197-2204] dans le THF (30 ml), sont ajoutés la N-méthylmorpholine (1. 89 ml ; 15. 8 mmol) et le chloroformiate d'isobutyle (2. 21 mi ; 15. 8 mmol). Après agitation à-15° C pendant 30 minutes, est additionnée une solution du sel trifluoroacétique obtenu précédemment (15. 25 g ; 14. 4 mmol) dans un mélange THF/Et3N (30 ml/1. 44 ml). L'agitation est poursuivie à température <BR> <BR> <BR> ambiante pendant 16 heures puis le mélange réactionnel est dilué avec H20 (30 ml)<BR> <BR> <BR> <BR> et AcOEt (60 ml). La phase organique est séparée et la phase aqueuse lavée avec

AcOEt (60 ml). Les phases organiques sont combinées et lavées avec 6 H20 (30 mi) <BR> <BR> <BR> et avec une solution saline (30 ml) puis séchées sur MgS04 avant d'tre évaporées<BR> <BR> <BR> <BR> sous vide Le résidu est recristallisé dans un mélange AcOEt/hexane pour fournir le produit attendu sous forme cristalline (5. 8 g ; 71. 2 %). PF = 117. 5°- 118° C. Rf = 0. 32, AcOEt/éther de pétrole 3/1. 1H-RMN (CDCI3, 250 MHz), 8 en ppm : 7. 4-7. 2 (m, 10H) ; 6. 5 (d, 1H, NH) ; 5. 1 (s, 2H) ; 4. 9 (m, 1H, NH) ; 4. 5 (2d, AB, 2H) ; 3. 8 (m, 2H) ; 3. 5 (m, 2H) ; 3. 1 (m, 2H) ; 2. 4 (m, 2H) ; 1. 6-1. 4 (m, 6H) ; 1. 4-1. 2 (m, 18H) ; 0. 9 (t, 3H). 13C-RMN (CDCI3, 63 MHz), 8 en ppm : 172. 24 ; 156. 49 ; 138. 06 ; 136. 53 ; 128. 46 ; 128. 04 ; 127. 87 ; 76. 76 ; 71. 39 ; 66. 60 ; 65. 44 ; 51. 54 ; 41. 43 ; 40. 65 ; 33. 76 ; 31. 87 ; 29. 61 ; 29. 30 ; 28. 01 ; 26. 47 ; 25. 05 ; 22. 65 ; 14. 09. g. (2R)-5-Amino-2-r (R)-3-benz rLloxytétradecanoylaminolpentan-1-ol Dans un ballon à trois tubulures, le catalyseur (Pd/C 20 %, 150 mg) est ajouté à la <BR> <BR> <BR> <BR> solution de (2R)-5-(benzyloxyCarbonylamino)-2-[(R)-3-benzyloxy-tëtradé canoyl-<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> amino] pentan-1-ol (3. 0 g ; 5. 27 mmol) dans un mélange EtOH qualité HPLC/Et3N (300 ml/6 ml). On a chassé l'air par mise sous vide puis le ballon a été chargé d'hydrogène. Le mélange réactionnel est ainsi hydrogéné pendant 2 heures à température ambiante. Le catalyseur est éliminé par filtration et le filtrat est concentré pour fournir le produit attendu sous forme d'un solide blanc. Rf = 0. 2 ; CH2CI2/MeOH/Et3N 5/1/0. 5. PF = 47-48°C.

1H-RMN (CDCl3, 250 MHz), S en ppm : 7. 4-7. 2 (m, 5H) ; 6. 75 (d, 1H, NH) ; 4. 5 (2d, AB, 2H) ; 3. 9 (m, 2H) ; 3. 5 (m, 2H) ; 2. 3-2. 6 (m, 7H) ; 1. 7-1. 2 (m, 24H) ; 0. 9 (t, 3H).

13C-RNM (CDCl3, 63 MHz), 8 en ppm : 171. 86 ; 138. 13 ; 128. 37 ; 127. 87 ; 127. 75 ; 76. 81 ; 71. 50 ; 64. 57 ; 51. 38 ; 41. 51 ; 41. 17 ; 33. 89 ; 31. 82 ; 29. 26 ; 28. 57 ; 28. 03 ; 25. 07 ; 22. 60 ; 14. 04.

1. 1. 3. 1- (Diphényloxyphosphorvloxy)-3-f (R)-3-dodécanoytétradécanovl- aminol-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3-benzvloxvtétra-décanoylaminoLdécan-10-ol IIDQ (2-isobutoxy-1-isobutoxycarbonyl-1, 2-dihydroquinoléine) (364 mg ; 1. 2 mmol ; 1. 2éq) est additionné à une solution d'acide (2RS)-4-(diphényloxyphosphoryloxy)-2- [ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino] butanoïque (850 mg ; 1. 0 mmol ; 1 éq) dans du CH2CI2 anhydre (20 ml) à température ambiante et sous argon. Le mélange

réactionnel est agité 15 minutes puis une solution de (2R)-5-amino-2- [ (R)-3- benzyloxy-tétradécanoylamino] pentan-1-ol (757 mg ; 1. 0 mmol, 1éq) dans du CH2CI2 anhydre (10 ml) est additionnée. Après 4 heures d'agitation, la solution est évaporée à sec. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (elution CH2CI2/ Acétone 5/2) permet de recueillir le pseudopeptide phosphorylé (620 mg ; 53%) sous forme d'un solide amorphe (Rf = 0. 49, dans CH2Cf2/MeOH/Et3N 10/1/0. 5). 1H-RMN (CDCl3, 250 MHz), 8 en ppm : 7. 40-7. 15 (m, 15H), 7. 00 (m, 1H), 6. 90 et 6. 80 (2d, 2 diast, 1H), 6. 65 (d, 1H) (3 x NH), 5. 15 (m, 1H), 4. 50 (m, 3H), 4. 30 (m, 2H), 3. 85 (m, 2H), 3. 45 (m, 2H), 3. 15 (m, 2H), 2. 41-2. 14 (m, 8H), 1. 6-1. 4 (m, 8H), 1. 4-1. 1 (m, 54H), 0. 9 (t, 9H, 3CH3). 13C-RMN (CDCI3, 63 MHz), 8 en ppm : 173. 11, 171. 68, 170. 52 (2 @ diast.), 169. 94 (2 diast.), 150. 0 (d, 2JP, C=7. 2 Hz), 138. 20 (2diast.), 129. 58, 127. 99, 127. 49, 127. 26, 125. 24, 119. 73 (t, 3JP,C : 5. 0 Hz), 76. 48, 71. 12, 70. 71, 65. 86 (élargi), 64. 22, 50. 96, 49. 71 (élargi), 41. 46, 41. 05, 39. 07, 34. 13, 34. 00, 32. 70, 31. 61, 29. 34, 29. 06, 28. 87, 27. 98, 25. 25 24. 92, 24. 72, 22. 38, 13. 80.

1. 2 Acide N-[ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartique, a N-{(4R)-5-hydroxy-4-[(R)-3-hydroxytétra-decanoylamino] pentyl}amide (=OM-197-MC) (Figure 2) 1. 2. 1. Acide N-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartique, ß-benzyl ester A une solution d'acide (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoïque (3. 35 g ; 7. 85 mmol) dans du THF anhydre (25 ml) à-15°C et sous argon sont ajoutés successivement la N-méthylmorpholine (0. 86 ml ; 7. 85 mmol ; 1éq) et l'isobutyl chloroformate (1. 02 ml ; 7. 85 mmol ; 1 éq). On observe rapidement un précipité de chlorhydrate de N- méthylmorpholine. Après 30 minutes d'agitation à-15°C, une solution de H-D- Asp (OBn)-OH commercial (Senn Chemicals AG, CH-Dielsdorf) (1. 75g ; 7. 85 mmol ; 1éq) dans un mélange CH3CN/H2O 3. 5/1 (85 ml) contenant Et3N (3. 7 mi) est alors ajoutée. Le mélange réactionnel est ensuite agité une nuit à température ambiante.

Le solvant organique est ensuite évaporé puis la phase aqueuse refroidie à 0°C, acidifiée avec une solution aqueuse d'acide citrique à 10% jusqu'à pH=3 et extraite <BR> <BR> <BR> <BR> avec AcOEt (2x). La phase organique est séchée sur MgS04, filtrée ! et évaporée.<BR> <BR> <BR> <BR> <P>Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution étheri de pétrole/AcOEt 2/1 contenant 2% d'acide acétique) suivi d'une coévaporation au toluène permet de recueillir le ß-benzyl ester de l'acide N- [ (R)-3- dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartique, (4. 00g ; 81 %) sous forme d'un solide cristallin blanc (Rf=0. 42 dans éther de pétrole/EtOAc 1/1 contenant 2% d'acide acétique ; révélateurs U. V. et phosphomolybdique). PF= 67-69°C.

1. 2. 2. Acide N-f (R)-3-dodécanoyloxytétradécanovlaminol-D-aspartique, a-N- {@ !-5-hydroxv-4-r (R)-3-benzyloxytétradecanoylamino1 pentylTamide ß- benzyl ester fIDQ (2-isobutoxy-1-isobutoxycarbonyl-1, 2-dihydroquinoline) (1. 5 g ; 4. 99 mmol ; 1. 2 éq) est additionné à une solution du ß-benzyl ester obtenu ci-dessus (2. 63 g ; 4. 16 mmol) dans du CH2CI2 anhydre (200 ml) à température ambiante et sous argon. Le mélange réactionnel est agité 15 minutes puis une solution de (2R)-5iamino-2-j (R)- 3-benzyloxy-tétradécanoylamino] pentan-1-ol (Figure 1) (2. 0 g ; 4. 58 mmol ; 1. 1 éq)

dans du CH2CI2 anhydre (85 ml) est additionnée. Après 3 heures'agitation, la solution est évaporée à sec. Une purification par chromatographie Fialsh sur gel de silice (elution CH2CI2/Acétone 4/1 puis CH2CI2/Acétone 2/1) permet de recueillir le produit de couplage (3. 75g ; 86%) sous forme d'un solide cristallin blanc (Rf=0. 27 dans CH2CI2/Acétone 5/1 ; révélateurs U. V. et phosphomolybdique). PF = 106- 108°C ; [a] D +5° (c = 1. 14 ; CHCI3) ; 13C-RMN (62. 89 MHz, CD3), 6 en ppm : 173. 66 ; 172. 09 ; 171. 73 ; 170. 33 ; 170. 12 ; 138. 23 ; 135. 28 ; 128. 53 ; 128. 37 ; 128. 13 ; 127. 81 ; 127. 71 ; 125. 81 ; 76. 71 ; 71. 40 ; 71. 16 ; 66. 77 ; 65. 01 ; 51. 36 ; 49. 39 ; 41. 66 ; 39. 25 ; 34. 40 ; 33. 98 ; 31. 85 ; 29. 58 ; 29. 47 ; 29. 29 ; 29. 11 ; 28. 00 ; 25. 57 ; 25. 17 ; 25. 08 ; 24. 94 ; 22. 62 ; 14. 05.

1. 2. 3. Acide N-f (R)-3-dodécanoyloxvtétradécanovlaminol-D-aspartique, a-N- <BR> <BR> <BR> 1 (4R)-5-hydrv-4-f (R)-3-hvdroxytétradecanovlaminol pentyl amide<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> (=OM-197-MC) Une solution du p-benzyt ester de I'acide N- [ (R)-3-dodécanoyloxytétra- <BR> <BR> <BR> décanoylamino]-D-aspartique, a-N-{(4R)-5-hydroxy-4-[(R)-3-benzyloxytétradécanoyl- amino] pentyl} amide (417 mg ; 0. 40 mmol) dans un mélange MeOH/EtOAc 1/1 (36 ml) est hydrogénée en présence de 10% Pd sur charbon (20 mg) à température ambiante et sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 3 heures. Le catalyseur est éliminé par filtration, lavé avec un mélange CH2CI2/MeOH 4/1 (50 ml) et le filtrat évaporé à sec puis séché à la pompe à palettes pour donner I'acide libre (345 mg ; 100%) sous forme d'un solide cristallin blanc (Rf=0. 30 dans CH2CI2/MeOH 9/1 contenant 0. 5% d'acide acétique ; révélateur phosphomolybdique). PF = 135- 137°C. ES/MS : m/z 868. 7 [M+H] +, 890. 7 [M+Na] +, 868. 7 [M+K] +, 912. 7 [M-H+2Na] + (Figure 3).

EXEMPLE 2 PREPARATION DES PSEUDODIPEPTIDES PORTEURS D'UN BRAS AUXILIAIRE FONCTIONNALISE 2. 1. 3-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9-[ (R)-3- hydroxytétradécanoylaminoj-décan-1, 10-diol 1-dihydrogéno- phosphate 10-(6-oxohexanoate) (=OM-197-FV7) (Figure 4) 2. 1. 1. 1- (Diphénvloxvphosphoryloxy)-3-f (R)-3-dodécanovloxvtétra- <BR> <BR> <BR> <BR> décanovlaminol-4-oxo-5-aza-9-r (R)-3-benzLrloxvtétradécanoylaminol-<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> décan-10-ol (6-hepténoate) A une solution de 1- (diphényloxyphosphoryloxy)-3- [ (R)-3-dodécanoyloxytétra- décanoylamino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]-10-ol (Figure 1) (875 mg ; 0. 74 mmol) dans du CH2CI2 anhydre (25 ml), est ajouté I'acide 6- heptènoïque (141 µl ; 1. 04 mmol ; 1. 4éq). La solution est refroidie à O°C. Sont ensuite ajoutés le EDCI (64 mg ; 0. 33 mmol ; 1. 4éq) et la DMAP (41 mg ; 0. 33 mmol ; 0. 14 éq). Le mélange réactionnel est agité 30 minutes à O°C, puis 3 heures à température ambiante. Après une dilution au CH2CI2, la phase organique est lavée successivement avec H20, une solution de HCI 1N et H20. La phase organique est ensuite séchée sur MgS04, puis évaporée à 40°C sous vide. Une pl rificationl par chromatographie Flash sur gel de silice (elution éther de pétrol/AcOEt 1/1) permet de recueillir le 1-(diphényloxyphosphoryloxy)-3-[(R)-3-dodécanoylOxytlétra décanoyl- amino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]-10-ol 6-hepténoate (820 mg, 85%) sous forme d'une mousse blanche (Rf= 0. 18 dans éther de pétrole/AcOEt 1/1 ; révélateur phosphomolybdique). 13C-RMN (62. 89 MHz, CDCI3), 8 en ppm : 173. 30 ; 171. 18 ; 170. 42 ; 169. 91 ; 169. 73 ; 150. 10 ; 138. 21 ; 138. 14 ; 129. 77 ; 128. 25 ; 127. 49 ; 125. 44 ; 119. 88 ; 114. 56 ; 76. 48 ; 71. 11 ; 70. 90 ; 66. 01 ; 65. 52 ; 49. 90 ; 47. 80 ; 41. 34 ; 39. 07 ; 33. 92 ; 33. 76 ; 33. 69 ; 33. 61 ; 33. 17 ; 31. 75 ; 29. 47 ; 29. 9 ; 29. 00 ; 28. 46 ; 28. 11 ; 25. 34 ; 25. 05 ; 24. 85 ; 22. 52 ; 13. 96.

