Dispositivo para la liberación de agentes bioactivos en el tubo digestivo, procedimiento de preparación v uso del mismo

La presente invención se refiere a un dispositivo polimérico biocompatible y biodegradable para la liberación controlada de agentes bioactivos, tales como bacterias, en el tubo digestivo. La presente invención también se refiere a un procedimiento para la preparación de dicho dispositivo y al uso del mismo, por ejemplo, para la mejora del microbioma en diferentes patologías como las enfermedades inflamatorias intestinales (EN).

Por tanto, la presente invención se puede enmarcar en el campo de la medicina y, de forma más preferida, en el área de las enfermedades inflamatorias intestinales.

ANTECEDENTES DE LA INVENCIÓN

Las enfermedades inflamatorias intestinales (Eli), tales como la colitis ulcerosa y la enfermedad de Crohn, constituyen una serie de trastornos infecciosos crónicos y recurrentes en las vías intestinales cuya incidencia continúa aumentando a nivel mundial y para las cuales todavía se desconoce específicamente su etiología, de modo que actualmente no existe una cura posible. Se trata de enfermedades donde interactúan factores genéticos, inmunes y ambientales produciendo respuestas inmunes aberrantes e inflamación crónica que pueden conducir a fibrosis y estenosis intestinales, microperforaciones e incluso fístulas que forman abscesos y graves sepsis. De este modo, en torno al 70% de los/as pacientes con Eli necesitarán de una o varias cirugías de resección intestinal durante el transcurso de la enfermedad.

Además, tras el postoperatorio suelen aparecer procesos disbióticos asociados a la Eli, donde los pacientes sufren una afectación y/o pérdida de algunos de los microorganismos que componen el microbioma intestinal. Se considera que este aspecto influye de forma determinante en el desarrollo de la recurrencia de la enfermedad. El microbioma intestinal se conoce como el conjunto de microorganismos presentes de forma natural en el intestino humano y que juegan un papel fundamental en diversas funciones fisiológicas como son la nutrición o la regulación inmunitaria. Además, se ha descubierto recientemente que el microbioma intestinal juega un papel fundamental en la regulación de diversos procesos, tanto intestinales como a otros niveles (como cerebrales), pues se ha establecido que mediante el “eje intestino- cerebro” participa en el desarrollo de enfermedades como el Alzheimer, depresión, ansiedad y otros desórdenes estresantes. Tanto los datos clínicos como los experimentales señalan el importante papel que juega la disbiosis en la Eli.

Ante esta situación, se buscan tratamientos que mejoren o corrijan la disbiosis del microbioma intestinal tras la intervención quirúrgica de resección intestinal para luchar así contra la enfermedad. El más empleado en la actualidad es el trasplante de microbiota fecal (TMF) que, aunque ha demostrado eficacia clínica, presenta dos problemas principales: por un lado, debido a los antibióticos administrados tras la intervención quirúrgica, la mayoría de estos microorganismos fecales administrados en el TMF no sobreviven, y por otro, la vía de administración a través de la colonoscopia puede resultar agresiva. Otra herramienta terapéutica es el uso de probióticos, sin embargo su utilización resulta poco efectiva debido a las elevadas dosis de comprimidos necesarios para alcanzar la dosis bacteriana efectiva por vía oral y la falta de eficacia de los mismos a nivel colónico o de íleon terminal.

En el estado de la técnica, se conocen algunos documentos que proporcionan dispositivos que liberan bacterias u otros compuestos activos en el intestino. Así, por ejemplo, el documento WO2016033011A1 se refiere a un dispositivo tubular flexible con una capa interna y otra externa, una parte proximal y otra distal, y estructuras tipo gancho o púas para fijar el dispositivo al intestino. Este dispositivo permite liberar bacterias del microbioma, entre ellas bacterias fecales, que se encuentran incorporadas en alguna de las capas que, al degradarse como respuesta a un estímulo, las liberan. Los tiempos de liberación son de unos 22 días.

El documento US2004143221 A1 hace referencia a un dispositivo que se implanta en el tracto gastrointestinal para la liberación controlada de fármacos. El polímero biodegradable en el que se cargan las moléculas bioactivas se degrada y libera el fármaco. Entre los polímeros se incluyen derivados de caprolactona y ácido láctico. Se implanta mediante gastroscopia.

