Die vorliegende Erfindung bezieht sich auf ein Detektionssystem und ein Verfahren zu dessen Herstellung und insbesondere auf die Detektion von (Bio-) Molekülen (Analyte, Liganden, etc.) in biotischen und abiotischen Systemen.

Hintergrund

Trotz enormer biomedizinischer Forschungsanstrengungen sind Krebserkrankungen nach wie vor mit hohen Sterblichkeitsraten behaftet. Zudem stellt jede Krebsart eine therapeutische und diagnostische Herausforderung an die behandelnden Ärzte dar. Verlässliche Voraussagen, inwieweit sich der Verlauf einer Krankheit im Kontext der angewendeten Therapiemaßnahmen entwickeln wird, sind leider immer noch mit hohen Fehlerquoten behaftet. In diesem Kontext kommt frühdiagnostischen Messmethoden eine große Bedeutung zu.

Prostatakrebs (PCa) ist beispielsweise die in der westlichen Welt bei Männern am häufigsten vorkommende Krebserkrankung. Allein in Deutschland werden pro Jahr etwa 63.000 Neuerkrankungen diagnostiziert. Eine schnelle Vor-Ort- Diagnostik, die präzise zu einem aussagekräftigen Ergebnis kommt, sollte die Heilungschancen für PCa-Patienten deutlich erhöhen und dadurch in vielen Fällen lebensrettend sein. Zur frühzeitigen Detektion von PCa kann die Konzentration des Prostata-spezifischen Antigens (PSA) gemessen werden. Hierbei handelt es sich um ein glykosyliertes Eiweiß, dass im Blutserum detektiert werden kann. Der Nachweis von PSA greift im Routinebetrieb vornehmlich auf Antikör- per-basierte Detektionsverfahren zurück, die neben hohen Kosten häufig auch falsch-positive Resultate produzieren. Dieser Umstand ist Ausgangspunkt für die Suche nach alternativen Messverfahren zur Detektion von PSA.

Ein Ansatz basiert auf Nukleinsäure-Biopolymere wie Aptamere, die in der Lage sind, PSA spezifisch zu erkennen und hochaffin zu binden. Sie können in einem handlichen Sensorsystem eingesetzt werden, um die PSA- Konzentration im Blut zu messen und somit ein mögliches Prostatakarzinom zu detektieren. Werden solche Aptamere an die Innenwand nanoskaliger Poren/Kanäle einer Filterfolie fixiert, kann ein einfacher Sensor zur PSA-Detektion hergestellt werden.

Ein Beispiel für diese Art von Detektion findet sich in der Veröffentlichung: Ali M, Nasir S, Ensinger W.:„Bioconjugation-induced ionic current rectification in aptamer-modified Single cylindrical Pores"; Chem Commun 2015, 51: 3454- 3459. Hierbei wird eine Potentialdifferenz zwischen beiden Seiten einer Kunststofffolie angelegt, um so einen messbaren Ionenstrom zu erzeugen. Beinhaltet das Blutserum die zu detektierende Biomoleküle, so werden diese Moleküle an den Aptameren in den Poren gebunden, was zu einer Verengung der Quer- schnittsfläche der Poren führt. Dadurch erhöht sich der elektrische Widerstand der einzelnen Poren in Abhängigkeit von einer Konzentration der Aptamer- Komplexe. Folglich lässt sich über die Abnahme des gemessenen Ionenstroms direkt auf die Konzentration des Biomoleküls schließen.

Bei der Herstellung dieser Sensoren werden an einer Multiporen-Folie - insbesondere im Bereich der Poren - die genutzten Aptameren aufgebracht. Dieser Schritt wird als Funktionalisieren bezeichnet, da die resultierende Folie dadurch für eine bestimmte Funktion (Detektion eines Biomoleküls) vorbestimmt ist. Bei dem bisher genutzten Herstellungsverfahren wurde die Folie zunächst funktio- nalisiert, dann zurückgeschnitten und schließlich in einem gewünschten Detek- tionsbereich angeordnet. Dieses sogenannte „pick-and-place"-Verfahren ist aufwendig und ist nur bedingt automatisierbar. Funktionalisierte Membranen können während des Integrationsprozesses (Einbaus) beschädigt werden und dadurch ihre Funktionalität wieder verlieren. Daher bietet die Funktionalisie- rung der geätzten Membran nach deren Integration Vorteile.

Daher besteht ein Bedarf nach einem verbesserten Herstellungsverfahren für diese Sensoren. Außerdem besteht ein Bedarf an verbesserten Aptameren, die hoch-sensitiv auf das PSA sind und somit die Resultate deutlich verbessern. Zusammenfassung

Zumindest ein Teil der obengenannten Probleme wird durch ein Verfahren zur Herstellung eines Detektionssystems nach Anspruch l, ein Detektionssystem nach Anspruch 10 und dessen Verwendung nach Anspruch 15 gelöst. Die abhängigen Ansprüche definieren weitere vorteilhafte Ausführungsformen der Gegenstände der unabhängigen Ansprüche.

Die vorliegende Erfindung bezieht sich auf ein Verfahren zur Herstellung eines Detektionssystems für Biomoleküle in einem Medium. Das Verfahren umfasst die Schritte:

- Bereitstellen eines ersten Detektorabschnittes mit einem ersten Kanalbereich und eines zweiten Detektorabschnittes mit einem zweiten Kanalbereich;

- Bereitstellen einer Membran mit zumindest einer Pore; und

- Anordnen des ersten Detektorabschnittes und des zweiten Detektorabschnittes auf gegenüberliegenden Seiten der Membranen, sodass zumindest ein Teil des ersten Kanalbereichs und des zweiten Kanalbereichs durch die Membranen getrennt werden und der erste Kanalbereich und der zweite Kanalbereich sich miteinander zu einem Kanalsystem verbinden, um einen Flusspfad für das Medium durch die zumindest eine Pore der Membran zu bilden,

wobei entlang des Flusspfades durch die Membranen Biorezeptoren an der Membran (z.B. im Porenbereich) ausgebildet sind, um eine Konzentration der Biomoleküle in dem Medium durch eine Messung des Flusses entlang der Flusspfades bestimmen zu können.

Der Begriff„Biomolekül" soll im Rahmen der vorliegenden Erfindung breit ausgelegt werden und insbesondere Liganden, Analyte, etc. umfassen. Das Medium kann jede beliebige Körperflüssigkeit sein (insbesondere Blut). Das System kann aber auch für die Wasseranalytik, Lebensmittelindustrie, Pharmaindustrie etc. verwendet werden, um bestimmte Stoffe zu detektieren. Die Membran kann ein- oder mehrteilig ausgebildet sein, sodass unter dem Begriff„Membran" ebenfalls verschiedene Membranen umfasst sein sollen. Ebenso soll der Begriff „Pore" breit ausgelegt werden und sich auf eine beliebige Öffnung oder einen beliebigen Kanal beziehen, solange die Öffnung/Kanal den Fluss erlaubt. Insbesondere soll die Pore nicht auf ein bestimmtes Aspektverhältnis (Länge-zu-Durchmesser) eingeschränkt werden.