2. 1. 2. 1-(Diphényloxyphosphoryloxy)-3-[(R)-3-dodécanoyloxytétra- décanovtaminol-4-oxo-5-aza-9-r (R)-3-benzyloxvtétradécanoylaminol-10-ol (6, 7-dihvdroxyheptanoate) A une solution contenant K3Fe (CN) 6 (373 mg ; 1. 13 mmol ; 3 éq), K2CO3 (157 mg ; 1. 13 mmol ; 3 éq), et 1, 4-diazabicyclo [2. 2. 2] octane (DABCO) (10. 7 mg ; 0. 095 mmol ; 0. 25éq) dans un mélange t-butanol/eau (5 ml/5 ml) est ajoutée le composé obtenu ci-dessus (486 mg, 0. 38 mmol), puis le tétroxyde d'osmium en solution dans le t- butanol à 2. 5% (48 pI ; 4. 75 pmol ; 0. 0125 éq). Le milieu réactionnel est vigoureusement agité pendant 16 heures à température ambiante (27°C). Du Na2S205 (60 mg) est additionné et I'agitation est poursuivie pendant environ 1 heure jusqu'à ce que le milieu devienne brun puis vert ou bleuatre. Le mélange réactionnel est dilué à l'éther et la phase organique est séparée. La phase aqueuse est abondamment lavée à t'éther et les phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgS04, puis évaporées à 40°C sous vide. Le diol attendu brut est ainsi obtenu sous forme d'une huile verte. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution CH2Cl2/Acétone 5/2) permet de recueillir le 1- (diphenyl- <BR> <BR> oxyphosphoryloxy)-3- [ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)- 3-benzyloxytétradécanoylamino]-10-ol 6, 7- dihydroxyheptanoate pur (1198 mg ; 40%) i sous forme d'un solide amorphe (Rf= 0. 24 dans CH2CI2/Acétone 5/2 ; révélateur phosphomolybdique). 13C-RMN (62. 89 MHz, CDCl3), 5 en ppm : 173. 46 ; 173. 33 ; 171. 34 ; 170. 58 ; 170. 02 ; 150. 13 ; 138. 23 ; 129. 80 ; 128. 26 ; 127. 87 ; 127. 54 ; 125. 50 ; 120. 01 ; 119. 80 ; 71. 79 ; 71. 23 ; 70. 97 ; 66. 63 ; 66. 03 ; 65. 54 ; 49. 93 ; 47. 90 ; 41. 46 ; 39. 17 ; 33. 98 ; 33. 79 ; 32. 86 ; 32. 45 ; 31. 77 ; 29. 49 ; 29. 21 ; 29. 03 ; 28. 51 ; 25. 50 ; 25. 07 ; 24. 87 ; 24. 77 ; 24. 66 ; 22. 54 ; 13. 99. HPLC (210 nm) : TR = 32. 535 min. ES/MS : m/z 1343. 0 (M+Na+) ; 1321. 0 (M+H+) ; 1071. 0 (M+H+ monophényl phosphate).

2. 1. 3. 1-(Diphényloxyphosphoryloxy)-3-f (R)-3-dodécanovloXvtétra- décanoylaminol4-oxo-5-aza-9-f (R)-3-hydroxvtétradécanovlaminol-10-ol (6, 7-dihvdroxyheptanoate)

Une solution du diol obtenu ci-dessus (198 mg ; 0. 15 mmol) dans un mélange EtOH ualité HPLC (20 ml) / AcOEt (1.4 ml) est hydrogénée en présence de 10% Pd sur charbon (70 mg) à température amblante et sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 2. 5 heures. Le catalyseur est éliminé par filtration. Le filtrat est évaporé à sec puis le résidu est séché à la pompe à palettes pour obtenir le produit débenzylé brut (168 mg ; 91%) sous forme d'un solide amorphe. 13C-RMN (62. 89 MHz, CDCI3), 6 en ppm : 173. 15 ; 173. 51 ; 172. 82 ; 171. 04 ; 170. 49 ; 170. 35 ; 150. 05 ; 129. 79 ; 129. 42 ; 125. 53 ; 119. 91 ; 119. 83 ; 119. 72 ; 71. 80 ; 70. 93 ; 68. 58 ; 66. 47 ; 65. 94 ; 65. 52 ; 50. 02 ; 48. 12 ; 42. 59 ; 41. 26 ; 39. 13 ; 36. 92 ; 34. 29 ; 33. 85 ; 32. 32 ; 31. 74 ; 29. 50 ; 29. 18 ; 29. 00 ; 28. 15 ; 25. 47 ; 25. 07 ; 24. 85 ; 24. 73 ; 24. 56 ; 22. 51 ; 13. 99. HPLC (210 nm) : TR = 30. 7 min. ES/MS : m/z 1253. 0 [M+Na] ; 1231. 0 [M+H] +.

2. 1. 4. 3-r (R)-3-Dodécanovioxvtétradécanoylaminol-4-oXo-5-aza-9-r (R)-3- hvdroxytétradécanoylaminol-décan-1, 10-diol-1-dihydrogénophosphate 10- ou (6, 7-dihvdroxyheptanoate) (=OM-197-FV6) A une suspension d'oxyde de platine Pt02 (91 mg) dans I'éthanol (qualité HPLC) (1 mi) (préalablement activé en noir de platine sous atmosphère d'hydrogène pendant 10 minutes) est additionnée une solution du triol obtenu ci-dessus (168 mg ; 0, 14 mmol) dans un mélange EtOH qualité HPLC (8 ml)/AcOEt (8 ml). La solution est hydrogénée à température ambiante (27°C), sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 24 heures. Le catalyseur est éliminé par filtration. Le filtrat est évaporé à sec puis le résidu est séché à la pompe à palettes pour obtenir le phosphate brut (130 mg, 88%). HPLC (210 nm) : TR = 23. 6 min. ES/MS : m/z 1078. 9 [M+H] +, 1100. 8 [M+Na] +, 1116. 8 [M+K] + (Figure 5).

2. 1. 5. 3-[(R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylaminol-4-oXo-5-aza-9-f eR)-3- hydroxvtétradécanovlaminol-décan-1, 10-diol 1-dihvdrogénophosphate 10- (6-oxohexanoate) (=OM-197-FV7) Une réaction d'oxydation periodique est réalisée avec en ajoutant 1. 86 mi NaIO4 0. 1M (39. 62 mg, 20 éq.) à 10 mg (9. 28 limon, 1 éq.) du triol déprotégé préparé ci-

dessus dans un mélange isopropanol-eau (1 : 1). La réaction est suivie par LC/UV et montre une conversion quantitative de la fonction diol en aldéhyde, après deux heures. L'ion moléculaire m/z 1046. 8 observé sur le spectre ES/MS après t'étape d'oxydation periodique (Figure 6) atteste de la réaction attendue. Sur ce spectre, des adducts de sodium à m/z 1068. 8 ( [M+Na] +) et de potassium à m/z 1084. 8 ( [M+K] +) sont visibles, ainsi qu'un fragment correspondant à la perte du groupe phosphoryle à m/z 948. 8. La réaction est stoppée par l'adjonction de 1-2 gouttes d'éthylène glycol. <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <P>2. 2. Acide N [ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartque,<BR > <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> α-N-{(4R)-5-hydroxy-4-[(R)-3-hydroxytétra-decanoylamino] pentyl3amide 5-0- (6-oxohexanoate) (=OM-197-MC-FV6) (Figure 7) 2. 2. 1. Acide N-L (R)-3-dodécanovloxytétradécanovlaminol-D-aspartique, a-N- {(4R)-5-hydroxy-4-[(R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]penty l}amino-ß- benzyl ester, 5-0-(6-heptènoate) A une solution de I'acide N-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartique, <BR> <BR> <BR> <BR> a-N- pentyl} amide, 8-benzyl ester (Figure 2) (122 mg ; 0. 116 mmol) dans du dichlorométhane anhydre (5ml), est ajoute I'acide 6-heptènoique (22 tl ; 0. 160 mmol ; 1. 4 éq). La solution est refroidie à O°C. Sont ensuite ajoutés le EDCI (49. 3 mg ; 0. 25 mmol ; 2. 1 éq) et la DMAP (5. 6 mg ; 0. 046 mmol ; 0. 4 éq). Le mélange réactionnel est agité 30 minutes à à 0°C, puis 6 heures à température ambiante. Après une dilution au CH2CI2, la phase organique est lavée successivement avec H2O, HCI 1 N (2x), NaHC03 (2x) et H20 (2x). L'ester hepténolque attendu est ainsi obtenu pur (119 mg ; 89%) sous forme d'un solide blanc (Rf = 0. 62 dans CH2CI2/Acétone 5/1 ; révélateur phosphomolybdique). 13C- RMN (62. 89 MHz, CDCI3), 8 en ppm : 173. 63 ; 173. 38 ; 171. 72 ; 171. 11 ; 170. 08 ; 138. 14 ; 135. 28 ; 128. 46 ; 128. 34 ; 128. 24 ; 128. 05 ; 127. 64 ; 127. 53 ; 114. 62 ; 76. 49 ; 71. 14 ; 71. 02 ; 66. 66 ; 65. 49 ; 49. 17 ; 47. 79 ; 41. 69 ; 41. 35 ; 39. 09 ; 35. 46 ; 34. 33 ; 33. 80 ; 33. 65 ; 33. 21 ; 31. 79 ; 29. 52 ; 29. 23 ; 29. 06 ; 28. 46 ; 28. 16 ; 22. 56 ;

14. 00. HPLC (210 nm) : TR = 36. 9 min. ES/MS : m/z 1159. 0 [M+H] + ; 1176. 0 [M+NH4] +. PF = 81. 5-84°C. [a] D20 = +7. 3 (CHCI3).

2. 2. 2. Acide N-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartique, α-N- {(4R)-5-hydroxy-4-[(R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]penty l}amide ß- benzvl ester. 5-0- (6, 7-dihvdroxvheptanoate) A une solution de l'ester hepténoïque obtenu ci-dessus (60 mg ; 0. 052 mmol) dans un mélange H20/Acétone (5/3 ml) sont ajoutés l'oxide de N-méthylmorpholine (9 mg ; 0. 076 mmol ; 1. 5 éq), puis la solution d'Os04 dans le t-butanol à 2. 5% (123 ; 0. 012 mmol ; 0. 23 éq) goutte à goutte. Le mélange réactionnel est agité pendant 24 heures à température ambiante. Du Na2S205 (20 mg) est ajouté à la réaction qui est alors agitée pendant 1 h à 2h à température ambiante. La solution est alors extraite à ('ether plusieurs fois, puis les phases organiques sont rassemblées, séchées sur MgS04 et concentrées. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution CH2CI2/Acétone 5/2) permet de recueillir le diol attendu pur (35 mg ; 57%) sous forme d'un solide blanc (Rf= 0. 15 dans CH2CI2/Acétone 5/1 ; révélateur phosphomolybdEque). 13C-RMN (62. 89 MHz, CDCI3), 8 en ppm : 173. 67 ; 173. 39 ; 171. 81 ; 171. 34 ; 170. 27 ; 170. 01 ; 138. 18 ; 135. 27 ; 128. 56 ; 128.42; 128. 128. 18 127. 50 ; 127. 68 ; 76. 68 ; 71. 82 ; 71. 37 ; 71. 17 ; 66. 85 ; 66. 74 ; 65. 66 ; 49. 27 ; 47. 99 ; 41. 88 ; 41. 51 ; 39. 31 ; 35. 60 ; 34. 42 ; 33. 95 ; 33. 51 ; 31. 80 ; 29. 60 ; 29. 49 ; 29. 30 ; 28. 55 ; 25. 65 ; 25. 60 ; 25. 19 ; 25. 12 ; 24. 97 ; 24. 77 ; 24. 14 ; 22. 65 ; 14. 08.

HPLC (210 nm) : TR = 34. 16 min. ES/MS : m/z 1193. 0 [M+H+] ; 1212. 0 [M+NH4] +.

2. 2. 3. Acide N-f(R)-3-dodécanoyloxytétradécanovlaminol-D-aspartique, a-N- f (4R)-5-hydroxy-4-[(R)-3-hydroxetétradécanoylaminolpentylEa mide-- benzyl ester. 5-0-6, 7-dihvdroxyheptanoate) (=OM-197-MC-FV5) Une solution du diol obtenu ci-dessus (35 mg ; 0, 029 mmol) dans un mélange MeOH <BR> <BR> <BR> <BR> qualité HPLC (2 ml)/AcOEt (2 ml) est hydrogénée en présence de 10% Pd sur<BR> <BR> <BR> <BR> charbon (10 mg) à température ambiante et sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 2, 5 heures. Le catalyseur est éliminé par filtration. Le filtrat est évaporé à sec puis le résidu est séché à la pompe à palettes pour obtenir I'acide N-

[ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-D-aspartique, a-N- { (4R)-5-hydroxy-4- [ (R)- 3-hydroxytétradécanoylamino] pentyl} amide 5-0-(6, 7-dihydroxyheptanoate) brut (26 mg ; 88%) sous forme d'un solide blanc. HPLC (210 nm) : TR = 26. 90 minPF = 94- 97°C. [CC]"20 = + 11. 1 (CHCI3/MeOH = 1 : 0. 1). ES/MS : m/z 1012. 7 [M+H] + ; 1034. 7 [M+Na] +, 1050. 7 [M+K] (Figure 8).