Los documentos CN109846043A, WO2014152338A1 y WO2014152484A1 se refieren a dispositivos cargados con probióticos o bacterias fecales basados en sistemas de administración oral. Sin embargo, a pesar de que existen antecedentes que describen dispositivos implantables en el intestino, incluso fabricados con materiales análogos a los descritos en la invención, no se ha descrito hasta ahora ningún dispositivo de liberación de agentes bioactivos con una estructura específicamente configurada para su aplicación en intervenciones quirúrgicas de resección intestinal por Eli y que, además, libere el agente bioactivo (bacterias del microbioma) en tiempos superiores a 1 mes. Por ello, la presente invención propone un dispositivo específicamente adaptado para tal fin. Asimismo, las dimensiones del dispositivo podrán ser adaptadas, manteniendo la estructura de la invención, para liberar otros compuestos bioactivos como fármacos o moléculas con capacidad antiinflamatoria en otras patologías digestivas.

DESCRIPCIÓN DE LA INVENCIÓN

En un primer aspecto, la presente invención se refiere a un dispositivo para la liberación de agentes bioactivos en el tubo digestivo caracterizado por comprender:

- un agente bioactivo,

- al menos una cubierta interna formada por un polímero hidrófilo, biocompatible y biodegradable que recubre al agente bioactivo,

- una cubierta externa formada por un polímero hidrófobo, biocompatible y biodegradable que recubre la cubierta interna (la cual, a su vez, recubre al agente bioactivo), y donde la morfología final del dispositivo de liberación es en forma de lámina.

De acuerdo con la presente invención, el término “tubo digestivo” se refiere a cualquiera de los siguientes órganos: el esófago, el estómago, el intestino delgado, el intestino grueso, el recto y el ano. En una realización preferida de la invención, el término tubo digestivo se refiere al intestino grueso.

Tal como se utiliza en este documento, el término "agente bioactivo" se refiere a un compuesto que ejerce un efecto beneficioso en un organismo vivo. Ejemplos de agentes bioactivos son agentes terapéuticos o profilácticos, y microorganismos vivos (tales como los probióticos u otros microorganismos que puedan vivir en condiciones intestinales), atenuados o muertos.

El término "agente terapéutico " se define como un compuesto o una sustancia que, cuando se administra a un sujeto que lo necesita, puede provocar una respuesta terapéutica beneficiosa. Dicho término incluye los medicamentos (fármacos), las vitaminas, los minerales y los suplementos nutricionales.

El término "agente profiláctico" se refiere a un agente capaz de prevenir o reducir los riesgos o la incidencia de una enfermedad o trastorno en un paciente.

El término “polímero biocompatible” se utiliza en la presente invención para hacer referencia a un polímero capaz de estar en contacto con tejidos u organismos vivos sin causar daño al tejido vivo o al organismo. Se trata, por tanto, de un polímero que no produce una respuesta tóxica, perjudicial o inmunológica en el tejido vivo u organismo.

El término “polímero biodegradable” hace referencia a una macromolécula orgánica que es susceptible de ser destruida (degradada) in vivo bajo determinadas condiciones fisiológicas. De esta manera, es metabolizada y eliminada del organismo.

El término "lámina", tal y como se utiliza aquí, denota una morfología plana cuya superficie es superior a su espesor, es decir, que la extensión en dos dimensiones es grande en comparación con la extensión en la dimensión restante, por ejemplo, por un factor de al menos 10. La lámina, de acuerdo con la presente invención, presenta espesores preferiblemente entre 0,1 y 0,5 cm.

En una realización preferida, el dispositivo de la presente invención tiene forma de lámina rectangular.

En una realización preferida, el dispositivo tiene forma rectangular (superficie rectangular); donde las dimensiones del dispositivo son: entre 2 y 10 cm de largo, entre 1 y 10 cm de ancho y entre 0,1 y 0,5 cm de espesor,

En una realización más preferida, el dispositivo presenta una forma rectangular donde las dimensiones del dispositivo son: largo 6,0 cm, ancho 3,2 cm y espesor de 0,2 cm. En una realización preferida, la cubierta interna del dispositivo, o cada cubierta interna en el caso de que haya más de una, está formada por dos capas de polímero hidrófilo biocompatible entre las que se dispone el agente bioactivo (a modo de sándwich), estando dichas capas unidas o selladas por sus bordes.