Optional umfasst der Schritt des Anordnens Folgendes: Anordnen der Membran auf dem ersten Detektorabschnitt oder auf dem zweiten Detektorabschnitt; und danach Entfernen eines Teiles der Membran außerhalb eines Detektionsberei- ches. Beispielsweise kann die Membran zunächst vollflächig auf einem der Detektorabschnitte aufgebracht werden und anschließend so strukturiert werden (z.B. zurechtgeschnitten werden), dass sie nur in einem Detektionsbereich zwischen dem ersten Kanalbereich und dem zweiten Kanalbereich angeordnet ist.

Optional umfasst das Verfahren weiter ein Ausbilden einer Klebeschicht, die in Kontakt zu der Membran steht. Die Klebeschicht kann derart in Kontakt zu der Membran gebracht werden, dass zumindest einige der Poren durch die Klebeschicht verschlossen werden, um dadurch eine Sensitivität der Membran durch eine Verringerung einer Anzahl von Poren für die Flussmessung des Mediums zu erhöhen. Beispielsweise kann die Klebeschicht genutzt werden, um gezielt einige Poren zu verschließen (zu zukleben).

Optional umfasst das Verfahren weiter ein Anbringen der Biorezeptoren an der Membran durch eine Funktionalisierung, wobei das Funktionalisieren vor oder nach dem Anordnen des ersten Detektorabschnittes und des zweiten Detektorabschnittes auf gegenüberliegenden Seiten der Membran ausgeführt wird. Es versteht sich, dass das Anbringen ebenfalls ein Ankoppeln und/oder Anbinden der Rezeptoren umfassen soll. Das Funktionalisieren kann beispielsweise zumindest die folgenden Funktionalisierungsschritte umfassen: Aktivieren einer Carboxy-Endgruppe, um ein Amin-reaktives Intermediat zu erhalten; und Ami- disieren des Amin-reaktiven Intermediats, um gewünschte Biorezeptoren an der Membran auszubilden.

Dabei kann das Funktionalisieren in allen Bereichen der Membran gleich erfolgen. Es ist jedoch ebenfalls möglich, dass beim Funktionalisieren in verschiede- nen Bereichen der Membran verschiedene Biorezeptoren in den Poren ausgebildet (oder angekoppelt oder angebunden) werden, sodass die Membran in verschiedenen Bereichen für verschiedene Biomoleküle sensitiv wird. Außerdem können die verschiedenen Funktionalisierungsschritte an einer einzigen Membran ausgeführt werden. Es ist jedoch ebenfalls möglich, dass die Membran mehrere Teile aufweist bzw. dass mehrere Membranen zur Detektion genutzt werden, die verschieden funktionalisiert werden sollen.

Optional umfasst das Verfahren weiter ein Laminieren der Membran auf den ersten Detektorabschnitt und/oder auf den zweiten Detektorabschnitt.

Der erste Detektorabschnitt und der zweite Detektorabschnitt können an den gegenüberliegenden Seiten der Membran durch eine thermische Behandlung bei einer Temperatur von zumindest 50°C oder zumindest 65°C miteinander verbunden werden. Dadurch kann eine ausreichende Dichtheit erreicht werden. Weiterhin ist es möglich, eine dichte Verbindung auch ohne eine Temperatur- Behandlung zu erhalten, z.B. durch Verkleben.

Optional kann die Konzentration der Biomoleküle in dem Medium durch zumindest eine der folgenden Messungen bestimmt wird: (i) eine Flussmessung durch die zumindest eine Pore, (ii) eine Impedanzmessung, und (iii) eine elekt- rokinetische Messung, insbesondere eine Elektrophorese- oder eine Elektro- osmose-Messung. Im einfachsten Fall kann eine elektrische Widerstandsmessung durchgeführt werden, die proportional zu dem Fluss des Mediums durch die Pore ist. Auf diese Weise kann eine Stromstärke und somit die Anzahl von Ladungsträgern (d.h. Ionen in Medium) gemessen werden, die pro Zeiteinheit die Pore passieren.

Optional umfassen die Biomoleküle ein Prostata-spezifisches Antigen (PSA) und die Biorezeptoren Aptamere. Die genutzten Aptamere können insbesondere eine der folgenden Aptamere sein:

a) NH ₂ -C ₆ -CCGUCAGGUCACGGCAGCGAAGCUCUAGGCGCG

GCCAGUUGC-OH;

b) NH2-C6-TTTTTAATTAAAGCTCGCCATCAAATAGCTTT-OH ; c) NH ₂ -C ₆ -ACGCTCGGATGCCACTACAGGTTGGGGTCGGGCATGCGTC CGGAGAAGGGCAAACGAGAGGTCACCAGCACGTCCATGAG-OH.

Die vorliegende Erfindung bezieht sich auch auf ein Detektionssystem für Biomoleküle in einem Medium. Das Detektionssystem umfasst Folgendes: einen ersten Kanalbereich und einen zweiten Kanalbereich, in die das Medium einbringbar ist, und eine Membran, die zumindest eine Pore aufweist und den ersten Kanalbereich von dem zweiten Kanalbereich trennt. Außerdem ist eine erste Elektrode und eine zweite Elektrode entlang einer Flußrichtung des Mediums auf gegenüberliegenden Seiten der Membran ausgebildet. An oder in der Pore sind Biorezeptoren ausgebildet oder angekoppelt oder angebunden, die zumindest eines der folgenden Aptamere umfassen:

(i) NH ₂ -C ₆ -CCGUCAGGUCACGGCAGCGAAGCUCUAGGCGCG

GCCAGUUGC-OH;

(ii) NH ₂ -C6-TTTTTAATTAAAGCTCGCCATCAAATAGCTTT-OH ;

(iii) NH ₂ -C ₆ -ACGCTCGGATGCCACTACAGGTTGGGGTCGG

GCATGCGTCCGGAGAAGGGCAAACGAGAGGTCAC CAGCACGTCCATGAG-OH.

Damit kann eine PSA- Konzentration im Medium über eine Widerstandsmessung entlang eines Flusspfades für das Medium zwischen der ersten Elektrode und der zweiten Elektrode gemessen werden. Im einfachsten Fall kann ein elektrischer Widerstand eines elektrolytischen Flusses (durch Anlegen einer Spannung zwischen den Elektroden) gemessen werden.