2. 2. 4. Acide N- [(R)-3-dodécanoyloxvtétradécanoylamino)-D-aspartique, a-N- {(4R)-5-hydroxy-4-[(R)-3-hydroxytétradecanoylamino] pentyl}amide 5-O- (6-oxohexanoate) (=OM-197-MC-FV6) 1. 98 ml NalO4 0. 1 M (42. 25 mg, 20 éq.) sont ajoutés à 10 mg (9. 88 limon, 1 éq. l) du triol déprotégé préparé ci-dessus dans un mélange isopropanol-eau (1 : 1). La solution est agitée pendant deux heures à température ambiante. La réaction est stoppée par l'adjonction de 1-2 gouttes d'éthylène glycol. Après cette étape d'oxydation periodique, un ion moléculaire [M+H] + à m/z 980. 6 est observé sur le spectre ES/MS (Figure 9), attestant de la présence d'une fonction aldéhyde. Les pics correspondants aux adducts de sodium à m/z 1002. 8 ( [M+Na] +) et de potassium à m/z 1018. 6 ([M+K]+) sont également visibles.

2. 3, 3-[(R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9-[ (R)-3- hydroxytétra-décanoylamino]-décan-1,10-diol 1-dihydrogéno- phosphafe (6-aminohexanoate) (=OM-287-AC5) (Figure 10) 2.3.1. 1-(Diphényloxyphosphoryloxy)-3-[(R)-3-dodécanoyloxytétrad écanoyl- amino]-4-oxo-5-aza-9-[(R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]-d écan-10-ol (6-benzyloxvcarbonylaminohexanoate) A une solution de 1-(diphényloxyphosphoryloxy)-3-[(R)-3-dodécanoyloxytétra- <BR> <BR> <BR> décanoylamino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]-10-décan-10-ol (Figure 1) (230 mg ; 0. 20 mmol) dans le CH2CI2 anhydre (8 ml), est ajouté l'acide 6-

benzyioxycarbonyiaminohexanoïque (88 mg ; 0. 33 mmol ; 1. 65éq). La solution est refroidie à 0°C. Sont ensuite ajoutés le EDCI (200 mg, 1. 04 mmol, 5. 2 éq) et la DMAP (13 mg ; 0. 10 mol ; 0. 5 éq). Le mélange réactionnel est agité 30 minutes à 0°C, puis 4 heures à température ambiante. Après une dilution au CH2CI2, la phase organique est séparée et lavée successivement avec H2O, HCI 1 N, H20. La phase organique est ensuite séchée sur MgS04, puis évaporée à 40°C sous vide. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (elution CH2CI2/Acétone 7/1. 2 <BR> <BR> permet de recueillir l'ester pur (115 mg ; 41 %) sous forme d'un solide amorphe (Rf =<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> 0. 77 dans CH2CI2/Acétone 5/2 ; révélateur phosphomolybdique). C-RMN (62. 89 MHz, CDCI3), 8 en ppm : 173. 27 ; 171. 20 ; 170. 34 ; 169. 88 ; 156) 36 ; 150. 16 ; 150. 13 ; 138. 28 ; 136. 56 ; 129. 80 ; 128. 35 ; 128. 26 ; 127. 90 ; 127. 51 ; 125. 45 ; 119. 97 ; 119. 83 ; 71. 05 ; 66. 37 ; 65. 97 ; 65. 61 ; 49. 94 ; 47. 81 ; 41. 39 ; 40. 66 ; 39. 09 ; 34. 32 ; 34. 25 ; 33. 95 ; 33. 65 ; 31. 78 ; 29. 50 ; 29. 38 ; 29. 22 ; 29. 03 ; 28. 55 ; 28. 44 ; 25. 95 ; 25. 06 ; 24. 87 ; 24. 26 ; 22. 55 ; 14. 00. HPLC (210 nm) : TR = 33. 497 min.

ES/MS : m/z 1424. 0 [M+H] + ; 1174. 0 [M+H- (PhO) 20POH] +.

2. 3. 2. 1- (Diphénvloxvphosphoryloxv)-3-f (R)-3-dodécanovloxytétra- décanoylamino]-4-oxo-5-aza-9-[(R)-3-hydroxytétradécanoyla mino]-décan- 10-ol 10-(6-aminohexanoate) Une solution du produit obtenu ci-dessus (115 mg ; 81 limon) dans un mélange EtOH qualité HPLC (15 ml) lacide acetique glacial (0, 4 mi) est hydrogénée en présence de palladium (10% sur charbon) (80 mg) à température ambiante et sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 4 heures. Le catalyseur est éliminé par filtration. Le filtrat est évaporé à sec puis le résidu est séché à la pompe à palettes pour obtenir le produit débenzylé (90 mg ; 97%) sous forme d'un solide amorphe.

HPLC (210 nm) : TR = 29. 185 min. ES/MS : m/z 1200. 0 [M+H] + ; 952. 0 [M+H- (PhO) 20POH] +.

2. 3. 3. 3-[(R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9-[ (R)-3- hydroxvtétradécanoylamino] 10-diol-1-dihydroqénophosphate 10-(6- aminohexanoate). (=OM-287-AC5) A une solution d'oxyde de platine Pt02 (30 mg) dans I'éthanol (qualité HPLC) (1 mi) (préalablement activé en noir de platine sous atmosphère d'hydrogène pendant 10 minutes) est additionnée une solution de I'amino-alcool obtenu ci-dessus (90 mg, 75 pmol) dans un mélange mélange EtOH qualité HPLC (5 ml)/HCI 1N (0. 1 ml). La solution est hydrogénée à température ambiante, sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 24 heures. Le catalyseur est éliminé par filtration. Le filtrat est évaporé à sec puis le résidu est séché à la pompe à palettes pour obtenir l'amino phosphate attendu (60 mg ; 79%). HPLC (210 nm) : TR = 28. 51 min. ES/MS : m/z 1047. 5 [M+H] + ; 1069. 6 (M+Na+), 949. 6 [M+H- (HO) 20POH] + (Figure 11).

2. 4. 3 [ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3- hydroxytétradécanoylamino]-décan-1, 10-diol 1-dihydrogéno- phosphate 10- (6-hydroxyhexanoate) (=OM-197-FV8) (Figure 12) 2. 4. 1. (2R)-5-(Amino)-2-[(R)-3-benzeloxvtétradecanoylaminol-pentan -1-ol benzvloxvmethvl ether A une solution de (2R)-5- (benzyloxycarbonylamino)-2- [ (R)-3-benzyloxy- tétradécanoylamino] pentan-1-ol (Figure 1)) (2. 05 g ; 3. 60 mmol) dans du CH2CI2 anhydre (40 ml) à température ambiante et sous argon sont ajoutés successivement BOMCI (benzyl chlorométhyl éther) (qualité technique 60%, 1. 25 mi ; 5. 41 mmol ; 1. 5éq) et la diisopropyléthylamine (942, ul ; 5. 41 mmol ; 1. 5 éq). Le mélange réactionnel est ensuite agité une nuit à température ambiante puis évaporé à sec.

Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution éther de pétrole/ EtOAc 2/1) permet de recueillir le dérivé O-benzyloxyméthyl (2. 28 g ; 92%) sous forme d'un solide cristallin blanc. (Rf=0. 70 dans éther de pétrole/EtOAc 1/3 ; révélateur U. V. et phosphomolybdique). PF= 97-100°C. Une solution de ce produit (2. 00 g ; 2. 90 mmol) dans EtOH de qualité HPLC (220 ml) contenant Et3N (4 mi) est

hydrogénée en présence de 20% Pd (OH) 2 sur charbon (200 mg) à température ambiante et sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 3 heures. Le catalyseur est éliminé par filtration. Le filtrat est évaporé à sec puis le résidu est séché à la pompe à palettes pour obtenir l'amine libre (1. 58 g ; 98%) sous forme d'un solide amorphe. [a] D-1° (C=1. 20 ; CHCI3) ; 1H-RMN (250 MHz, CDCl3), 8 en ppm : 7. 45-7. 21 (m, 10H, Ar), 6. 52 (d, 1H, NH), 4. 80-4. 45 (m, 6H, 2 x CH2-ph, O- CH2tO), 4. 10 (m, 1H, H-3'), 3. 83 (m, 1H, H-2), 3. 62 (dd, 1H, H-1), 3. 47 (dd, 1 H, H-1), 2. 65 (t, 2H, 2 x H-5), 2. 40 (m, 2H, 2 x H-2'), 1. 80-1. 40 (m, 8H, 2 x H-4, 2 x H-3, 2 x H-4', NH2), 1. 40-1. 20 (m, 18H, 9 x CH2), 0. 88 (t, 3H, CH3) ; 13C-RNM (62. 89 MHz, CDCI3), 8 en ppm : 170. 78 ; 138. 24 ; 137. 63 ; 128. 38 ; 128. 32 ; 127. 66 ; 127. 62 ; 94. 82 ; 76. 70 ; 71. 26 ; 69. 63 ; 69. 44 ; 48. 48 ; 41. 82 ; 41. 47 ; 33. 83 ; 31. 84 ; 29. 88 ; 29. 58 ; 29. 56 ; 29. 51 ; 29. 27 ; 29. 04 ; 25. 11 ; 22. 62 ; 14. 06.

2. 4. 2. Acide N-r (R)-3-dodécanovloxytétradécanoylaminol-L-aspartique, oc-N- { (R)-3-benzyloxytétradecanovlam pentvi} amide 6-benzvi ester L'amine préparée comme décrit ci-dessus est couplée avec le (3-benzyl ester de l'acide N-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-L-aspartique (préparé à partir du ß-benzyl ester de I'acide L-aspartique, voir section 1. 2. 1) en présence de IIDQ dans les mmes conditions que celles décrites dans la section 1. 2. 2. La purification du produit sur gel de silice (éther de pétrole/EtOAc 2 : 1 puis 1 : 1) permet de recueillir l'amide correspondante avec un rendement de 65%. ES/SM : m/z 1169. 7 ([M+H]+).

2. 4. 3 (3S, 9R)-3- (R)-3-DodécanovloxYtétradécanoylaminol-4-oxo-5-aza-9-f (R)- 3-benzvloxvtétradécanoylaminol-décane-1, 10-diol 1-dibenzylphosphate Une solution du produit de couplage obtenu ci-dessus (1. 05 g ; 0. 90 mmol) dans un mélange EtOH/EtOAc 1/1 (65 ml) contenant Et3N (1. 5 ml) est hydrogénée en présence de 10% Pd sur charbon (50 mg) à température ambiante et sous pression atmosphérique d'hydrogène pendant 1 heure. Le catalyseur est éliminé par filtration

et le filtrat évaporé à sec puis séché à la pompe à palettes. Le résidu est ensuite mis en solution dans un mélange i-PrOH/CH2CI2 1/1 (50 ml) et agité pendant 10 minutes à température ambiante avec une résine Amberlite IR-120 (H+) (3 ml). La résine est éliminée par filtration et le filtrat évaporé à sec pour donner l'acide libre (956 mg ; 99%) sous forme d'un solide cristallin blanc.

A une solution de l'acide obtenu ci-dessus (855 mg ; 0. 79 mmol) dans du THF anhydre (5 ml) à 0°C et sous argon sont additionnés la N-méthylmorpholine (87 uI ; 0. 79 mmol ; 1 éq) puis l'isobutyl chloroformate (103 pi ; 0. 79 mmol ; 1 éq). On observe rapidement un précipité de chlorhydrate de N-méthylmorpholine. Après 30 minutes d'agitation à température ambiante, le mélange réactionnel est porté à 0°C puis une solution de NaBH4 (60 mg ; 1. 58 mmol ; 2 éq) dans H20 (2 ml) est rapidement additionnée. Dès la fin du dégagement gazeux (5 minutes), la solution est diluée avec H20 (2 ml) et THF (2 ml) puis agitée 5 minutes à température ambiante. La solution est concentrée, diluée avec du CH2CI2 et H20, neutralisée avec une solution de HCI 1M puis les phases séparées. La phase organique est séchée sur MgS04, filtrée et évaporée. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (elution CH2CI2/Acétone 4/1) permet de recueillir le produit de réduction (387 mg ; 46%) sous forme d'un solide cristallin blanc.

A une solution de cet alcool (313 mg ; 0. 29 mmol) et de 1H-tétrazole (62 mg ; 0. 88 mmol ; 3 éq) dans du THF anhydre (12 m !) à température ambiante et sous argon est additionné le dibenzyl-diéthyl phosphoramidite à 85% (267 pi ; 0. 67 mmo) ; 2. 3 éq). On observe rapidement la formation de cristaux blancs dans le milieu réactionnel. Après 30 minutes d'agitation, le mélange réactionnel est porté à-20°C puis une solution de mCPBA (57-86% ; 187 mg ; 1, 08 mmol ; 3. 7 éq) dans du CH2CI2 (8 ml) est additionnée. On observe la disparition des cristaux. Après 45 minutes d'agitation à température ambiante, une solution de Na2S203 saturée (5 ml) est ajoutée puis le mélange réactionnel est agité 10 minutes. La solution est ensuite diluée à l'éther, puis la phase organique est séparée et lavée avec une solution de Na2S203 saturée (5x), une solution de NaHC03 saturée (2x) et une solution de HCI 1M (1x). La phase organique est séchée sur MgS04, filtrée et évaporée. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution CH2CI2/acétone 8/1 puis 5/1) permet de recueillir le phosphotriester (361 mg ; 93%) sous forme d'un solide amorphe.

Ce produit est soumis à une réaction d'hydrolyse de l'acétal benzyloxyméthyl en milieu THF-HCI aqueux ce qui fournit le (3S, 9R)-3-[(R)-3-dodécanoyl- <BR> <BR> <BR> <BR> oxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]-décane- 1, 10-diol 1-dibenzylphosphate.

2. 4. 4 (3S, 9R)- [ (R)-3-Dodécanovloxvtétradécanoylamino1-4-oxo-5-aza-9-r (R)-3- hydroxvtétradécanoylamino1-décan-1, 10-diol 1-dihydroqénophosphate 10- (6, 7-dihydroxyheptanoate) Le produit obtenu ci-dessus est O-acylé en position 10 avec de I'acide hept-6- énoique en présence de EDCI dans le dichlorométhane à 0°C en présence de DMAP (voir section 2. 2. 1). Cet ester hepténoique est ensuit soumis à une réaction d'hydroxylation en présence de tétroxyde d'osmium (catalytique) et d'oxyde de N- méthylmorpholine (voir section 2. 2. 2), ce qui fournit le diol correspondant (ester 6, 7- dihydroxyheptanoique). Ce produit est déprotégé par hydrogénolyse dans I'éthanol sous pression atmosphérique d'hydrogène en présence de charbon palladié (voir section 2. 2. 3).