En otra realización preferida, la cubierta interna está formada por una sola capa o película de polímero hidrófilo biocompatible doblada de manera que recubre completamente al agente bioactivo y cuyos bordes están cerrados o sellados.

En una realización preferida, la cubierta externa está formada por dos capas de polímero hidrófobo biocompatible entre las que se dispone la/s cubierta/s interna/s (a modo de sándwich), estando dichas capas unidas o selladas por sus bordes.

En otra realización preferida, la cubierta externa está formada por una sola capa o película de polímero hidrófobo biocompatible doblada de manera que recubre completamente a la/s cubierta/s interna/s y cuyos bordes están cerrados o sellados.

En una realización preferida, los bordes de la cubierta interna están sellados mediante una disolución del propio polímero que conforma la cubierta interna o bien mediante sellado térmico. Para el sellado mediante disolución del propio polímero, se impregnarán los bordes de la capa o capas de polímero a sellar con una disolución acuosa del polímero que forma la cubierta, la cual quedará sellada tras la evaporación del solvente (agua).

En una realización preferida, los bordes de la cubierta externa están sellados mediante una disolución del propio polímero que conforma la cubierta externa o bien mediante sellado térmico. Para el sellado mediante disolución del propio polímero, se impregnarán los bordes de la capa o capas de polímero a sellar con una disolución del polímero que forma la cubierta, la cual quedará sellada tras la evaporación del solvente.

En una realización preferida, el dispositivo comprende dos cubiertas internas, separadas entre sí, cada una de ellas recubriendo a una pluralidad de agentes bioactivos y estando ambas cubiertas internas recubiertas por una única cubierta externa. En esta realización, preferiblemente la cubierta externa presenta un sellado, además de en sus bordes, en la zona comprendida entre las dos cubiertas internas.

En una realización preferida de la invención, el componente bioactivo es un microorganismo. De forma aún más preferida, el componente bioactivo se refiere a bacterias, más preferiblemente bacterias liofilizadas o en forma de esporas. Estas bacterias liofilizadas o en forma de esporas son preferiblemente bacterias probióticas, es decir, que ejercen algún efecto beneficioso sobre la salud. El dispositivo puede contener como agente bioactivo bacterias que pertenecen a una sola especie o a varias especies.

En una realización preferida, el agente bioactivo comprende bacterias productoras de ácido láctico pertenecientes al género Lactobacillus. Estas bacterias hacen referencian a tipos microbianos concretos caracterizados por la producción de ácido láctico de la fermentación de carbohidratos y englobados dentro del nombre taxonómico de "Lactobacillus". Preferiblemente, las bacterias productoras de ácido láctico pertenecientes al género Lactobacillus son seleccionadas de la lista que comprende: Lactobacillus acetotolerans, Lactobacillus acidifarinae, Lactobacillus acidipiscis, Lactobacillus acidophilus (Doderlein bacillus), Lactobacillus agilis, Lactobacillus algidus, Lactobacillus alimentarius, Lactobacillus amylolyticus, Lactobacillus amylophilus, Lactobacillus amylotrophicus, Lactobacillus amylovorus, Lactobacillus animalis, Lactobacillus antri, Lactobacillus apodemi, Lactobacillus aviarius, Lactobacillus bifermentans, Lactobacillus brevis, Lactobacillus buchneri, Lactobacillus camelliae, Lactobacillus casei, Lactobacillus catenaformis, Lactobacillus ceti, Lactobacillus coleohominis, Lactobacillus collinoides, Lactobacillus composti, Lactobacillus concavus, Lactobacillus coryniformis, Lactobacillus crispatus, Lactobacillus crustorum, Lactobacillus curvatus, Lactobacillus delbruec ii, Lactobacillus delbrueckii subsp. Bulgaricus, Lactobacillus delbrueckii subsp. Lactis, Lactobacillus diolivorans, Lactobacillus equi, Lactobacillus equigenerosi, Lactobacillus farraginis, Lactobacillus farciminis, Lactobacillus fermentum, Lactobacillus fornicalis, Lactobacillus fructivorans, Lactobacillus frumenti, Lactobacillus fuchuensis, Lactobacillus gallinarum, Lactobacillus gasseri, Lactobacillus gastricus, Lactobacillus ghanensis, Lactobacillus graminis, Lactobacillus hammesii, Lactobacillus hamsteri, Lactobacillus harbinensis, Lactobacillus hayakitensis, Lactobacillus helveticus, Lactobacillus hilgardii, Lactobacillus homohiochii, Lactobacillus iners, Lactobacillus ingluviei, Lactobacillus intestinalis, Lactobacillus jensenii, Lactobacillus johnsonii, Lactobacillus kalixensis, Lactobacillus kefiranofaciens, Lactobacillus kefiri, Lactobacillus kimchii, Lactobacillus kitasatonis, Lactobacillus kunkeei, Lactobacillus leichmannii, Lactobacillus lindneri, Lactobacillus malefermentans, Lactobacillus malí, Lactobacillus manihotivorans, Lactobacillus mindensis, Lactobacillus mucosae, Lactobacillus murinus, Lactobacillus nagelii, Lactobacillus namurensis, Lactobacillus nantensis, Lactobacillus oligofermentans, Lactobacillus oris, Lactobacillus pañis, Lactobacillus pantheris, Lactobacillus parabrevis, Lactobacillus parabuchneri, Lactobacillus paracollinoides, Lactobacillus parafarraginis, Lactobacillus parakefiri, Lactobacillus paralimentarius, Lactobacillus paraplantarum, Lactobacillus pentosus, Lactobacillus perolens,