Die zumindest eine Pore in der Membran kann ein konisch zulaufendes oder ein zylindrisches Profil entlang des Flusspfades aufweisen.

Optional umfasst die Membran in verschiedenen Bereichen verschiedene Rezeptoren oder verschiedene Aptamere, um eine simultane Detektion verschiedener Biomoleküle zu ermöglichen.

Optional weist der erste Kanalbereich und/oder der zweite Kanalbereich senkrecht zum Flusspfad eine maximale Kanalbreite von 50 μιτι oder höchstens 10 μιη auf. Dadurch wird es möglich, über eine Benetzung der Membran effektiv eine Ein-Porenmembran zu erreichen (z.B. wenn die Porendichte in der Membran entsprechend gewählt ist), wodurch sich die Sensitivität steigert. Die Kanalbreite kann aber auch bis zu l mm betragen. Eine Untergrenze liegt bei den verwendeten Materialien typischerweise bei ι μιτι, sie könnte aber geringer werden sobald Silizium oder andere Materialien benutzt werden.

Optional umfasst das Detektionssystem weiter einen Elektrolyt-Einlass bei der zweiten Elektrode und einen Analyt-Einlass bei der ersten Elektrode, um das Medium in dem Analyt-Einlass und einen Elektrolyten in den Elektrolyt-Einlass einbringen zu können. Dadurch kann eine für die Detektion erforderliche Menge des Mediums verringert werden.

Die vorliegende Erfindung bezieht sich auch auf eine Verwendung oder ein Verfahren zur Verwendung eines der beschriebenen Detektionssysteme zur Detektion von Biomolekülen in einem Medium, wobei die Detektion durch ein Messen einer elektrischen Größe, die von einem elektrischen Widerstand zwischen der Elektrode und der zweiten Elektrode abhängt, durchgeführt wird.

Ausführungsbeispiele beziehen somit insbesondere auf einen elektrochemischen Sensor zur Detektion von biotischen und abiotischen Liganden (Biomoleküle). Dazu zählen unter anderem jede molekulare, organische und anorganische Verbindung jedweder Art, Umweltgifte, Agrarchemikalien, Hormone, Proteine, Antibiotika, Neurotoxine. Ebenso gehören dazu Bakterien, Viren und Parasiten, die Bestandteil von Organismengruppen sein können.

Ein Vorteil von Ausführungsbeispielen liegt darin, dass damit eine kostengünstige Alternative gegenüber dem Stand der Technik erreicht werden kann, die eine höhere Selektivität und Sensitivität aufweist. Die Erfindung ermöglicht weiter die Integration von Nanosensoren in einem mikrofluidischen System, welches als ein portables mobiles Analyt-System für diverse Anwendungen, wie sie beispielsweise oben genannt wurden, verwendet werden kann. Wegen der breiten Einsatzmöglichkeiten der Ausführungsbeispiele kann die vorliegende Erfindung insbesondere auch für Anwendungen genutzt werden, die bisher nicht oder apparativ nur sehr aufwendig analysiert werden konnten.

Außerdem besitzt die Funktionalisiemng eine hohe Selektivität, so dass nur das PSA an der Pore angekoppelt/angebunden wird.

Insbesondere ermöglichen Ausführungsbeispiele, die Frühdiagnose von Prostatakrebs (PCa) signifikant zu vereinfachen und damit zu erleichtern.

Kurzbeschreibung der Figuren

Die Ausführungsbeispiele der vorliegenden Erfindung werden besser verstanden anhand der folgenden detaillierten Beschreibung und den beiliegenden Zeichnungen der unterschiedlichen Ausführungsbeispiele, die jedoch nicht so verstanden werden sollten, dass sie die Offenbarung auf die spezifischen Ausführungsformen einschränken, sondern lediglich der Erklärung und dem Verständnis dienen.

Fig. l zeigt ein Flussdiagramm für ein Verfahren zur Herstellung eines

Detektionssystems für Biomoleküle gemäß einem Ausführungsbeispiel der vorliegenden Erfindung.

Fig. 2 veranschaulicht das zugrundeliegende Messprinzip unter Nutzung einer Membran mit zumindest einer Pore.

Fig.3A,B zeigen ein beispielhaftes Detektionssystem und die Messwerterfassung basierend auf dem Messprinzip aus der Fig. 2.

Fig. 4 veranschaulicht eine beispielhafte Funktionalisiemng der Membran.

Fig. 5 zeigt ein Detektionssystem gemäß einem Ausführungsbeispiel der vorliegenden Erfindung.

Fig. 6A-M zeigen einen Prozessablauf zur Herstellung des Detektionssystems gemäß Ausführungsbeispielen. Fig. γΑ, zeigen die mit dem Prozessablauf nach Fig. 6 fertiggestellten De- tektionssysteme nach weiteren Ausführungsbeispielen der vorliegenden Erfindung.

Detaillierte Beschreibung

Fig. l zeigt ein Flussdiagramm für ein Verfahren zur Herstellung eines Detekti- onssystems für Biomoleküle gemäß einem Ausführungsbeispiel der vorliegenden Erfindung. Das Verfahren umfasst:

- Bereitstellen Sno eines ersten Detektorabschnittes mit einem ersten Kanalbereich und eines zweiten Detektorabschnittes mit einem zweiten Kanalbereich;

- Bereitstellen S120 einer Membran mit zumindest einer Pore; und

- Anordnen S130 des ersten Detektorabschnittes und des zweiten Detektorabschnittes auf gegenüberliegenden Seiten der Membran, sodass zumindest ein Teil des ersten Kanalbereichs und des zweiten Kanalbereichs durch die Membran getrennt werden und der erste Kanalbereich und der zweite Kanalbereich sich miteinander zu einem Kanalsystem verbinden, um einen Flusspfad für das Medium durch die zumindest eine Pore der Membrane zu bilden.

Es versteht sich, dass diese Aufzählung keine Reihenfolge impliziert. Die genannten Herstellungsschritte können separat unabhängig voneinander bzw. parallel durchgeführt werden. Entlang des Flusspfades sind durch die Membran- Biorezeptoren an der Membran ausgebildet, um eine Konzentration der Biomoleküle in dem Medium durch eine Messung des Flusses (z.B. des Widerstandes) entlang der Flusspfades zu bestimmen.

Fig. 2 veranschaulicht das zugrundeliegende Messprinzip unter Nutzung der Membran 120 mit der zumindest einen Pore 110. Diese Pore 110 ist z.B. ein Na- nokanal mit einem (maximalen) Durchmesser von weniger als 1 μιτι (kann bei- spielsweise nur einigen Nanometer oder weniger als 100 nm sein). Die Membran 120 ist beispielsweise eine Einzelpore-Kunststofffolie.