2. 4. 5. (3S, 9R)-3-r (R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9-[(R) - <BR> <BR> <BR> <BR> 3-hvdroxvtétradécanoylaminol-décan-1, 10-diol 1-dihvdroaénophosphate<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> 10- (6-oxohexanoate) Le diol déprotégé obtenu ci-dessus est soumis à une réaction d'oxydation periodique dans un mélange isopropanol-eau (voir section 2. 2. 4).

2. 4. 6 (3S, 9R)-3-r (R)-3-Dodécanoyloxytétradécanovlaminol-4-oxo-5-aza-9- [ (R)- <BR> <BR> <BR> <BR> 3-hvdroxvtétradécanovlaminol-décan-1, 10-diol 1-dihydrogénophosphate<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> 10-(6-hvdroxvhexanoate) (=OM-197-FV8) Le dérivé 6-oxohexanoique obtenu ci-dessus est soumis à un bref traitement avec NaBH4 dans un mélange isopropanol-eau à 0°C, pour donner le dérivé 6- hydroxyhexanoique. ES/MS : m/z 1048. 5 [M+H] +; 950. 5 [M+H- (HO) 20POH] + (Figure 13).

2. 5. 2-[ (R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino] 4- (diphenyloxy- phosphoryloxy)butanoate de {2-[(R)-3-benzyloxytétradécanoyl- amino]-5-(6-oxohexyl) amino} pentyle (=OM-144-FP9) (Figure 14) 2. 5. 1. Trifluorométhanesulfonate de hept-6-ényle L'anhydride triflique Tf2O ( SO2) 2O, 11 ml ; 6. 76 mmol) est ajouté goutte à goutte à-15°C à une solution de hept-6-èn-1-ol (515 mg ; 4. 51 mmol) et de Et3N (627 RI ; 4. 51 mmol) dans le CH2CI2 (10 ml) et le mélange est agité 30-45 minutes à -15°C jusqu'à disparition de I'alcool. Après retour à température ambiante, j le milieu est dilué au CH2CI2 et lavé successivement avec H20, avec une solution aqueuse saturée de NaHCO3, une solution aqueuse saturée de NaCl. La phase organique ainsi obtenue est séchée sur MgS04 et concentrée sous vide pour conduire à un résidu qui est repris dans un mélange ethyl acetate/ether de pétrole (1/2) et filtré sur gel de silice (élimination des sels de triéthylamine formés lors de la réaction). Après evaporation du filtrat, le triflate attendu est obtenu avec un rendement de 87% (956 mg) et est utilisé dans l'étape suivante sans autre purification. Rf : 0. 8 dans acetate d'éthyle/éther de pétrole, 1/2.'H-RMN (CDCI3, 250 MHz) ; 8 en ppm : 5. 7 ; 5. 0 ; 4. 45 ; 2. 0 ; 1. 8 ; 1. 4. 13C-RMN (CDCI3, 62. 89 MHz) ; 8 en ppm : 138. 21 ; 114. 95 ; 77. 68 ; 33. 40 ; 29. 13 ; 28. 10 ; 24. 53.

2. 5. 2. 2 (2R)-2-r (R)-3-benzyloxvtétradécanovlaminol-5(hept-6-énvlamino- pentan-1-ol Une solution du triflate fraîchement préparé ci-dessus (956 mg, 3. 88 mmol), dans du CH2CI2 (10 ml) est additionnée goutte à goutte à une solution de (2R)-5-amino-2- [ (R)-3-benzyloxytétradécanoylamino] pentan-1-ol (Figure 1) (1. 69 g ; 3. 88 mmol) dans du CH2CI2 (10 ml) et le mélange est agité 4 heures à température ambiante sous argon. Après dilution au CH2CI2, le milieu réactionnel est lavé avec une solution aqueuse saturée en NaHCO3 puis avec H20. La phase organique ainsi obtenue est séchée sur MgS04 et concentrée sous vide. Une purification par chromatographie

Flash sur gel de silice (elution avec CH2CI2/MeOH 15/1) permet de recueillir l'amine secondaire attendue (862 mg ; 43%). Rf : 0, 3 (CH2CI2/MeOH 8/1). ES/MS : m/z 532. 0 [M+H] +. RMN'H (CDCI3, 250 MHz) ; # en ppm : 7. 2-7. 4 ; 7. 1 ; 5. 8 ; 5. 0 ; 4. 6 ; 3. 95 ; 3. 5 ; 2. 9 ; 2. 5 ; 2. 1 ; 1. 9-1. 5 ; 1. 5-1. 2 ; 0. 9. RMN 13c (CDCI3, 62. 89 MHz) ; 6 en ppm : 172. 17 ; 138. 28 ; 138. 21 ; 128. 39 ; 127. 96 ; 127. 71 ; 114. 82 ; 76. 80 ; 71. 40 ; 63. 81 ; 50. 87 ; 48. 30 ; 47. 75 ; 41. 57 ; 34. 10 ; 33. 39 ; 31. 89 ; 29. 66 ; 29. 62 ; 29. 33 ; 28. 19 ; 28. 03 ; 25. 21 ; 26. 11 ; 25. 78 ; 22. 82 ; 22. 66 ; 14. 10. RMN 1H (CDCI3, 250 MHz) ; # en ppm : 7. 2-7. 4 ; 6. 75 ; 5. 8 ; 5. 0 ; 4. 5 ; 3. 9 ; 3. 5 ; 2. 5 ; 2. 0 ; 2. 1 ; 1. 7-1. 2 ; 0. 9. RMN 13c (CDCI3, 62. 89 MHz) ; 8 en ppm : 171. 77 ; 138. 68 ; 138. 14 ; 128. 23 ; 127. 72 ; 127. 56 ; 114. 22 ; 76. 64 ; 71. 37 ; 64. 58 ; 51. 45 ; 49. 79 ; 49. 37 ; 41. 53 ; 33. 90 ; 33. 53 ; 31. 77 ; 29. 65 ; 29. 20 ; 28. 64 ; 28. 57 ; 25. 00 ; 26. 68 ; 25. 93 ; 22. 53 ; 13. 98 (spectres du sel d'ammonium et de la base libre, respectivement).

2. 5. 3. 2-r (R)-3-DodécanoVloxytétradécanoylaminol-4-(diphényloxypho sphoryl- oxy) butanoate de 2-f (R)-3-benzvloxvtétradécanoylamino1-5 (hept-6-ényl) aminoTpentyle A une solution de l'amine secondaire obtenue ci-dessus (163 mg ; 0. 307 mmol ; 1éq) et d'acide 4-(diphényloxyphosphoryloxy)-2-[(R)3-dodécanoyloxyétradé canoyl- amino] butanoïque (Figure 1) (278 mg ; 0. 368 mmol ; 1. 2 éq) dans du CH2CI2 (25 ml) est ajouté la N, N-diisopropyléthylamine (DIEA) (54 µl ; 1 éq). Le milieu ! est refroidi à 0°C et on ajoute ensuite de l'EDCl (71 mg ; 1. 2 éq) et du 1-hydroxy-7- azabenzotriazole (HOAt) (41 mg ; 1 éq). Le mélange réactionnel est agité 2 heures à 0°C puis 90 heures à température ambiante. La solution est alors lavée avec H20 et la phase organique est séchée sur MgS04 puis évaporée sous vide à 40°C. Une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (élution CH2Cl2/MeOH 15/1) permet de recueillir le produit de 0-acylation (126 mg ; 32%).

2. 5. 4. 2-[(R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-(diphényloxy phosphoryl- i oxy) butanoate de f2- (R)-3-benzyloxytétradécanovlaminol-5- (6, 7- dihvdroxvheptyl) aminoTpentyle Une solution fraîchement préparée d'Os04 à 2. 5% dans la pyridine (1. 1 ml ; 1. 9 éq) est ajoutée goutte à goutte à 25°C à une solution du produit de 0-acylation obtenu ci-dessus (70 mg ; 0. 055 mmol) dans de la pyridine anhydre (5 ml). Le mélange est agité de 24 à 48 heures à température ambiante puis est traité par addition de Na2S205 et enfin dilué au CH2CI2, lavé successivement avec H20, avec une solution aqueuse HCI 1 N et à nouveau avec H20. La phase organique résultante est séchée sur MgS04, filtrée, évaporée et le residu obtenu est soumis à une purification par chromatographie Flash sur gel de silice (elution CH2CI2/MeOH 15/1 à 10/1) qui permet de recueillir le diol attendu (27 mg ; 38%). HPLC (210 nm) : TR = 37. 25 min.

ES/MS : m/z 1307. 0 [M+H] +.

2. 5. 5. 2-f (R)-3-Dodécanovloxvtétradécanovlamino]- (dihydroxy- phosphoryloxv) butanoate de {2-f (R)-3-hvdroxvtétradécanovlaminol-5-(6, 7- dihvdroxvheptvl) aminoTpentvle (=OM-144-FP8) a. Débenzytation A une solution du diol obtenu ci-dessus (50 mg, 0. 038 mmol) dans un mélange MeOH qualité HPLC/AcOH (5/0. 2 ml) est ajouté le catayseur (Pd/C 10%) (10 mg). Le mélange réactionnel est agité 4 heures sous H2 (pression atmosphérique) à température ambiante. Le catalyseur est éliminé par filtration sur filtre millipore et le filtrat évaporé pour conduire, sans autre purification, au produit débenzylé (46 mg ; 99%). HPLC (210 nm) : TR = 35. 13 et 35. 51 min (observation des deux diastéréoisomères). ES/MS : m/z 1217. 0 [M+H] +. b. Déphénvtation : Le catalyseur (Pt02) (25 mg ; 3. 8 eq) en suspension dans EtOH qualité HPLC (0. 5 ml) est réactivé sous H2 pendant 10 minutes. Une solution, préalablement dégazée sous argon, du produit débenzylé obtenu ci-dessus (35 mg, 0. 029 mmol) dans EtOH qualité HPLC (2 ml) est ajoutée à la suspension de catalyseur. Le mélange

réactionnel est alors agité pendant 2 heures sous H2 à température ambiante. Le catalyseur est filtré sur filtre millipore et le filtrat évaporé pour conduire, sans autre purification, à l'ester phosphate attendu (26 mg, 87%). HPLC (210 nm) : TR= 29. 3 et 30. 9 min (observation des deux diastéréoisomères). ES/MS : m/z 1064. 8 [M+Hr, 1086. 8 [M+Na] +, 1108. 8 [M-H+2Na] + (Figure 15).

2. 5. 6. 2-[ (R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-(dihydroxy-phosp horyloxy) butanoate de {2-[(R)-3-hydroxytétradécanoylamino]-5-(6-oxohexcyl)amino} <BR> <BR> <BR> pentvle (=OM-144-FP9)<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> 1. 87 ml Na104 0-IM (40. 17 mg, 20 éq.) sont ajoutés à 10 mg (9. 39 noi, 1 éq.) du<BR> produit déprotégé préparé ci-dessus dans un mélange isopropanol-eau (1:1): La solution est agitée pendant deux heures à température ambiante. La réaction est stoppée par I'adjonction de 1-2 gouttes d'éthylène glycol. TR = 30. 0 et 31. 5 min (observation de deux diastéréoisomères). ES/MS : m/z 1032. 8 [M+H] *, 1054. 8 [M+Na] +.

2. 6. (2R, 8R)-2-[' (R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino]-3-oxo-4-aza-8- [(R)-3-hydroxytétradécanoylamino]-nonane-1,9-diol 1-O-carboxy- méthyl éther 9-O-(6-oxohexanoate) (=OM-112-FV7) (Figure 16) La D-serine est protégée sous forme de dérivé N- (p-methoxybenzyloxycarbonyl) [Ref : Chen et Wang, Synthesis (1989), 36-37], puis la fonction OH alkyle avec le bromoacétate de benzyle en présence de NaH (2 equiv.). La fonction amine est libérée par traitement avec de l'acide trifluoroacétique dans le dichlorométhane, puis acylée avec le chlorure de I'acide (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoique en présence de triethylamine. Le dérivé de la serine ainsi obtenu est couplé avec l'amine (2R)-5- amino-2- [ (R)-3-benzyloxyt6trad6canoylamino] pentan-l-ol (voir 4. 1. 1) en présence de IIDQ pour donner le (2R, 8R)-2- [ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-3-oxo-4- <BR> <BR> <BR> aza-8-[(R)-3-benzyloxytétradécanoylamino] nonane-1, 9-diol 1-O-benzyloxycarbonyl- methyl éther. Ce produit est ensuite O-acylé avec !'acide hept-6-ènoique en présence de EDCI. La double liaison de l'ester auxiliaire est hydroxyle avec le

tétroxyde d'osmium (catalytique, en présence de N-méthylmorpholine N-oxyde), puis le diol déprotégé par hydrogénolyse en présence de palladium sur charbon dans I'éthanol. Le produit OM-112-FV-7 est obtenu par traitement avec du periodate de sodium dans un mélange isopropanol-eau. C65H103N3O12. MM : 1010. 45.

2. 7. (2S, 8R)-1-(Carboxyméthyl)thio-2-[(R)-3-tétradécanoyloxytétra - décanoylaminoJ-3-oxo-4-aza-8 [ (R)-3-hydroxytétradécanoy-lamino]- nonan-9-ol 9-O-(7-amino-heptanoate) (=OM-212-AH1) (Figure 17) La D-cystéine est S-alkyle avec le bromoacétate de p-méthoxybenzyle en présence de carbonate de sodium en milieu THF-eau. La S-benzyloxycarbonylmethyl cystéine ainsi obtenue est N-acyle avec le chlorure de I'acide (R)-3-tétradécanoyloxy- tétradécanoique, puis le dérivé S-alkylé N-acylé de la D-cystéine est couplé avec l'amine (2R)-5-amino-2-[(R)-3-hydroxytétradécanoylamino]pentan-1-o l {obtenue par hydrogénolyse de la (2R)-5-amino-2-[(R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]pentan-1 - ol, voir 4. 1. 1} en présence de IIDQ. Le produit ainsi obtenu est O-acylé sélectivement en position primaire avec l'ester dérivé de HOBt et d l'acide 7-(p- methoxybenzyloxy-carbonylamino) heptanoique. Les deux groupes p- méthoxybenzyle sont ensuite éliminés par traitement de l'ester avec de I'acide trifluoroacétique aqueux. C59H112N4010S. MM : 1069. 64. <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <P>2. 8. (2R, 8R)-2-[ (R)-3-Dodecanoyloxytetradecanoylamino]-3-oxo-4-aza-8- [(R)-3-hydroxytétradécanoylamino]-nonane-1,9-diol 1-O-(2,2-di- carboxyéthyl) éther 9-O-(6-oxohexanoate) (=OM-312-FV7) (Figure 18) Le dérivé N- (p-methoxybenzyloxycarbonyl) de la D-serine est O-alkylé avec le <BR> <BR> <BR> methylènemalonate de dibenzyle en présence de NaH. La fonction amine est libérée<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> par traitement avec de l'acide trifluoroacétique dans le dichlorométhanie, puis acylée avec le chlorure de I'acide (R)-3-dodéca-noyloxytétradécanoique enl présence de triéthylamine. Le dérivé de la serine ainsi obtenu est couplé avec l'amine (2R)-5-

amino-2-[(R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]pentan-1-ol (voir 4. 1. 1) en présence de IIDQ pour donner le (2R, 8R)-2-[(R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-3-oXo-4- aza-8-[(R)-3-benzyloxytétradécanoylamino] nonane-1, 9-diol 1-0-[2, 2-bis-(benzyloxy- carbonyl) ethyl] éther. Ce produit est O-acylé avec l'acide hept-6-énoique en présence de EDCI, puis l'ester hepténoyle soumis à une hydroxylation avec le tétroxyde d'osmium. Les groupes benzyles sont éliminés par hydrogénolyse en présence de palladium sur charbon dans I'éthanol. Le produit OM-312-FV-7 est obtenu par traitement du produit débenzyté avec du periodate de sodium dans un mélange isopropanol-eau. C58H105N3O14. MM : 1068. 49.