Lactobacillus plantarum, Lactobacillus pontis, Lactobacillus psittaci, Lactobacillus rennini, Lactobacillus reuteri, Lactobacillus rhamnosus, Lactobacillus rimae, Lactobacillus rogosae, Lactobacillus rossiae, Lactobacillus ruminis, Lactobacillus saerimneri, Lactobacillus sakei, Lactobacillus salivarius, Lactobacillus sanfranciscensis, Lactobacillus satsumensis, Lactobacillus secaliphilus, Lactobacillus sharpeae, Lactobacillus siliginis, Lactobacillus spicheri, Lactobacillus suebicus, Lactobacillus thailandensis, Lactobacillus ultunensis, Lactobacillus vaccinostercus, Lactobacillus vaginalis, Lactobacillus versmoldensis, Lactobacillus vini, Lactobacillus vitulinus, Lactobacillus zeae, Lactobacillus zymae y combinaciones de las mismas.

En otra realización preferida, el agente bioactivo comprende bacterias pertenecientes al grupo conocido como “Bacterias productoras de butirato”, que se trata de una especie probiótica que habita el intestino de los humanos y que además presenta efectos antiinflamatorios en enfermedades como la Eli. Preferiblemente son seleccionadas de la lista que comprende: Butyticoccus pullicaecorum, Clostridium butyricum, Faecallibacterium prausnitzii, Roseoburia hominis y combinaciones de las mismas. El término “polímero hidrófilo” es un término conocido en el estado de la técnica y se refiere a un polímero que tiene afinidad con el agua y que la absorbe o se disuelve fácilmente en ella.

En una realización preferida, el polímero que conforma la cubierta interna es seleccionado de una lista que comprende polímeros hidrófilos biocompatibles, incluidos, pero no limitados a:

-polisacáridos como, por ejemplo, alginato, ácido hialurónico, quitosano;

-proteínas o polipéptidos como, por ejemplo, el colágeno y gelatina;

-polietilenglicol (PEG), -poli(vinil alcohol) (PVA), o combinaciones de los mismos.

Estos polímeros son además biodegradables, es decir, que pueden ser degradados por agentes biológicos.

En otra realización preferida, el polímero hidrófilo biocompatible es alginato, más preferiblemente alginato de sodio.

El término “polímero hidrófobo” es un término también conocido en el estado de la técnica y se refiere a un polímero resistente a la humectación o no fácilmente mojado, por el agua, es decir, un polímero que no tiene afinidad con el agua o es insoluble en ella. A efectos de la presente invención, el término "polímero hidrófobo" se refiere preferiblemente a un polímero que no se disuelva y no se hinche más de un cinco por ciento en peso en agua a 25 ^e C. En una realización preferida, el polímero que conforma la cubierta externa es seleccionado de una lista que comprende polímeros hidrófobos biocompatibles y biodegradables o combinaciones de los mismos, incluidos pero no limitados a: policaprolactona (PCL), ácido poliláctico (PLA), ácido poliglicólico (PGA), ácido poli(láctico-co-glicólico) (PLGA), polidioxanona, poli(trimetilen carbonato), polihidroxialcanoatos (PHA), preferiblemente donde el polihidroxialcanoato se selecciona de poli(3-hidroxibutirato-co-3-hidroxivalerato), poli(3-hidroxipropionato), poly(3-hidroxibutirato), poli(3-hidroxivalerato), poli(3-hidroxihexanoato), poli(3- hidroxioctoato), poli(3-hidroxioctadecanoato), poli(4-hidroxibutirato), poli(4- hidroxivalerato), poli(5-hidroxivalerato) y copolímeros de ellos.