Auf der linken Seite der Fig. 2 ist eine Querschnittsdarstellung durch die Pore lio gezeigt, wobei innerhalb der Pore no Biorezeptoren 112 angebracht oder ausgebildet sind. Diese Biorezeptoren 112 sind derart beschaffen, dass die zu detektierenden Moleküle 114 (Biomolekül oder Analyt-Moleküle) beim Ausbilden eines Ionenstroms 130 durch die Membran 120 daran haften bleiben oder daran gebunden werden (siehe rechte Seite auf der Fig. 2). Der Ionenstrom 130 kann beispielsweise durch ein elektrisches Feld erzeugt werden, das auf geladenen Ionen in dem Ionenstrom 130 wirkt. Durch das Ankoppeln und/oder Anbinden der Biomoleküle 114 an den Biorezeptoren 112 ändert sich der Widerstand für den Ionenstrom 130 durch die Pore 110. Diese Änderung kann über eine elektrische Messung gemessen werden.

Fig.3A zeigt ein beispielhaftes Detektionssystem basierend auf dem beschriebenen Messprinzip aus der Fig.2, wobei beispielhaft der Aufbau einer elektrochemischen Messzelle mit einer Einzelporen-Kunststofffolie 120 gezeigt ist. Eine damit messbare Stromspannungscharakteristik (//[/-Kennlinie) ist in der Fig. 3B gezeigt, wobei die Änderung der Kennlinie durch die Analyt-Konzentration in dem Medium 50 verursacht wird. Die Bindung von Analyt/Liganden- Molekülen 112 +114 an der funktionalisierten Nanopore 110 ist daher mit einer (qualitativen) //[/-Messung ermittelbar.

Das Detektionssystem umfasst im Detail einen ersten Kanalbereich 215 und einen zweiten Kanalbereich 225 mit der dazwischen angeordneten Membran 120 (siehe Fig. 3A). Auch wenn die Erfindung darauf nicht eingeschränkt werden soll, versteht es sich, dass der erste und zweite Kanalbereich 215, 225 typischerweise Teile eines Kanalsystems darstellen, durch welches das Medium 50 sich bewegt. Das Medium kann beispielsweise ein Elektrolyt (z.B. 0,1 M KCl, M=mol/L) mit oder ohne Biomolekülen sein. Der Messaufbau kann auch einen Elektrolyt-Behälter aufweisen, der durch die Membran 120 in zwei Hälften 215, 225 geteilt ist. Die Membran 120 kann einen oder mehrere Nanokanäle 110 als Poren enthalten, die auf der Oberfläche mit kovalent gebundenen Rezeptormolekülen 112 derivatisiert sein können. Die kovalent gebundenen Rezeptormolekülen 112 können optional (nahezu) überall auf der Membran 120 vorhanden sein. Die Rezeptoren 112 sind in der Lage, die Biomoleküle (Analyte, Liganden) 114 selektiv und hochaffin zu binden, wodurch der elektrische Widerstand der Nanokanäle 110 in Abhängigkeit zur Konzentration der Liganden-Moleküle 114 steigt.

In dem Medium 50 befinden sich Ionen (z.B. als Teil des Elektrolyten) und die zu detektierenden Biomoleküle 114, die ebenfalls Ionen sein können (müssen es aber nicht). In dem ersten Kanalbereich des 215 befindet sich außerdem eine erste Elektrode 315 und in den zweiten Kanalbereich 225 befindet sich eine zweite Elektrode 325. Durch das Anlegen der Spannung U zwischen der ersten Elektrode 315 und der zweiten Elektroden 325 fließt ein Strom / durch den Nanokanal 110 (siehe Fig. 2). Der Strom / führt dazu, dass die Biomoleküle 114 an den Rezeptormolekülen 112 in der Pore 110 haften bleiben und wie gesagt einen elektrischen Widerstand in Abhängigkeit von einer Menge der vorhandenen Biomoleküle 114 ändern. Je mehr Biomoleküle 114 vorhanden sind, umso mehr bleiben potentiell in der Pore 110 haften und verringern somit deren Querschnitt, der dem Ionenstrom 130 zur Verfügung steht.

Die Änderung des elektrischen Widerstandes kann durch eine Stromspannungsmessung ermittelt werden. Die entsprechende Charakteristik ist in der Fig. 3B dargestellt. Beispielhaft sind zwei Kennlinien gezeigt. Eine erste Kennlinie 310 zeigt einen gemessenen Strom / in Abhängigkeit der angelegten Spannung U, wenn keine Biomoleküle 114 in dem Medium 50 vorhanden sind. Die zweite Kennlinie 320 zeigt die Strom-Spannungsabhängigkeit für den Fall, dass eine größere Anzahl von Biomolekülen 114 in dem Medium 50 vorhanden ist. Wie dargestellt verringert sich als Folge der Biomoleküle 114 der Strom / für eine gegebene Spannung U, was eine Folge des erhöhten Widerstandes beim Passieren der Pore 110 ist.

Wie eingangs erwähnt, ist eine entsprechende Funktionalisierung der Membran erforderlich, bei der innerhalb der Pore 110 entsprechende Biorezeptoren 112 anbringt werden, sodass eine hohe Sensitivität der Membran für bestimmte zu detektierende Moleküle erreicht wird. Auch die Pore(n) selbst kann/können während der Funktionalisiemng erzeugt werden.

Fig. 4 veranschaulicht eine beispielhafte Funktionalisierung. Zunächst erfolgt eine Generierung der Carbonsäure/Caboxylat-Endgruppen auf der Porenoberfläche durch einen Bestrahlungs- und einen Ätzprozess. Dies kann beispielsweise in den gezeigten drei Schritten (i) - (iii) durchgeführt werden. Im ersten Schritt (i) wird die Membran 120 beispielsweise mit Schwerionen bestrahlt, sodass die Ionen in die Membran 120 eintreten und die gesamte Membran 120 durchdringen können und so eine Öffnung erzeugen oder zumindest die chemischen Bindungen dort aufbrechen. Als zweiter Schritt (ii) erfolgt ein Ätzschritt, der dazu führt, dass die Ionenspur verbreitert wird und sich eine konisch zulaufende Pore 110 ergibt. Schließlich kann auf der Oberfläche der Pore 110 eine Carboxylat-Endgruppe ausgebildet werden, die sensitiv für die zu detektieren- den Moleküle 114 ist bzw. die als Ankerpunkt für eine Anbringung der Rezeptoren der zu detektierenden Moleküle 114 dienen kann/dient.