2. 9. 3-[(R)-3-Dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9-[ (R)-3- hydroxytétradécanoylamino]-1/10-diol-1-dihydrogénophospha te 10- (6-bromoacetamidohexanoate) (=OM-412-BA7) (Figure 19) Le 3- [ (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9- [ (R)-3-hydroxytétra- décanoylamino]-1, 10-diol-1-dihydrogénophosphate 10- (6-aminohexanoate) (voir 4. 2. 3. 3) est soumis à une réaction de bromoacétylation avec l'ester succinimidyloxy de l'acide bromoacétique dans un milieu eau-DMF en présence de triéthylamine. Le produit final est purifié par HPLC. C57Hio8BrN40i3P. MM : 1168. 4.

2. 10. (3RS, 9R)-3-[(R)-3-Hydroxytétradécanoylamino]-4-oxo-5-aza-9-[(R) -3- dodécanoyloxytétradécanoylaminol-décane-1, 10-diol 1-dihydrogéno- phosphate 10-O-(6-oxohexanoate) (OM-512-FV7) (Figure 20) L'acide 2-[(R)-3-benzyloxytétradécanoylamino]-4-diphényloxophosph oryloxy-bura- noique [obtenu par N-acylation du sel trifluoroacétique de l'O-(diphényl- oxyphosphoryl)-DL-homosérinate de benzyle avec le chlorure de l'acide (R)-3- benzyloxytétradécanoique, puis coupure de l'ester de benzyle par hydrogénolyse dans I'éthanol en présence de triéthylamine et de charbon palladié] est couplé avec

le (2R)-5-amino-2-[(R)-3-dodécanoyl-oxytétradécanoylamino] pentan-1-ol [obtenu par N-acylation du sel trifluoro-acétique du (2R)-5- (benzyloxycarbonylamino)-2-amino- pentan-1-ol avec le chlorure de l'acide (R)-3-dodécanoyloxytétradécanoique, puis déprotection du groupe amino en C-5 par hydrogénolyse dans l'éthanol en présence de triéthylamine et de charbon palladié] en présence de IIDQ. L'amide ainsi formé est O-acylé sur la fonction OH libre avec l'acide 6-hepténoique en présence de EDCI pour donner l'ester correspondant. La double liaison de l'ester auxiliaire est soumise à une réaction d'hydroxylation avec le tétroxyde d'osmium ; le groupe benzyle est ensuite éliminé par hydrogénolyse sur charbon palladié et le phosphate libéré par hydrogénolyse sur noir de platine. Le fonction diol est soumise à une réaction d'oxydation periodique pour générer le dérivé 6-oxohexanoyle OM-512-FV7.

C55H104N3013P. MM : 1046. 42.

2. 11. Purification et analyse des composées selon l'invention Les produits de synthèse et des pseudopeptidolipides portant un bras auxiliaire fonctionnalisé sont solubilisés dans un mélange eau-isopropanol (1 : 1 v/v). La quantité nécessaire de bicarbonate d'ammonium 2M est ensuite ajoutée pour atteindre une concentration de 50 mM.

2. 11. 1. Purification La purification est effectuée par HPLC préparative en phase inverse dans les conditions suivantes : Colonne : Bondapack C18 PrepPak, 40 x 200 mm, 15-20 pm, 300 A, Waters Phase mobile : A : isopropanol-eau (9 : 1, v/v), 50mM bicarbonate d'ammonium B : isopropanol-eau (2 : 8, v/v), 50mM bicarbonate d'ammonium Débit : 40 ml/min

Elution : Adsorption isocratique sur la colonne : 40% B (60% A), 10 minutes Gradient A : B : 40 à 80% B en 10 minutes Elution isocratique 80% B, 30 minutes Lavage : 100% B, 10 minutes Détection : UV, 210 nm Au cas où la présence de produits aromatiques serait observée (étape de déprotection incomplète), une purification plus fine doit tre effectuée. Cette purification supplémentaire est réalisée dans les conditions suivantes : Colonne : Kromasil C18, 21 x 250 mm, 5 jum, 100 A, Macherey-Nagel Phase mobile : A : isopropanol-eau (9 : 1, v/v), 50mM bicarbonate d'ammonium B : isopropanol-eau (2 : 8, v/v), 50mM bicarbonate d'ammonium Débit : 5 ml/min Elution : Adsorption isocratique sur la colonne : 40% B (60% A), 10 minutes Elution isocratique : 84% B, 30 minutes Lavage : 100% B, 10 minutes Détection : UV, 210 Système : Waters 2000 Les fractions contenant les composés d'intért sous forme de sel d'ammonium sont rassemblées et concentrées par adsorption sur phase C18 Bondapack, 15-20 pm, 300 A, Waters. Le contre ion peut ensuite tre échangé par lavage au moyen d'une solution aqueuse d'un sel de métal alcalin (tel que NaCI ou KCI, par exemple) à 10 g/L dans l'eau-isopropanol (9 : 1, v/v). Après élimination de t'excèdent de sel par passage de 5 volumes d'un mélange eau-isopropanol (9 : 1, v/v) sur la colonne, le composé est élue avec de l'isopropanol pur.

2. 11. 2. Suivi de la purification Après chaque étape, les fractions sont analysées par chromatographie analytique HPLC en phase inverse selon les conditions suivantes : Colonne : Supelcosil C18, 3 p-m, 4. 6 x 150mm, 100 A, Supelco Phase mobile : A : eau-acétonitrile (1 : 1, v/v), 5mM TBAP B : eau-isopropanol (1 : 9, v/v), 5mM TBAP TBAP : phosphate de tétrabutylammonium Débit : 1 ml/min Elution : Gradient A : B (75 : 25 à 0 : 100) en 37. 5 minutes Détection : UV, 210 et 254 nm Chromatographe : Pour ces analyses, différents chromatographes HPLC ont été <BR> <BR> utilisés (HP1050 Ti series, HP1090 series M LabChr ; om-<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> Shimadzu). Les temps de rétention selon le système utilisé peut varier d'environ une minute pour un composé donné.

2. 11. 3. Dosage et analyse de pureté des produits finaux Le dosage et le contrôle de pureté des produits obtenus sont réalisés par HPLC/UV dans les conditions chromatographiques décrites ci-dessus. Selon ces analyses les puretés obtenues des produits varient entre 97 et 100%. Afin de mettre en évidence la présence d'impuretés inactives en UV, des analyses LC/ES-MS ont été réalisées (ionisation de type electrospray, mode positif). Pour satisfaire aux conditions d'ionisation, les conditions chromatographiques suivantes ont été utilisées : Colonne : Vydac C4, 5 um, 4. 6 x 150mm, 300 A Phase mobile : A : eau-acétonitrile (1 : 1, v/v), 0. 05% TFA B : eau-isopropanol (1 : 9, v/v), 0. 05% TFA Débit : 1 ml/min Elution : Gradient A : B (80 : 20 à 0 : 100) en 20 minutes Température : 40°C

2. 11. 4. Analyses spectroscopiques Spectrométrie de masse Les spectres ES/MS (modes positif et négatif) ont été mesurés sur des spectromètres de masse de différents types (Finnigan LCQ, ion trap ; Micromass Quattro II, triple stage quadruple ; Micromass Z-Bio-Q, triple stage quadrupole). Des analyses complémentaires de type MS/MS ont également été réalisées.

Résonance magnétique nucléaire Les spectres 1H-RMN et 13C-RMN ont été mesurés sur des appareils de type Bruker DPX à 250. 13 et 62. 89 MHz.

2. 11. 5 Détermination de t'endotoxicité L'endotoxicité des différents intermédiaires de synthèse et des pseudopeptidolipides portant un bras auxiliaire fonctionnalisé a été déterminée par le test Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) chromogénique cinétique (Charles River Endosafe produit R1708K, lot EK2251 E).

Ce test LAL a été utilisé pour démontrer la faible endotoxicité des produits présentés dans l'invention.

Les résultats sont exprimés en EU (unité d'endotoxine) par rapport a une solution étalon standard internationale (EC-6). Pour cette série de dosage, 1 EU représente environ 0. 08 ng de LPS E. coli 055 : B5. Tableau des valeurs LAL obtenues pour les intermédiaires de synthèse et les pseudopeptidolipides portant un bras auxiliaire fonctionnalisé : Composés testés EU/mg ng. équivalent LPS par mg de produit OM-1 97-MC 5. 8 0J6 I OM-197-FV62733JO OM-1 97-FV7 33. 8 3. 8 OM-1 97-FV8 42. 2 4. 7 OM-1 97-MC-FV5 3. 6 0. 3 OM-287-AC5 34. 2 3. 8

Les composés testés présentent une endotoxicité faible (< 0. 0005% de celle du LPS de référence). Le greffage de différents bras auxiliaires fonctionnalisés sur la structure des pseudopeptidolipides ne modifie pas notablement l'endotoxicité de ces produits.

EXEMPLE 3 PREPARATION DES CONJUGUES 3. 1. Conjugués avec le peptide FGFG Comme le montrent les schémas de synthèses présentés dans les Figures 4, 7 12, 14, 16, 18 et 20, une réaction de dihydroxylation vicinale est réalisée sur les pseudopeptidolipides portant un bras auxiliaire de type oléfinique pour conduire à la formation d'une fonction diol stable. Une réaction d'oxydation periodique est ensuite effectuée pour créer une fonction aldéhyde sur le bras auxiliaire. Une réaction d'amination réductrice peut ensuite tre réalisée pour coupler, par exemple, un peptide de petite taille tel que FGFG (Phénylalanine-Glycine-Phénylalanine-Glycine, Sigma). Une étape de purification de l'aldéhyde est toutefois préférable 3. 1. 1. Purification de l'aldéhyde Afin d'éliminer les sels présents en solution, une purification de l'aldéhyde est réalisée sur phase Bondapack C18 (Waters), 15-20 jj. m, 300 A, selon la procédure suivante : -adsorption de l'échantillon après dissolution dans un mélange isopropanol-eau (1 : 3) -élution des sels avec un mélange isopropanol-eau (1 : 9) -élution de l'aldéhyde avec un volume minimum d'isopropanol 3. 1. 2. Couplage par amination réductrice La réaction de couplage par amination réductrice est réalisée en solution aqueuse en respectant une stoechiométrie égale entre les fonctions aldéhyde (bras auxiliaire du pseudopeptidolipide) et les fonctions amines disponibles sur le peptide ou la protéine à coupler. Dans l'exemple du peptide FGFG, 2 mg d'OM-197-FV7 purifié (1. 86 limol, 1 éq) ont été ajoutés à une solution de 0. 8 mg de FGFG (1. 86 limol, 1 éq) dissous dans 1 ml H20-MeCN (1 : 1) La solution est agitée pendant 30 minutes à

température ambiante pour former l'imine. L'étape de réduction est ensuite effectuée par adjonction de 92 il de NaBH3CN 1 M (5. 77 mg, 50 éq) pour former une liaison carbone-azote particulièrement stable (Figure 21). Le conjugué a été purifié dans un premier temps sur colonne Vydac C4 pour éliminer le peptide n'ayant pas réagi, puis sur phase Bondapack C18 (Waters) pour obtenir le sel de sodium (voir paragraphe : purification et analyse des composés selon l'invention). Le conjugué a ensuite été resolubilisé dans H20 stérile 0. 01 % triéthanolamine (TEoA) pour satisfaire aux conditions des tests d'activités biologiques. Le spectre de masse ES/MS enregistré après purification est présenté en Figure 23 et met en évidence un ion moléculaire [M+H]+ à m/z 1457.4, indiquant le couplage attendu. Les ions visibles entre m/z 400 et 900 ont été identifiés par des analyses MS/MS comme étant des fragments provenant du pic moléculaire du peptide conjugué. Les ions correspondant au peptide FGFG initial (m/z 427. 1 [M+H] +, m/z 853. 0 [2M+H] +, Figure 22) n'ont pas été détectés.

3. 2. Conjugués avec le peptide (NANP) 6P2P30 Le composé OM-197-FV7 obtenu par le shéma de synthèse présenté en Figure 4 peut tre couplé, par exemple, à un peptide d'intért pharmaceutique tel que (NANP) 6P2P30 [Valmori et al., 1992, J. immunol. 149, 717-721], dont la séquence est la suivante : (NANP) 6QYIKANSKFIGITEFNNFTVSFWLRVPKVSASHLE Le peptide (NANP) 6P2P30 présente quatre sites de conjugaison possibles (amine terminale + trois lysines). 5 mg d'OM-197-FV7 purifié (4. 64 jj-mot, 4 éq) ont été ajoutés à une solution de 7. 49 mg de (NANP) 6P2P30 (1. 16 gmol, 1 éq) dissous dans 1 mi H20-isopropanol (1 : 1) La solution est agitée pendant 30 minutes à température ambiante, puis l'étape de réduction est effectuée en ajoutant 230 J de NaBH3CN 1M (14. 43 mg, 50 éq).) La solution est agitée pendant deux heures à température ambiante. Le mélange réactionnel est ensuite dialysé contre H20 pendant 24 heures. (cassette de dialyse 3. 5Kd, Slide-A-Lyzer, Pierce). L'analyse LC/ES-MS du

mélange réactionnel montre la présence de trois types de molécules, comme le montrent les chromatogrammes présentés en Figure 24 : Les pics correspondant au peptide libre (pic A), au peptide monoconjugué (pic B) et au peptide biconjugué (pic C) sont clairement visibles. Les enveloppes ioniques enregistrées pour chacun d'eux sont présentées aux Figures 25, 26 et 27 et attestent d'une conjugaison covalente à une ou deux molécules de OM-197-FV pour le monoconjugué et le biconjugué, respectivement.