Die Oberflächeneigenschaften sind durch eine kovalente Verknüpfung mit unterschiedlichen Rezeptormolekülen 112 wie zum Beispiel Nukleinsäure- Aptameren (DNA/RNA) einstellbar. Nach Ali et al. (Ali M, Nasir S, Ensinger W. 2015. Bioconjugation-induced ionic current rectification in aptamer-modified Single cylindrical nanopores. Chem Commun 51: 3454-3459) kann die Kopplung in einer Zweischrittreaktion unter Verwendung von i-Ethyl-3-(3- dimethylaminopropyl)carbodiimid (EDC) und Sulfo-NHS (N- hydroxysulfosuccinimid) erfolgen. Der Reaktionsmechanismus der Verknüpfung eines biologischen Rezeptors 112 (z.B. eines Aptamers) mit an der Oberfläche lokalisierten Carbonsäure/Carboxylat-Gruppen durch EDC/NHS- Kopplungschemie kann wie folgt dargestellt werden: Erster Schritt: Aktivierung

Carboxylat- O-acylierter Harnstoff NHS-Ester

Endgruppe (Intermediat) (Amin-reaktives Intermedia!)

Zweiter Schritt: Amidisierung . HS-Ester NH-Aptamer

(Amin-reaktives Intermediat) ^r

Gemäß Ausführungsbeispielen der vorliegenden Erfindung findet die Reaktion in dem mikrofluidischen System statt, dessen Aufbau und Fertigung weiter unten näher erläutert wird. Erster Schritt (Aktivierung): Hier werden die Carboxy-Endgruppen durch die Veresterung von NHS mittels EDC aktiviert. Es entsteht zunächst ein O- acyliertes Harnstoff-Zwischenprodukt, welches in einen Amin-reaktiven NHS- Ester umgewandelt wird. Hierfür wird die Membran 120 in das mikrofluidische System integriert. Anschließend wird das System mit einer frisch hergestellten wässrigen Lösung (pH 7) von 0,2 mM EDC und 0,4 mM NHS befüllt. Nach einer Stunde ist die Aktivierung der Oberfläche der Poren 110 abgeschlossen.

Zweiter Schritt (Amidisierung): Hier erfolgt die Funktionalisierung mit den Rezeptormolekülen 112 (Aptameren), deren chemische Struktur mindestens eine primäre Aminogruppe (-NH2) enthält. Diese Aminogruppe reagiert bei Raum- temperatur mit dem aktivierten Carbonsäure-Ester unter Ausbildung einer Amid-Bindung (-(C=0)-NH-). Hierzu wird das mikrofluidische System mit einer 0,1 mM wässrigen Lösung des Rezeptormoleküls 112 (Aptamers) befüllt und über Nacht stehen gelassen.

Die erfolgreiche Funktionalisierung wird über die Messung einer Strom- Spannungs-Kennlinie verifiziert, da unfunktionalisierte und funktionalisierte Poren 110 sich bei gleichem Potential durch unterschiedliche Stromstärken unterscheiden. Dieses sensorische Prinzip wurde bereits mit den Fig. 2 und 3 erläutert.

Als PSA-spezifische Aptamere als Biorezeptoren 112 sollen nachfolgende Moleküle Verwendung finden sollen:

1. RNA Aptamer (Referenz: Jeong S, Han SR, Lee YJ, Lee SW. 2010. Selec- tion of RNA aptamers specific to active prostate-specific antigen. Bio- technol Lett 32:379-385) Sequenz (5'-3'):

NH ₂ -C _Ö -CCGUCAGGUCACGGCAGCGAAGCUCUAGGCGCGGCCAGUUGC-OH

2. DNA Aptamer-01 (Referenz: Savory N, Abe K, Sode K, Ikebukuro K. 2010.

Selection of DNA aptamer against prostate specific antigen using a genetic algorithm and application to sensing. Biosens Bioelectron 26:1386-1391) Sequenz (5'-3'):

NH ₂ -C ₆ -TTTTTAATTAAAGCTCGCCATCAAATAGCTTT-OH

3. DNA Aptamer-02 (Referenz: Duan M, Long Y, Yang C, Wu X, Sun Y, Li J, Hu X, Lin W, Han D, Zhao Y, Liu J, Ye M, Tan W. 2016. Selection and characterization of DNA aptamer for metastatic prostate Cancer recogni- tion and tissue imaging. Oncotarget 7:36436-36446) Sequenz (5'-3'):

NH ₂ -C ₆ -ACGCTCGGATGCCACTACAGGTTGGGGTCGG

GCATGCGTCCGGAGAAGGGCAAACGAGAGGTCACCAGCACGTCCATGAG-OH

Die sensorischen Eigenschaften der funktionalisierten (Einzelporen-) Kunststofffolien 120 können in einer Makrozelle untersucht werden. Hierzu kann die beispielhafte Einzelporen-Kunststofffolien 120 genutzt werden, die vor jeder Untersuchung manuell zwischen zwei Flüssigkeitskammern 215, 225 einge- spannt werden. Die vorteilhaften Einzelporen-Kunststofffolien 120 sind nur aufwendig herzustellen. Im Gegensatz dazu können Multiporen-Kunststofffolien als Massenprodukte gefertigt werden. Allerdings haben sie eine geringere Sensi- tivität gegenüber den Einzelporen.

Um die Vorteile beider Folien zu kombinieren, wird gemäß Ausführungsbeispielen die Benetzungsfläche der Multiporen-Folie 120 so weit verkleinert, dass eine einzelne Pore noch Kontakt mit der Flüssigkeit hat. Diese erfolgt durch die Integration in ein Mikrosystem und ermöglicht somit die Verwendung des Detek- tionssystems von ungeschulten Anwendern.

Fig. 5 zeigt beispielhaft ein mögliches Detektionssystem, welches zwei Detektorbereiche 500A und 500B umfasst, die für unterschiedliche Analysen (Detek- tion verschiedener Biomoleküle) genutzt werden können. Jeder der zwei Detektorbereiche 500A, 500B umfasst drei Anschlusselektroden 510, einen Einlass 520 für einen Elektrolyten und jeweils zwei Einlässe 530 für einen Analyten. Der Analyt ist beispielsweise das zu untersuchende Medium 50 mit den Biomolekülen 114 (Analyte) und der Elektrolyt kann jede Flüssigkeit sein, die Ionen enthält (um den elektrischen Strom zu unterstützen) und das Ergebnis nicht verfälscht.

In dem Mikrofluidik-System aus der Fig. 5 ist zwischen den Kanälen für die Elektrolyt-Moleküle und für die Biomoleküle 114 eine Multiporen- Kunststofffolie 120 integriert. Alle Einzelteile werden durch eine Klebeschicht zusammengefügt. Das Mikrofluidik-System kann in ein elektronisches Messsystem in Form eines Tischgeräts integriert werden.

Auf der rechten Seite der Fig. 5 ist der zweite Detektorbereich 500B vergrößert dargestellt, wobei die Membran 120 zwischen zwei Analyt-Einlässen 530 ausgebildet ist und ein Kanal 521 zu dem betreffenden Elektrolyt-Einlass 520 führt. Es versteht sich, dass alle Einlässe auch Auslässe sein können. Dazu braucht lediglich die Strömungsrichtung umgedreht werden. Daher können die Analyt- Einlässe 530 und Elektrolyt-Einlass 520 auch entsprechende Auslässe darstellen. Die Erfindung soll nicht auf eine bestimmte Strömungsrichtung einge- schränkt werden. Beispielsweise besteht eine fluide Verbindung zwischen den beiden Analyt-Einlässen 530 zu einer Seite der Membran 120. Die gegenüberliegende Seite der Membran 120 kann beispielsweise fluid mit dem Elektrolyt- Einlass 520 verbunden sein. Außerdem sind in den Analyt-Einlässen 530 Elektroden ausgebildet, die mit jeweils einer der Anschlusselektroden 510 verbunden sind. Ebenso ist in dem Elektrolyt-Einlass 520 eine Elektrode ausgebildet, die mit einer der Anschlusselektroden 510 verbunden ist. Durch ein gezieltes Anlegen einer Spannung zwischen der Elektrode in dem Elektrolyt-Einlass 520 und einem der Elektroden in den Analytik-Einlässen 530 wird ein Fluss des Analyts 50+114 von dem jeweiligen Einlass 530 hin zu dem Elektrolyteinlass 520 erzeugt.

Die Membran 120 ist dabei beispielhaft horizontal ausgebildet und der Analyt- fluss von einem der Analyt-Einlässe 530 erfolgt beispielsweise in vertikaler Richtung durch die Membran 120 hindurch hin zu dem Kanal 521, der zu dem Elektrolyt-Einlass 520 führt. Dieser Fluss kann entweder vertikal nach unten oder vertikal nach oben durch eine angelegte Spannung an den entsprechenden Elektroden erzeugt werden. Die Funktionsweise des Detektionssystems wird nachfolgend über die Darstellung der Herstellung weiter veranschaulicht. Da mehrere Analyt-Einlässe 530 vorhanden sind, können parallel oder nacheinander verschiedene Messungen durchgeführt werden (z.B. für verschiedene Biomoleküle 114). So können die verschiedenen Analyt-Einlässe 530 zu verschiedenen Bereichen der Membran 120 geführt werden, die unterschiedlich funktionalisiert sind, um so eine Analyse für verschiedene Biomoleküle 114 parallel zu erlauben.

Fig. 6A bis 6M veranschaulichen die verschiedenen Schritte bei der Herstellung des beispielhaften Detektionssystems, wie es zum Beispiel in der Fig. 5 dargestellt ist.

Die Fig. 6A bis 6C veranschaulichen zunächst die Herstellung der Elektroden. Dazu wird auf einem Substrat 610 (zum Beispiel einem Glassubstrat) abschnittsweise eine Photoresistschicht 620 aufgebracht. Im Anschluss wird auf die Photoresistschicht 620 und den freiliegenden Glassubstratabschnitten 610 eine Zwischenschicht (z.B. eine Chromschicht) 630 und eine Elektrodenschicht 640 (z.B. eine Silberschicht) abgeschieden. Das Abscheiden kann beispielsweise durch eine physikalische Gasphasenabscheidung (PVD), z.B. durch Sputtern oder Aufdampfen, geschehen. Schließlich wird die Photoresistschicht 620 zusammen mit den darauf ausgebildeten beispielhaften Chrom- und Silberschichten entfernt, sodass, wie in der Fig. 6C gezeigt, das Glassubstrat 610 mit strukturierten Elektroden 315, 325 entsteht. Die Elektroden können beispielsweise die erste Elektrode 315 und/oder die zweite Elektrode 325 darstellen.

Die Fig. 6D bis 6F veranschaulichen eine weitere Möglichkeit, um Elektroden auszubilden. Auch hier wird auf einem Substrat 610 zunächst eine beispielhafte Zwischenschicht 630 (z.B. eine Chromschicht) und darauf eine Elektrodenschicht 640 aufgebracht, die in diesem Ausführungsbeispiel Gold aufweisen kann. Das Aufbringen der Schichten auf dem Substrat 610 kann flächenweise erfolgen. Anschließend wird eine Strukturierung vorgenommen, d.h. die beispielhaften Gold- und Chromschichten 630, 640 werden in verschiedenen Bereichen entfernt, sodass wiederum lediglich die Elektroden 315, 325 übrigbleiben.

Die so erzeugte Elektrodenstruktur ist ebenfalls in der Fig. 5 zu sehen, wo die verschiedenen Anschlusselektroden 510 mit Elektroden in den entsprechenden Einlässen 520, 530 für den Elektrolyten und den Analyten verbunden sind. Die Elektroden können wiederum die erste Elektrode 315 und/oder die zweite Elektrode 325 darstellen.

Die Fig. 6G bis 6M veranschaulichen die Herstellung des Detektionssystems. Gemäß Ausführungsbeispielen wird dabei ein erster Detektorabschnitt 210 und ein zweiter Detektorabschnitt 220 erzeugt (siehe Fig.6I), die daran anschließend aufeinander gebracht werden, um so das Detektionssystem zu bilden. Dazu werden in dem ersten Detektorabschnitt 210 und in dem zweiten Detektorabschnitt 220 Kanalstrukturen ausgebildet, die schließlich die Kanäle für den Analyten und/oder den Elektrolyten darstellen.

In der Fig. 6G ist zunächst auf der linken Seite beispielhaft das Substrat 610 mit der darauf ausgebildeten ersten Elektrode 315 und zweiten Elektrode 325 zu sehen, wie sie mit den Schritten aus den Fign. 6A bis 6F hergestellt werden können. Dies kann später der erste Detektorabschnitt 210 werden. Auf der rechten Seite wird in der Fig. 6G der zweite Detektorabschnitt 220 gefertigt, wobei wiederum zunächst das Substrat 610 dargestellt ist. Auf die dargestellten Abschnitte wird als nächstes eine Haftmittelschicht 660 ausgebildet. Die Haftmittelschicht 660 kann beispielsweise ein Titanmaterial aufweisen und eine beispielhafte Dicke von 0,5 μιτι umfassen.