Figure 25 : Peptide (NANP) 6P2P30 (peptide libre). PM : 6451 tons à m/z 1076. 2 (A6), 1291. 2 (A5), 1613. 7 (A4).

Figure 26 : Monoconjugué OM-197-FV-(NANP) 6P2P30. PM : 7481 tons à m/z 1247. 8 (B6), 1497. 4 (B5), 1871. 2 (B4).

Figure 27 : Biconjugué (OM-197-FV) 2-(NANP) 6P2P30. PM : 8511 tons à m/z 1419. 6 (C6), 1703. 3 (C5), 2129. 1 (C4).

Les transformations de chacun de ces spectres ES/MS, présentées aux Figure 28, 29 et 30 permettent de mieux visualiser la conjugaison réalisée sir le peptide.

L'analyse par SDS-PAGE des conjugués OM-197-FV- (NANP) 6P2P3o a permis de mettre en évidence différentes bandes distinctes correspondant au peptide n'ayant pas réagi, au monoconjugué et au biconjugué. Dans les conditions électrophorétiques utilisées (gradient 10-20% polyacrylamide, tampon tris-tricine, Bio Rad, &num 161-1108), les standards en présence ont permis d'évaluer à environ mille uma la différence entre les bandes d'intérts, confirmant le couplage de une ou deux molécules d'OM-197-FV sur le peptide.

3. 3. Conjugués avec le peptide P2P3o D'autres peptides peuvent également tre couplés par amination réductrice aux i composés portant un bras auxiliaire de type aldéhyde. On présentera par exemple le couplage d'OM-197-FV7 au peptide P2P30. Ce dernier correspond à la partie épitope T de la toxine tenanus toxoid et présente la séquence suivante :

KQYIKANSKFI GITEFNNFTVSFWLRVPKVSASHLE Le peptide P2P30 présente cinq sites de conjugaison possibles (amine terminale + quatre lysines) et une masse de 4200 uma (spectres ES/MS en Figures 31 et 34).

Cinq équivalents de OM-197-FV7 ont donc été engagés. Les conditions réactionnelles décrites ci-dessus ont été appliquées. Après dialyse contre H20 (cassette de dialyse 3. 5Kd, Slide-A-Lyzer, Pierce), les spectres de masse des conjugués obtenus ont été mesurés par LC/ES-MS et comparés à ceux enregistrés pour le peptide libre. Le spectre ES/MS du monoconjugué OM-197-FV-P2P30 est présenté en Figure 32. Les ions multiplement chargés m/z 872. 8 (A6), 1047. 1 (A5), 1308. 6 (A4) et 1744. 4 (A3) constituent 1'enveloppe ionique d'un conjugué de masse <BR> <BR> <BR> moléculaire de 5230 uma, correspondant au greffage d'une molécule de OM-197-<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> FV sur une molécule de peptide P2P30 par amination réductrice. Le spectre : de masse transformé met particulièrement bien en évidence la masse attendue pour le monoconjugué OM-197-FV-P2P3o (Figure 35).

De mme, le spectre de masse obtenu pour le biconjugué (OM-197-FV) 2-P2P3o ne laisse aucun doute quant à la présence de deux molécules de OM-197-FV par unité de peptide. L'enveloppe ionique constituée par les ions m/z 1044. 5 (A6), 1253. 1 (A5), 1566. 3 (A4) et 2088. 4 (A3) (Figure 33), ainsi que le spectre transformé (Figure 36) attestent de la masse moléculaire attendue pour le biconjugué (6261 uma).

3. Conjugués aYec le peptide (NANP) 3CSwT3 Un couplage similaire peut tre réalisé sur le peptide (NANP) 3CS. T3 (TNO, PM : 3527uma, Figures 37 et 40), dont la séquence est la suivante : NANPNANPNANPDIEKKIAKMEKASSVFNVVNS Après dialyse contre H2O, les ions observés sur les spectres ES/MS indiquent des masses moléculaires de 4557 et 5587 uma, correspondant aux valeurs attendues pour les composés mono-et biconjugués, respectivement (Figures 38-39 et 41-42).

3. 5. Conjugués avec ovalbumine Les protéines, comme l'ovalbumine par exemple, se prtent particulièrement bien au couplage par amination réductrice. Les nombreuses lysines présentes dans la séquence (20 lysines pour l'ovalbumine) sont autant de sites de congaison possibles pour les pseupeptidolipides portant un bras auxiliaire fonctionnalisé avec un groupe aldéhyde. En variant la stoechiométrie de la réaction d'amination réductrice (ratio pseudopeptidolipide/protéine), différents degrés de conjugaison peuvent tre obtenus.

1 mg d'OM-197-FV7 purifié (0. 928 ttmol, 10 éq) a été ajouté à une solution de 4 mg d'ovalbumine (0. 09 J. mo), 1 éq) dissous dans 5 ml H20. La solution est agitée pendant 30 minutes à température ambiante, puis l'étape de réduction est effectuée en ajoutant 46 lui de NaBH3CN 1 M (2. 89 mg, 50 éq).) La solution est agitée pendant deux heures à température ambiante. Le mélange réactionnel est ensuite dialysé contre H2O pendant 24 heures. (cassette de dialyse 3. 5Kd, Slide-A-Lyzer, Pierce).

De par sa taille et une hétérogénéité propre, I'ovalbumine pose de nombreux problèmes analytiques. Par conséquent, la caractérisation d'un conjugué OM-197- FV-ovalbumine par spectrométrie de masse s'avère particulièrement délicate. Afin de mettre en évidence la réaction de conjugaison, des analyses SDS-PAGE ont été réalisées sur les différents lots de conjugués OM-197-FV-ovalbumine. Comme le montre le gel présenté en Figure 43 (6) (gradient 4-20% polyacrylamide), une masse supérieure d'environ 3000 uma à l'ovalbumine initiale (ligne 2) est observée pour les conjugués OM-197-FV-ovalbumine (lignes 3, 4 et 5). Cette différence de masse suggère ainsi la présence de plusieurs molécules de OM-197-FV par molécule d'ovalbumine. Les analyses LC/UV réalisées sur phase C4 confirment ce résultat. En

effet, dans ces conditions, l'ovalbumine initiale apparaît clairement à Rt=11. 3 min, alors qu'après la réaction de conjugaison, le pic correspondant à l'ovalbumine initiale a complètement disparu démontrant une réaction quantitative de l'ovalbumine. Le conjugué OM-197-FV-ovalbumine n'est par contre pas élue. Ce comportement chromatographique indique également la présence de plusieurs molécules d'OM- 197-FV sur l'ovalbumine, empechant ainsi I'élution du conjugué dans ces conditions.

3. 6. Conjugués avec hémagglutinine HINI La protéine d'hémagglutinine H1N1 constitue également un exemple de choix pour illustrer le couplage entre les molécules de type OM-197 et un antigène de type protéinique.

1 mg d'OM-197-FV7 purifié (0. 928 pfnot, 15 éq) a été ajouté à une solution de 5 mg de H1N1 (hémagglutinine A/Beijing 262/95, Solvay Duphar, Weesp, NL) (0. 06 mot, 1 éq) dissous dans 8 ml H20. La solution est agitée pendant 30 minutes à température ambiante, puis l'étape de réduction est effectuée en ajoutant 46 ; J de<BR> NaBH3CN 1M (2. 89 mg, 50 éq). La solution est agitée pendant deux heures à température ambiante. Le mélange réactionnel est ensuite dialyse contre H20 pendant 24 heures (cassette de dialyse 3. 5 Kd).

Le conjugué OM-197-FV-H1N1 a été analysé par SDS-PAGE dans les conditions utilisées pour le conjugué OM-197-FV-ovalbumine (gradient 4-20% polyacrylamide).

Les profils électrophorétiques obtenus pour la protéine initiale (ligne 6) et le conjugué avant et après dialyse (lignes 8 et 7, respectivement) sont présentés en Figure 43 (C| La protéine H1N1 apparaît sous la forme de trois bandes, dont deux correspondent aux sous-unités HA1 et HA2 décrites dans la littérature (Swiss-Prot, Swiss Institute of Bioinformatics, Geneva). Dans le cas des conjugués OM-197-FV-H1N1, une différence de masse est observée pour chacune des bandes, mettant ainsi en évidence le couplage de molécules de OM-197-FV sur la protéine H1 N1.

EXEMPLE 4 ETUDE PHARMACOLOGIQUE DES COMPOSES SELON L'INVENTION (IN-VITRO) 4. 1. Test de détermination de l'endotoxicité L'endotoxicité a été déterminée par le test Limulus Amoebocyte Lysate chromogénique cinétique (Charles River Endosafe produit R1708K lot EK2251E).

Ce test LAL a été utilisé pour démontrer la faible endotoxicité des antigènes couplés au produit de l'invention.

Le principe biologique de ce test est basé sur l'initiation par tes, endotoxines bactériennes d'une proenzyme présente dans le lysat des amoebocytes de Limulus (LAL) qui active une cascade de serine protéases. En présence d'un substrat incolore (S-2834 peptide couplé à la p-nitroaniline), le clivage du chromophore conduit à la libération de p-nitroaniline (pNA) et au développement d'une coloration jaune qui peut tre suivi spectrophotométriquement à 405 nm. 1. proenzyme endotoxine enzyme 2. substrat enzvme > peptide + p-nitroaniline Le test cinétique chromogénique est basé sur le fait que la quantité d'endotoxine est inversement proportionnelle au temps nécessaire pour atteindre une densité optique (D. O.) de 0. 2. La concentration est déterminée par rapport à une courbe standard de 0. 005 à 50 EU/ml.

Les résultats sont exprimés en EU (unité d'endotoxine) par rapport à une solution étalon standard Internationale (EC-6). Pour cette série de dosage 1 EU représente environ 0. 08 ng LPS E. coli 055 : B5. Tableau résultat LAL pour les différents produits de t'expérience d'immunisation avec les produits conjugués à l'ovalbumine : Composés ou mélanges testés EU/mg ng. équivalent LPS par mg de produit Ovalbumine < 0. 8 < 0. 064 Ovalbumine + OM-197-MP 5. 8 0. 48 OM-197-FV-ovalbumine 8. 21

II semblerait que le fait de coupler I'OM-197-FV à l'ovalbumine crée une augmentation de l'activité LAL détectée. Cette augmentation est peut tre due à un changement dans la manière dont la molécule d'OM-197-FV est présentée. Les autres produits de la série ovalbumine ont tous des activités LAL équivalentes. Les résultats LAL sont très variables et des différences entre les groupes de 3 à 4 x ne sont pas significatives. L'activité LAL maximale est de 2. 4 ng équivalent LPS par injection (25 ug/injection) pour les produits de couplage, pour les autres groupes l'activité LAL maximale est de 0. 012 ng équivalent LPS par injection.

Tableau résultat LAL pour les différents produits de l'expérience d'immunisation avec les produits conjugués à I'hémagglutinine H1 N1 : Composés ou mélanges testés EU/mg ng. équivalent LPS par mg de produit HINI 2 0. 17 H1N1 +OM-197-MP 20 1. 67 OM-197-FV-H 1 N 1 15. 6 1. 30 Les produits de la série H1N1 ont tous des activités LAL équivalentes. Les résultats LAL sont très variables et des différences entre les groupes de 3 à 4 x ne sont pas significatives. Le couplage n'a pas d'effet sur l'activité LAL. L'activité LAL maximale est de 0. 008 ng. équivalent LPS par injection (5 ug/injection). Tableau résultat LAL pour les différents produits de l'expérience d'immunisation avec les produits conjugués au peptide (NANP) 6P2P30 : Composés ou mélanges testés EU/mg ng. équivalent LPS par mg de produit (NANP) 6P2P3o 16 1. 33 (NANP) 6P2P3o + IFA n. d. * n. d. * (NANP) 6P2P30 + OM-197-FV6 13'1 (NANP) 6P2P3o + OM-197-MC 12 1 (OM-197-FV)1,2,3-(NANP)5P2P30 2 0.17 OM-197-FV- (NANP) 6P2P3o 9. 4 0. 78 OM-197-FV-NANP) 6P2P30 + OM-197-MP 17.4 1.45

* pas dosable en LAL car il s'agit d'une émulsion Les produits de la série (NANP) 6P2P30 ont tous des activités LAL équivalentes. Les résultats LAL sont très variables et des différences entre les groupes de 3 à 4 x ne sont pas significatives. Le couplage n'a pas d'effet sur l'activité LAL.

L'activité LAL maximale est de 0. 03 ng. équivalent LPS par injection (20 ug/injection).

4&num 2. Détermination de la prolifération des cellules souche de la moelle osseuse de souris stimulées par les produits de l'invention 4. 2. 1. Expérience de prolifération Des souris mâles C57/BL6 de 6 semaines sont sacrifiées par inhalation de CO2. Les os des membres postérieurs, la hanche, le tibia et le fémur sont prélevés. La moelle est extraite de la lumière osseuse par injection de milieu Eagle modifiétpar Dulbecco (milieu DH) au travers des extrémités qui ont été préalablement sectionnées. Les cellules souches sont lavées et remises en suspension dans du milieu DH complété

par 20 % de sérum de veau foetal (SVF). La concentration cellulaire est ajustée à 500000 cellules/ml.

Les produits en solution dans le milieu DH additionné de 20 % SVF, d'acides aminés et d'antibiotiques, sont dilués en série directement dans la microplaque. Les produits sont testés en triplicat et chaque microplaque comprend un contrôle négatif composé de milieu seul. Le volume final dans chaque puits est de 100 pi. Pour certaines expériences les produits en solution dans l'isopropanol sont dilués dans le milieu DH avec 20 % de SVF, amené à sec par évaporation, et repris dans un volume équivalent d'eau.

100 pI de suspension cellulaire sont ajoutés aux dilutions de produits et les cellules sont incubées pendant 7 jours dans une étuve à 37 °C, sous 8 % de CO2, saturée en humidité. La prolifération est déterminée par la mesure de l'oxydation d'un substrat chromogénique (XTT) dans les mitochondries des cellules vivantes (Cell Proliferation kit li # 1465 015 Boehringer Mannheim).

A la fin de l'incubation, 50 ul de la solution XTT substrat sont ajoutés à chaque puits.

Après 8 heures d'incubation à 37 °C sous 8 % de C02 dans une étuve saturée en humidité, les microplaques sont lues au spectrophotomètre à 492 nm contre une référence à 690 nm.

Les résultats sont exprimés en moyenne écart-type sous forme de courbe dose-réponse. Les valeurs du contrôle négatif composé de milieu DH (moyenne écart type) sont également indiquées sous forme graphique.

4. 2. 2. Présentation des résultats Prolifération des cellules souches de la moelle osseuse induite par des pseudopeptidolipides porteurs d'un bras auxiliaire fonctionnalisé La figure 44 présente l'activité des différents produits et montre l'influlence du bras auxiliaire fonctionnalise sur l'activité NO mesurée in vitro. Le bras contenant la fonction aldéhyde (OM-197-FV7) présente une capacité à induire la prolifération plus faible que ceux qui contiennent une fonction alcool (OM-197-FV8) ou diol (OM-197- FV6). De plus le maximum d'induction de la prolifération est décalé par rapport aux autres produits (à environ 5 aug/ml). Le pseudopeptidolipide monophénylé portant un

bras auxiliaire diol (OM-197-FV6 monophénylphosphate) est très actif dans ce modèle in vitro, beaucoup plus que t'équivalent non phénylé (OM-197-FV6).

Le composé comprenant une charge positive sur son bras fonctionnalise (OM-287- AC5) présente un profil d'activité différent des autres composés de la série.)) commence par tre inactif et présente un pic d'activité maximal vers 1 ug/ml. Sa capacité à induire la prolifération des cellules souches est très importante.

L'OM-197-MC comprenant une charge négative avec la fonction carbonyle est également très actif dans ce modèle, avec un maximum d'activité à environ 10 lug/ml.

La figure 45 présente une comparaison de l'activité NO des pseudopeptidolipides par rapport au LPS utilisé comme contrôle positif. Bien qu'induisant la prolifération des cellules souches de la moelle osseuse de manière significative, une concentration plus forte que celle du contrôle positif (100 x) est nécessaire pour que les pseudopeptidolipides commencent à induire une activité NO. L'amplitude maximale est également beaucoup plus faible que celle induite par le LPS de E. coli.

4. 3. Détermination de la production d'oxyde nitrique par des macrophages murins stimulés par les produits de l'invention 4. 3. 1. Expérience de production d'oxyde nitrique : Des souris mâles C57/BL6 de 6 semaines sont sacrifiées par inhalation de COz. Les os des membres postérieurs, la hanche, le tibia et le fémur sont prélevés. La moelle est extraite de la lumière osseuse par injection de milieu Eagle modifié par Dulbecco (milieu DH) au travers des extrémités qui ont été préalablement sectionnées. Les cellules souches sont lavées et remises en suspension (concentration cellulaire environ 40000 cellules/ml) dans du milieu DH complété par 20 % de sérum de cheval (SH) et 30 % de surnageant de L929. Les L929 sont une lignée de fibroblastes murins dont le surnageant est riche en facteur de croissance pour les macrophages (M-CSF). La suspension cellulaire est distribuée dans des boîtes de

Pétri qui sont incubées 8 jours à 37 °C sous 8 % de C02 dans une étuve saturée en humidité.

Après 8 jours les cellules souches se sont différenciées en macrophages matures.

Les macrophages sont détachés par un passage au froid, lavés et resuspendus dans du milieu DH complété par 5 % de sérum foetal de veau (SFV), des acides aminés et des antibiotiques. La concentration cellulaire est ajustée à 700000 cellules par ml.

Les produits en solution dans le milieu DH additionné de 5 % de SVF, d'acides aminés et d'antibiotiques, sont dilués en série directement dans la microplaque. Les produits sont testés en triplicat et chaque microplaque comprend un contrôle négatif composé de milieu seul. Le volume final dans chaque puits est de 100 pi. Pour certaines expériences les produits en solution dans l'isopropanol sont dilués dans le milieu DH avec 5 % de SVF, amené à sec par évaporation, et repris dans un volume équivalent d'eau (résultats figure 41). 100 ul de suspension cellulaire sont ajoutés <BR> <BR> <BR> aux dilutions de produits et les cellules sont incubées pendant 22 heures dans une<BR> <BR> <BR> <BR> <BR> <BR> étuve à 37 °C, sous 8 % de C02, saturée en humidité. A la fin de l'incubation avec les produits, 100 pI de surnageant sont prélevés et la concentration de nitrite est déterminée par la réaction de Griess.

100 lui de réactif de Griess (5mg/ml de sulfanilamide + 0, 5mg/ml de chlorhydrate de N- naphthyléthylène diamine)) dans de l'acide phosphorique à 2, 5 % aqueux, sont ajoutés à chaque puits. Les microplaques sont lues au spectrophotomètre à 562 nm contre une référence à 690 nm. La concentration en nitrite est proportionnelle à celle de l'oxyde nitrique produit. La concentration en nitrite est déterminée par rapport à une courbe standard.

Les résultats sont exprimés après soustraction du contrôle négatif en moyenne écart type sous forme de courbe dose/réponse.

4. 3. 2. Présentation des résultats : Activité NO des pseudopeptidolipides porteurs d'un bras auxiliaire fonctionnalisé La figure 46 présente l'activité des différents produits et montre l'influence du bras auxiliaire fonctionnalisé sur l'activité NO mesurée in vitro. Le bras contenant la fonction aldéhyde (OM-197-FV7) présente une activité plus faible que ceux qui contiennent une fonction alcool (OM-197-FV8) ou diol (OM-197-FV6). Une interaction de l'aldéhyde du composé OM-197-FV7 avec les protéines présentes dans le milieu de culture pourrait expliquer l'activité de ce produit. Le composé phényle semble également moins actif que le composé non phényle (OM-197-FV6).

La solubilité plus faible du composé phényle pourrait expliquer cette baisse d'activité.

Le composé comprenant une charge positive sur son bras auxiliaire fonctionnalisé (OM-287-AC5) présente un profil d'activité différent des autres composés de la série.

II commence par tre inactif et présente un pic d'activité maximal vers 1 ug/ml.

L'OM-197-MC comprenant une charge négative avec la fonction carbonyle est très actif dans ce modèle.

La figure 47 présente une comparaison de l'activité NO des pseudopeptidolipides par rapport au LPS utilisé comme contrôle positif. Bien qu'induisant une activité NO significative, une concentration plus forte que celle du contrôle positif (100 x) est nécessaire pour que les pseudopeptidolipides commencent à induire une activité NO. L'amplitude maximale est également beaucoup plus faible que celle induite par le LPS de E. coli.

4. 4. Test de differentiation des cellules dendritiques La capacité des produits de l'invention à induire la maturation des cellules pré- dendritiques en cellules dendritiques a été évaluée. Les paramètres suivants ont été mesurés : l'incorporation du Dextran-FITC et l'expression des molécules de surface CD83, CD86.

4. 4. 1. Protocole expérimental Les cellules mononucléées du sang périphérique sont isolées à partir de"buffy coats"de donneurs sains. Les monocytes purifiés par adhérence sont remis en suspension dans du milieu RPMI-1640 (Sigma-Aldrich, St-Louis, MO, U. S. A.) contenant 10% de sérum de veau foetal, du GM-CSF (10 ng/ml ; IM-HGM1, Immungenex Corp, Los Angeles, CA, U. S. A.) et de l'IL-4 (10 ng/ml ; No 204-IL, R&D System, Minneapolis, MN, USA) à raison de 1 x 106 cellules/mi. Les cellules sont distribuées dans des boîtes de Pétri (P10, Falcon, Becton Dickinson, Plymouth, ! UK) (10 x 106 cellules par boîte P10) et cultivées pendant 6 jours avec un changement de milieu après 3 jours. Les cellules ainsi obtenues sont appelées cellules prédendritiques (DC-6). La maturation des cellules prédendritiques en cellules dendritiques matures est réalisée par incubation avec les dilutions de produits ou de LPS (témoin positif) pendant 3 jours supplémentaires (voir sous produits). Au jour 9 (DC-9), les cellules sont récoltées, et les différents paramètres indicateurs de la maturation des cellules dendritiques : les molécules de surface CD83, CD86 ainsi que la capacité d'incorporer du Dextran-FITC sont évalués. Tous ces paramètres sont analysés par FACS EPICS-XL-MCL (Coulter Immunology, Hialeah, Finland) (Lanzavecchia etal., J. Exp. Med 179 (1994) 1109 ; Lanzavecchia et al., J. Exp. Med 182 (1995) 389).

L'expression des molécules de surface est exprimée en % de la fluorescence moyenne des cellules stimulées par LPS (témoin positif) ; l'incorporation du Dextran est calculée par rapport à celle des cellules maintenues dans le milieu et est exprimée en %.

Produits : les solutions mères de OM-197-MC, OM-197-FV6, et OM-287-AC5 sont préparées à 0. 5 mg/ml dans 0. 9% NaCI/eau, additionnée de 0. 1% triéthanotamine.

Les solutions sont incubées à 37°C pendant 20 min, agités vigoureusement pendant 3 min puis dilués à 100 lug/ml dans du milieu de culture RPMI 1640 et utilisés en dilution à partir de 10 ug/mi jusqu'à 0. 03 ug/ml.

Produit de référence : lipopolysaccharide de E. coti (LPS, DIFCO, Detroit, MI, U. S. A.), solution stock 5 mg/ml dans PBS. Une solution intermédiaire est préparée à

100 pglml dans du milieu de culture RPMI 1640. Les concentrations testées sont des dilutions à partir de 1 ug/ml jusqu'à 0. 03 ug/ml.

4. 4. 2. Evaluation des résultats Les cellules dendritiques immatures (DC-6) issues de la différenciation des monocytes, par l'effet conjugué de GM-CSF et d'IL-4, sont capables d'incorporer le Dextran-FITC. Au cours du processus de maturation, les cellules perdent la capacité d'incorporer le Dextran-FITC. Les analyses sont effectuées au stade de différenciation DC-9.

Les résultats (Figure 48) sont exprimés en % de l'incorporation du Dextran-FITC observée dans les cellules non stimulées incubées avec le milieu seul. Les cellules traitées avec du LPS ou de I'OM-287-AC5 ne conservent respectivement que 15% et 22% de phagocytose, II faut au moins 1 ug/ml d'OM-287-AC5 pour induire une diminution maximale d'incorporation de Dextran alors que 0. 1 ug/ml de LPS induisent une diminution équivalente. 10 lug/ml d'OM-197-MC sont nécessaires pour induire une diminution de 22 % de la phagocytose. De plus pour des concentrations inférieures à 3 ug/ml il n'y a aucun effet de I'OM-197-MC sur la phagocytose.

L'OM-197-FV6 ne semble avoir aucun effet sur la maturation des cellules dendritiques.

L'expression des molécules de surface costimulatrices est un autre critère de maturation des DC. L'augmentation de l'expression des CD83 et CD86 (Figures 49 et 50) a été testée. Les résultats sont exprimés en % de la moyenne de fluorescence par rapport à l'expression de ces marqueurs induite par le LPS. Ces résultats corroborent parfaitement ceux obtenus à partir de la phagocytose. L'OM-287-AC5 induit une augmentation de l'expression des molécules de surface dès 0. 1 lug/ml, alors qu'il faut au moins 1 Eug/ml pour que I'OM-197-MC commencera augmenter l'expression de CD83 et de CD86. L'OM-197-FV6 n'a aucun effet sur l'expression des molécules de surface caractéristique des cellules dendritiques.

Ces résultats montrent un comportement très différent pour les pseudopeptidolipides en fonction de leur bras auxiliaire. L'OM-287-AC5 montre une capacité exceptionnelle à induire une différenciation des cellules DC-6 en DC-9 déjà à partir de 0. 1 pg/ml, alors qu'il faut des concentrations supérieures à 1 ug/ml pour que I'OM-197-MC commence à induire cette différentiation, et que I'OM-197-FV6 est totalement dépourvu de ce type d'activité.

EXEMPLE 5 ETUDE PHARMACOLOGIQUE DES COMPOSES SELON L'INVENTION (IN-VIVO) 5. 1. Evaluation des propriétés de pseudopeptidolipides portant un auxiliaire i fonctionnalisé mélangé ou couplé au (NANP) dans un modèle d'immunisation de souris 5. 1. 1. Protocole expérimental Antigène : le peptide (NANP) 6P2P30 comprend la séquence répétée (NANP) de Plasmodium falciparum et deux séquences de la toxine tétanique (P2 : 830-843 et P30 : 947-967) Ce peptide est connu comme étant un épitope T-helper et a démontré sa capacité à induire une réponse immunitaire élevée et de longue durée en présence d'adjuvants classiques. Le peptide a été obtenu par synthèse selon la méthode décrite dans la littérature (Valmori et al., 1992, J. immunol. 149, 717-721).

La solution mère de t'antigène est préparée à 0. 4 mg/ml dans 0. 9% NaCI/eau à pH 8. 0.

Adjuvants : les solutions mères des pseudopeptidolipides (OM-197-MP, OM-197-FV6 et OM-197-MC) sont préparées à 1 mg/ml dans 0. 9% NaCI/eau, additionnée de 0. 1% triéthanotamine. Le témoin positif est constitué par I'adjuvant incomplet de Freund (IFA de Difco, Detroit, MI, U. S. A.) et le témoin négatif est une solution de 0. 9% NaCI/eau.

Dans le cadre de ce protocole expérimental, I'adjuvant et l'antigène sont formulés sous la forme de mélange ou de conjugués décrits précédemment. Deux types de conjugués (OM-197-FV) n-(NANP) 6P2P3o ont été testés. Ceux-ci correspondent à des degrés de conjugaison différents, soit 1, 2 ou 3 molécules de OM-197-FV par molécule de peptide (mélange de mono-, bi-et triconjugué, n=1, 2 et 3,

respectivement), soit 1 molécule de OM-197-FV par molécule de peptide (monoconjugué, n=1).

Immunisation : des souris femelles BALB/c âgées de 6 semaines (6 souris par groupe) sont immunisées à deux reprises, par injection sous-cutanée à la base de la queue de 0. 1 ml. Les quantités administrées sont de 20 yg d'antigène et de 50 µg d'adjuvant lors de la première injection et de 10 jug d'antigène et de 50 pg d'adjuvant lors de la seconde. Dans le cas des conjugués, la partie antigène est déterminante pour le calcul de la dose injectée.