In dem Herstellungsschritt aus der Fig. 6H wird auf den Strukturen aus der Fig. 6G eine Maskenschicht 670 (z.B. Trockenresist aus Epoxid) aufgebracht.

In dem folgenden Herstellungsschritt aus der Fig. 61 wird die Maskenschicht 670 strukturiert, wobei an den Stellen der Elektroden 315, 325 in dem ersten Detektorabschnitt 210 und in einem zentralen Bereich des zweiten Detektorabschnittes 220 die Maskenschicht 670 entfernt wird. Als Resultat werden die erste Elektrode 315 und die zweite Elektrode 325 in dem ersten Detektorabschnitt 210 und das Substrat 610 in dem zweiten Detektorabschnitt 220 freigelegt. Die Eigenschaften der resultierenden Kanäle (insbesondere die Hydrophili- tät) können durch eine Beschichtung modifiziert werden

Das Ergebnis ist in der Raumdarstellung der Fig. 6J dargestellt. Somit ist in dem ersten Detektorabschnitt 210 eine Vielzahl von Elektroden ausgebildet, wie sie beispielsweise in der Fig. 5 dargestellt sind.

In der Fig. 6K wird beispielhaft eine Klebeschicht 680 (z.B. eine Haftmittel- oder Laminatschicht insbesondere eine Trocken-Epoxid-Laminatschicht) auf die Strukturen aus der Fig. 61 aufgebracht.

In dem folgenden Schritt (siehe Fig. 6L) wird die Membran 120 auf die hergestellten Strukturen aus der Fig. 6K aufgebracht. Gemäß Ausführungsbeispielen kann die Membran 120 beispielsweise vollflächig aufgebracht und thermisch laminiert werden (bei ca. T=65 °C); siehe rechte Seite der Fig. 6L. Sie braucht aber auch nur teilweise aufgebracht zu werden (siehe linke Seite der Fig. 6L), wobei die Mutliporen-Membran 120 zwischen die Kanäle oder Kanalbereiche positioniert und anschließend thermisch laminiert wird.

Falls die Membran 120 vollflächig auf die Strukturen der Fig. 6K aufgebracht wird (siehe rechte Seite von Fig.6L), erfolgt anschließend eine Strukturierung oder ein Entfernen der Membran 120, zum Beispiel an jenen Abschnitten, die anschließend eine Verbindung zwischen den Kanalbereichen (z.B. der erste und zweite Kanalbereich 215, 225) der erste Detektorabschnitt 210 und der zweite Detektorabschnitt 220 bilden sollen (siehe Fig. 6M). Abschließend wird der erste Detektorabschnitt 210 und der zweite Detektorabschnitt 220 aufeinander gesetzt, sodass die (strukturierte) Membran 120 zwischen dem ersten Detektorabschnitt 210 und dem zweiten Detektorabschnitt 220 angeordnet ist. Schließlich kann ein Laminieren des hergestellten Detektors erfolgen, um alle Schichten miteinander zu verbinden und dicht zu verschließen.

Die in der Fig. 6M gezeigten Kanalbereiche 215, 225 stellen beispielsweise die fluide Verbindung zwischen dem Analyt-Einlass 530, durch die Membran 120, über den Kanal 521 hin zu dem Elektrolyt-Einlass 520 dar (siehe Fig. 5). Die erste Elektrode 315 ist beispielsweise unterhalb dem Analyt-Einlasses 530 in der Fig. 5 ausgebildet, und die zweite Elektrode 325 ist beispielsweise die mittlere Elektrode, die über den Kanal 521 hin zu dem Elektrolyt-Einlass 520 geführt ist.

Gemäß Ausführungsbeispielen erfolgt abschließend (z.B. während des Herstellungsschrittes aus der Fig. 6M) die zuvor beschriebene Funktionalisierung der Membran 120.

Fig. 7A.B zeigen fertiggestellte Detektionssysteme nach Ausführungsbeispielen der vorliegenden Erfindung.

Das Ausführungsbeispiel der Fig. 7A zeigt ein Detektionssystem, bei dem zwischen dem ersten Detektorabschnitt 210 und dem zweiten Detektorabschnitt 220 die Membran 120 ausgebildet ist, und zwar im Wesentlichen (z.B. zu mehr als 50% oder zu mehr als 80%) nur in einem Detektionsbereich 125, wo sie den ersten Kanalbereich 215 und den zweiten Kanalbereich 225 trennt (bis auf Auflag eflächen zur Fixierung).

Wie mit der Fig. 6 beschrieben, umfassen sowohl der erste Detektorabschnitt 210 als auch der zweite Detektorabschnitt 220 jeweils ein Substrat 610a, 610b, zwischen denen alle weiteren Schichten ausgebildet sind. Der zweite Detektorabschnitt 220 kann auch ohne Substrat hergestellt werden. Beginnend mit dem ersten Detektorabschnitt 210 ist auf dem entsprechenden Substrat 610a (siehe Fign. 6G-6I) zunächst eine Haftmittelschicht 660a ausgebildet, darauf ist eine Maskenschicht 670a ausgebildet und darauf ist eine Klebeschicht 680a ausgebildet. Unterhalb des Substrates 610b des zweiten Detektorabschnittes 220 ist wiederum zunächst eine Haftmittelschicht 660b aufgebracht, darunter eine Maskenschicht 670b, auf die wiederum die Klebeschicht 680b aufgebracht.

Außerdem sind auf dem Substrat 610a des ersten Detektorabschnittes 210 die erste Elektrode 315 und die zweite Elektrode 325 ausgebildet (siehe Fig. 6A-C). Dementsprechend ist zwischen der ersten Elektrode 315 und der zweiten Elektrode 325 ein Flusspfad 130 durch die Membran 120 ausgebildet, der einen Strom beim Anlegen einer Spannung zwischen der ersten Elektrode 315 und der zweiten Elektrode 325 auslöst, dessen Widerstand durch die Pore (in der Fig. 7A nicht gezeigt) gemessen werden kann und zur Feststellung der Konzentration der Biomoleküle 114 in dem Medium 50 genutzt werden kann.

Das Ausführungsbeispiel der Fig. 7B unterscheidet sich von dem Ausführungsbeispiel der Fig. 7A lediglich dadurch, dass die Membran 120 beim Anordnen zwischen dem ersten Detektorabschnitt 210 und dem zweiten Detektorabschnitt 220 (im Wesentlichen) nur an der Stelle entfernt wurde, wo der Flusspfad 130 ausgehend von der ersten Elektrode 315 hin zu der Membran 120 den ersten Detektorabschnitt 210 verlässt und in den zweiten Detektorabschnitt 220 eintritt. Ansonsten ist die Membran 120 insbesondere zwischen den Klebeschichten 68oa,b, die als Teil des ersten Detektorabschnittes 210 und des zweiten Detektorabschnittes 220 ausgebildet wurde, immer noch vorhanden. Somit ist in dem Ausführungsbeispiel der Fig. 7B die erste Klebeschicht 680a von der zweiten Klebeschicht 680b durch die Membran 120 zumindest teilweise oder überwiegend getrennt - insbesondere auch außerhalb des Detektionsberei- ches 125.