Tableaux des groupes expérimentaux : Groupe Adjuvant antigène Nombre de souris NaCI 6 2 (NANP) 6P2P30 6 3 IFA + (NANP)6P2P30 6 4 OM-197-FV6 + (NANP)6P2P30 6 5 OM-197-MC + (NANP) 6P2P30 6 (OM-197-FV) 1, 2, 3-(NANP) 6P2P30 7 OM-197-FV-(NANP) 6P2P30 OM-197-FV-(NANP) 6P2P3o + OM-197-MP 6 Schéma d'immunisation et des prélèvements : Semaines 0 3 5 Immunisations (1) Réponse anticorps spécifiques T T Prélèvements du sang et des organes lymphoides : Obtention du sérum : des prélèvements de sang sont effectués aux temps 0 et 5 semaines. Le sang est laissé reposer 60 min à 37°C, puis placé pendant une nuit à 4°C. Le sérum est ensuite congelé à-80°C jusqu'au dosage des anticorps.

5. 1. 2. Détermination des anticorps IgG anti-(NANP) heS Le dosage des anticorps IgG dirigés spécifiquement contre l'antigène (NANP) 6P2P30 est réalisé par ELISA. La fixation de l'antigène est effectuée en microplaque à 96 puits (Maxisorp F 96, Nunc, DK) par incubation pendant une nuit en chambre humide à 4°C avec dans chaque puits 0. 1 mi de PBS (phosphate buffered saline) contenant 0. 001 mg/ml d'antigène (NANP) 6P2P30. La saturation de la microplaque est effectuée avec du PBS contenant 1 % d'albumine sérique bovine (BSA, Fluka, CH). Les plaques sont lavées avec du PBS contenant 0. 05% de Tween 20 (Sigma, Saint- Louis, MO, USA). Les sérums prélevés à 5 semaines sont dilués enisérie avec le tampon de dilution (PBS contenant 2. 5% de lait en poudre dégraissé et 0. 05% de Tween 20), puis transférés dans la microplaque et laissés 1 h a température ambiante (TA). Les plaques sont ensuite lavées avec du PBS. La solution de dilution contenant I'anticorps polyclonal anti-immunoglobuline G de souris conjugué à la phosphatase alcaline (Sigma, Saint-Louis, MO, USA) est ajoutée aux plaques et incubée 1 h à TA. Les plaques sont lavées avec du PBS et les anticorps spécifiques mis en évidence par réaction colorimétrique avec le substrat de la phosphatase alcaline, le p-nitrophenylphosphate (Sigma, Saint-Louis, MO, USA.). L'absorbance à 405 nm est mesurée avec un lecteur de microplaque (Dynatech 25000 ELISA reader, Ashford, Middlesex, UK), chaque condition est déterminée en duplicat. Les résultats présentés sont la moyenne des absorbances mesurées à 405 nm obtenues pour les souris de chaque groupe.

5. 1. 3. Résultats : réponse spécifique La production spécifique des anticorps IgG anti- (NANP) 6P2P3o determinée par ELISA, est présentée graphiquement pour les souris ayant reçu deux immunisations (Figure 51).

Deux injections d'un mélange antigène + adjuvant (OM-197-FV6 ou OM-197-MC) induisent une réponse sérologique largement supérieure à celle observée lors de l'injection de t'antigène seul. L'immunisation avec le monoconjugué OM-197-FV-(NANP) 6P2P3o induit une réponse en anticorps IgG légèrement

supérieure à celle obtenue avec le mélange antigène + OM-197-FV6. Un degré de conjuguaison plus élevé (OM-197-FV) 1, 2, 3-(NANP) 6P2P3o n'améliore pas la réponse sérologique contre cet antigène. Le mélange de l'adjuvant OM-197-MP et du monoconjugué OM-197-FV-(NANP) 6P2P3o augmente de façon significative la réponse sérologique à cet antigène et dépasse les valeurs obtenues avec le contrôle positif constitué du mélange (NANP) 6P2P30 + IFA.

Des résultats similaires sont obtenus lorsque la capture des anticorps est effectuée par ELISA en utilisant comme antigène le peptide (NANP) 6NA (Figure 52).

5. 2. Groupe d'immunisation ovalbumine : détermination d'anticorps spécifiques générés chez la souris après 1 et 2 administrations par voie sous-cutanée.

5. 2. 1. Description de l'expérience Le but de cette étude est de comparer la réponse sérologique induite par l'injection d'un mélange adjuvant + antigène (OM-197-MP + ovalbumine) à celle élicitée par un conjugué avec ce mme antigène (OM-197-FV-ovalbumine). Pour clala 30 souris i BALB/c (femelles, 8 semaines d'âge au début du traitement) ont été réparties dans les 3 groupes suivants : GROUPES Adjuvant-Antigène Adjuvant (non lié) Volume injecté 25 jjg prot/animal/injection 50 pg/animal/injection PI A ovalbumine-200 B ovalbumine OM-197-MP 200 ou-1 OM-197-FV-ovalbumine-200

Solutions : * Groupe A : la solution mère d'antigène seul (ovalbumine, Fluka AG, Buchs, Suisse) été préparée à la concentration de 125 µg/ml dans H20 + 0. 01% thiomersal.

# Groupe B : la solution mère du mélange antigène + adjuvant (ovalbumine + OM- 197-MP) contient 125 pg/ml d'ovalbumine et 250, ug/ml de OM-197-MP dans H20 + 0. 01% thiomersal.

Groupe C : la solution mère du conjugué OM-197-FV-ovalbumine est à la concentration de 12511g/ml de protéine dans H2Û+ 0. 01 % thiomersal.

Préparations des solutions pour l'iniection : chaque solution mère est incubée 15 minutes à 37°C, puis dans chaque cas un volume adéquat de NaCI (14%) est ajouté à chaque solution pour obtenir une solution isotonique (0. 9% NaCI). Le tout est vortexé pendant 3 minutes.

Immunisations : les injections ont eu lieu à jours 0 et 14. Les solutions sont administrées par voie sous-cutanée (100 Ill en 2 sites différents, au total 200 pI par animal). Les prises de sang ont eu lieu à jours 14 et 28 (ponction retro-orbitale).

Dosage des immunoglobulines anti-ovalbumine : les immunoglobulines sériques spécifiques pour ovalbumine suivantes ont été déterminées en duplicats par ELISA : IgG1, IgG2a, et IgM. En bref, des plaques micropuits (NUNC Immunoplate, Roskilde, DK) ont été incubées (coating overnight) à 4°C avec 100 pI de ovalbumine (0. 5 g) dans un tampon bicarbonate (pH 9. 6). Après lavage avec 0. 5% Tween-20 (Merck, Hohenbrunn, D) les sérums ont été dilués 50, 200 et 800 fois (solution de dilution : phosphate buffered saline (PBS) + 1 % d'albumine sérique bovine (BSA, Sigma, St.

Louis, Mo, USA) + 0. 02% Tween-20)). 100 pi de chacun des sérums dilués ont été ajoutés aux puits. Cette incubation a duré 45 minutes à 37°C.

Après un second lavage, les IgG1, IgG2a et IgM spécifiques pour ovalbumine sont incubées 30 minutes à 37°C avec 100 pI des anticorps (rat anti-souris) anti-IgG1 conjugués à la péroxydase (Serotec, Oxford, UK), IgG2a conjugués à la peroxydase (Pharmingen, San Diego, CA, USA) et IgM conjugués à la biotine (Pharmingen, San

Diego, CA, USA), dilués au préalable dans le tampon PBS/BSA/Tween (dilutions : 250, 1000, et 500 fois respectivement). Pour les IgM, après un lavage supplémentaire, une 36me incubation a été nécessaire (30 min à 37°C) avec une solution 1/100 de streptavidine conjuguée à la peroxidase (Dako, Glostrup, DK).

Après lavage, 100 lli d'une solution de 1, 2 phenylène diamine (OPD, Merck, Darmstadt, D) sont ajoutés pour détecter la péroxydase conjuguée aux anticorps secondaires anti-IgG1, tandis que pour les IgG2a et IgM, le réactif utilisé est le 3', 3', 5', 5'-tétramethylbenzidine (TMB, Sigma, St. Louis, Mo, USA). Après une incubation de 20 minutes à température ambiante, la réaction est stoppée par I'ajout de 100 ul de 2N H2SO4. Les absorbances sont mesurées à 490 nm avec un lecteur de plaques Bio Rad 3550.

5. 2. 2. Résultats Les résultats de chaque mesure à 490 nm sont exprimés en unités arbitraires (u. a) par ml. Ceci a été possible par comparaison de chaque échantillon avec une référence préparée à partir de dilutions d'un pool des échantillons à 28 jours provenants du groupe A (animaux injectés avec ovalbumine seule). Par définition le pool d'échantillons dilué 50 fois est à la concentration de 1000 u. a./ml. Les résultats individuels ont ensuite été corrigés selon le facteur de dilution correspondant (50, 200, ou 800 fois) et sont présentés dans les Figures 53, 54 et 55 : les cercles vides correspondent à la moyenne à 14 jours et les cercles pleins correspondent à la moyenne à 28 jours ; abbréviation Ova = ovalbumine.

Ces résultats indiquent que le conjugué OM-197-FV-ovalbumine est particulièrement immunogène dans le modèle étudié, puisqu'il augmente de façon significative après la deuxième injection les anticorps spécifiques anti-ovalbumine produits par la souris, ceci quelque soit la sous-classe d'immunoglobuline analysée (IgG1, IgG2a, et IgM). En particulier il faut relever l'augmentation très importante des IgG2a anti- ovalbumine (Figure 54) qui suggère une immunité préférentiellement orientée TH1.

Le mélange non covalent ovalbumine + OM-197-MP donne une réponse IgG2a inférieure à celle obtenue avec le conjugué.

5. 3. Groupe d'immunisation hémagglutinine H1N1 : détermination d'anticorps spécifiques générés chez la souris après 1 et 2 administrations par voie sous-cutanée.

5. 3. 1. Description de l'expérience Le but de cette étude est de comparer la réponse sérologique induite par l'injection d'un mélange adjuvant + antigène (OM-197-MP + H1N1) à celle élicitée par un conjugué avec ce mme antigène (OM-197-FV-H1N1). Pour cela 30 souris BALB/c (femelles, 8 semaines d'âge au début du traitement) ont été réparties dans les 3 groupes suivants : GROUPES Adjuvant-Antigène Adjuvant (non lié) Volume injecté H1N1 2. 5 µg/animal/injection 50 µg/animal/injection µl A H1N1 100 B HlNl OM-197-MP (50 gg) 1001 c 97-FV-H1 N1 100 5. 3. 2. Préparation des solutions injectées Groupe A : la solution mère de H1N1 (hémagglutinine A/Beijing 262/95, Solvay Duphar, Weesp, NL) a été préparée à la concentration de 25 pg/ml dans HzO.

# Groupe B : la solution mère H1N1 + OM-197-MP contient 25 lig/ml de H1N1 et 500 pg/ml de OM-197-MP dans H2O.

'Groupe C : la solution mère OM-197-FV-H1N1 (H1N1 lié de façon covalente à OM-197-FV) est à la concentration de 25 pg/ml dans H2O).

Chaque solution mère est incubée 15 minutes à 37°C, puis 135 gl de NaCI (14%) sont ajoutés à 2 ml de chaque solution. Le tout est vortexé pendant 3 minutes.

5. 2. 3. injections et dosage des immunoalobulines anti-H1N1 Les injections ont eu lieu à jours 0 et 14. Les solutions sont administrées par voie sous-cutanée (50 wu en 2 sites différents, au total 100 lli par animal). Les prises de sang ont eu lieu à jours 14 (ponction retro-orbitale).

Les IgM spécifiques pour H1N1 ont été déterminées en duplicats par ELISA. En bref, des plaques micropuits (NUNC Immunoplate, Roskilde, DK) ont été incubées (coating ovemight) à 4°C avec 100 pI de H1N1 (0. 5 pg) dans un tampon bicarbonate (pH 9. 6). Après lavage avec 0. 5% Tween-20 (Merck, Hohenbrunn, D) les sérums ont été dilués 50, 200 et 800 fois (solution de dilution : phosphate buffered saline (PBS) + 1 % d'albumine sérique bovine (BSA, Sigma, St. Louis, Mo, USA) + 0. 02% Tween- 20)). 100 pi de chacun des sérums dilués ont été ajoutés aux puits. Cette incubation a duré 45 minutes à 37°C.

Après un second lavage, les IgM spécifiques pour H1N1 sont incubées 30 minutes à 37°C avec 100 pI des anticorps (rat anti-souris) anti-IgM conjugués à la biotine (Pharmingen, San Diego, CA, USA), dilués au préalable dans le tampon Tween (dilution : 500 fois). Après un lavage supplémentaire, une troisième incubation (30 min à 37°C) a été effectuée avec une solution 1/100 de streptavidine conjuguée à la peroxidase (Dako, Glostrup, DK).

Après lavage, 100 lui d'une solution de 3', 3', 5', 5'-tétraméthylbenzidine (TMB, Sigma, St. Louis, Mo, U. S. A.) sont ajoutés pour détecter la peroxydase conjuguée aux anticorps secondaires anti-IgM. Après une incubation de 20 minutes à température ambiante, la réaction est stoppée par I'ajout de 100 lli de 2N H2SO4. Les absorbances sont mesurées à 490 nm avec un lecteur de plaques Bio Rad 3550.

5. 3. 4. Résultats Les résultats de chaque mesure à 490 nm sont exprimés en Unités Arbitraires (U. A) par ml. Ceci a été possible par comparaison de chaque échantillon avec une référence préparée à partir de dilutions d'un pool des échantillons à 28 jours

provenants du groupe A (animaux injectés avec H1N1 seul). Par définition le pool d'échantillons dilué 50 fois est à la concentration de 1000 U. A./ml. Les résultats individuels ont ensuite été corrigés selon le facteur de dilution correspondant (50, 200, ou 800 fois) et sont présentés dans la Figure 56 : les cercles pleins correspondent à la moyenne à 28 jours.

Les souris immunisées avec le conjugué OM-197-FV-H1N1 montrent un titre d'anticorps IgM anti-H1N1 supérieur à celui du contrôle constitué par l'antigène H1N1 seul, ainsi qu'à celui du mélange OM-197-MP + H1N1.