Vorteilhafte Aspekte von Ausführungsbeispielen der vorliegenden Erfindung beziehen sich insbesondere auf das Folgende:

- Die groß-/ganzflächige Poren-Kunststofffolie 120 wird in ein Lab-on- Chip-System zwischen zwei Fluidkanälen 215, 225 integriert (z.B. in einem Eafc/i-Verfahren).

- Die Folie 120 wird im Bereich der Fluidkanäle 215, 225 durch Laserschneiden, Xurography oder Ätzen entfernt (siehe Fig. 6L, 6M rechts).

- Die verwendete Porenfolie 120 umfasst konische Poren 110, mit reproduzierbarer Geometrie.

- Die Klebeschicht 680 dient sowohl der Integration der Pore 110, als auch zu ihrer Dysfunktionalisierung (Schließen) der Poren. Somit kann statistisch gesehen jeweils nur eine Pore in Kontakt mit dem Elektrolyten vorhanden sein. So wird die hohe Sensitivität von Einzelporen- Kunststofffolien 120 mithilfe von Multiporen-Kunststofffolien erreicht.

- Die Funktionalisierung der Poren 110 erfolgt nach der Chipherstellung, kann aber auch vor der Funktionalisierung erfolgen.

Die Funktionalisierung nach der Chipherstellung hat gegenüber den vorfunktio- nalisierten Poren folgende Vorteile:

- Nur geringe Mengen an Rezeptormolekülen 112 wird für die Funktionalisierung der Multiporen-Kunststofffolien 120 nach der Integration benötigt.

- Durch die Integration vorab funktionalisierter Poren besteht die Möglichkeit Poren zu kontaminieren bzw. zu verstopfen.

Ausführungsbeispiele bieten außerdem die folgenden Vorteile: - Das neue System hat das Potential auf ein Micro Total Analysis System (μΤΑ8) erweitert zu werden. Dies ermöglicht die simultane Detektion mehrerer Ligandenmoleküle 114.

- Die Sensitivität des Mikrosystems ist vergleichbar zu den Einzelporen- Messungen.

- Eine konventionelle Kleberschicht ist ein flüssiger UV-Kleber. Dieser führt zur Verstopfung der Poren und ist deshalb für die Integration von Poren bzw. funktionalisierten Poren nicht geeignet. Mit Hilfe dieser konventionellen Verfahren kann die Dichtigkeit des Systems nicht gesichert werden. Außerdem kann die Funktionalisierung der Folie durch die UV- Belichtung zerstört werden. Im Gegensatz hierzu wird bei Ausführungsbeispielen der Erfindung die Multiporen-Kunststofffolie 120 thermisch integriert (bei T=6s °C).

- Die verwendeten Multiporen-Kunststofffolien können sowohl nach, als auch vor der Integration funktionalisiert werden. Mit dieser Methode wurde eine Ausbeute von 100 % erreicht.

Eine Kanalbereite von 50 μιτι kann genutzt werden, was einer Benetzungsfläche von 2.500 μιτι ² entspricht. Die Benetzungsfläche kann auf 100 μιτι ² weiter reduziert werden. In konventionellen Verfahren ist nur eine Benetzungsfläche von 31.416 μιτι ² erreicht worden.

Das bisher beschriebene Funktionsprinzip basiert auf einem voltametrischen Verfahren. Bei weiteren Ausführungsbeispielen werden andere Messprinzipien genutzt. Diese sind zum Beispiel:

(i) Fluss-Messung durch die Pore 110;

(ii) Impedanz-Messungen; und

(iii) Elektrokinetische Messungen (Elektrophorese, Elektroosmose, etc.).

Aber auch diese Messprinzipien messen letztlich einen Widerstand, der den Fluss der Biomoleküle 114 durch die Pore 110 behindert. Es ändert sich lediglich die erfasste Messgröße: in (i) die Flussgeschwindigkeit des Mediums 50; in (ii) eine elektrische Impedanz; in (iii) eine elektrokinematische Größe. Im Vergleich zu gegenwärtigen Verfahren, die aufwendig die jeweiligen Analyt- /Ligandenmoleküle detektieren, ermöglichen Ausführungsbeispiele der vorliegenden Erfindung eine Konzentrationsmessung mit höherer Selektivität und Sensitivität gegenüber den derzeit vorhandenen Analysemethoden. Verschiedene Liganden in biotischen und abiotischen Systemen können hiermit detektiert werden. Dazu zählen folgende Organismengruppen und deren Bestandteile:

Niedermolekulare organische und anorganische Verbindungen jedweder Art

Umweltgifte

Agrarchemikalien

Hormone

Proteine

Antibiotika

Neurotoxine

Bakterien

Viren

Parasiten

Die Integration der Nanosensoren in ein massenfertigbares Laö-on-C7np-System wird durch diese Erfindung ermöglicht, welches als kompaktes, portables Analysesystem für die obengenannten Anwendungen verwendbar ist. Dadurch kann die Messung innerhalb weniger Minuten durchgeführt werden, was in ausgewählte Fällen lebensrettend sein kann. Das Detektionssystem kann als Einweg- Mikrofluidik-System verwendet werden, sodass es für jeden einzelnen Test einmalig verwendet wird. Das System kann daher in großen Stückzahlen hergestellt werden.

Die in der Beschreibung, den Ansprüchen und den Figuren offenbarten Merkmale der Erfindung können sowohl einzeln als auch in beliebiger Kombination für die Verwirklichung der Erfindung wesentlich sein. Bezugszeichenliste

50 Medium

110 Pore

112 Biorezeptoren

114 Biomoleküle

120 Membran

125 Detektionsbereich

130 Flusspfad

210, 220 Detektorabschnitte

215, 225 Kanalbereiche

310, 320 Stromspannungscharakteristiken

315 erste Elektrode

325 zweite Elektrode

500A, 500B Detektorbereiche

510 Anschlusselektroden

520 Elektrolyt-Einlass

521 Kanal

530 Analyt- Einlasse

610 Substrat

620 Photoresistschicht

630 Zwischenschicht (z.B. aus Chrom)

640 Elektrodenschicht (z.B. aus Silber oder Gold)

660 Haftmittelschicht

670 Maskenschicht

680 Klebeschicht