En una realización más preferida, el polímero hidrófobo biocompatible es policaprolactona (PCL), ácido poliláctico (PLA) o el copolímero ácido poli(láctico-co- glicólico) (PLGA). En particular, el dispositivo según se ha descrito permite la liberación del agente activo en tiempos largos, al menos 1 mes y, preferiblemente, un tiempo de liberación entre 1 mes y 3 meses. No obstante, según la aplicación terapéutica concreta del dispositivo, se puede modificar el tiempo de liberación del agente bioactivo empleando como cubierta externa distintos polímeros hidrófobos con tiempos de degradación diferentes. Además, dentro de cada tipo de polímero, modificaciones en el espesor también regulan la velocidad de degradación, siendo mayor la velocidad de degradación cuanto menor es el espesor.

La morfología descrita del dispositivo permite su implantación en el tubo digestivo utilizando instrumental médico específico del aparato digestivo (por ejemplo, instrumental para cirugía de resección intestinal) y su función es liberar agentes bioactivos de forma retardada, especialmente bacterias específicas del microbioma humano con el objetivo de restaurar el microbioma del paciente, previniendo la disbiosis.

A modo de ejemplo, la fijación del dispositivo al tubo digestivo, normalmente intestino, se podrá realizar durante la misma intervención quirúrgica de resección intestinal. Se realizará utilizando la misma grapadora que se utiliza habitualmente en esta cirugía y que contiene una cuchilla y grapas. Tras el corte y eliminación de la parte del intestino afectado, es necesario unir de nuevo las dos partes del intestino, para lo cual se utiliza esta cuchilla/grapadora que realiza ambas funciones. Utilizando este mismo instrumento, el dispositivo de la presente invención se anclará a las paredes del intestino mediante las grapas utilizadas para unir las dos partes del intestino. El dispositivo quedará de esta forma grapado y fijado a las paredes intestinales en el momento del corte y unión de las dos partes del intestino. La morfología externa (largo por ancho del rectángulo) puede ser adaptada al instrumento quirúrgico (grapadora) que se utiliza habitualmente en cirugía para unir las dos partes del tubo digestivo tras la resección intestinal.

Por tanto, el dispositivo de la presente invención, a diferencia de otros conocidos en el estado de la técnica, no comprende medios de anclaje o fijación al intestino, ya que, su propia estructura y morfología permite que sea implantado utilizando el propio instrumental quirúrgico empleado en la sutura del tejido conectado en cirugías de resección intestinal. Además, al implantarse de forma simultánea a la intervención quirúrgica (por ejemplo, resección intestinal), el dispositivo de la presente invención no precisa de una intervención adicional para su implantación, lo que supone una clara ventaja respecto a los tratamientos convencionales en Eli en aspectos clave como bienestar y calidad de vida del paciente, reducción de costes económicos, tiempos de recuperación, etc. Sin embargo, y debido a su estructura, también podría implantarse mediante endoscopia (gastroscopia o colonoscopia) en el caso de que no se realizase una intervención quirúrgica.

Tal y como se ha descrito, el dispositivo comprende una doble cubierta: externa e interna. La carga bacteriana, o agente bioactivo de que se trate, se encuentra almacenada y recubierta mediante un polímero hidrófilo que conforma la cubierta interna, que actuará como barrera protectora de las bacterias durante la fabricación del dispositivo. La cubierta externa de un polímero hidrófobo permite retardar y controlar la liberación de la carga bacteriana. Así, el dispositivo se conforma con una combinación de polímeros hidrófobos e hidrófilos. El primero de ellos forma la cubierta externa que protege la cubierta interna evitando la liberación inmediata de la carga bacteriana. Como consecuencia de la degradación de la cubierta externa, transcurrido un período de tiempo, se forman poros y grietas que permiten que el agua penetre en su interior disolviendo la cubierta interna hidrófila, con la consiguiente liberación (retardada) de la carga bacteriana.

La composición polimérica del dispositivo de la invención permite que éste sea biocompatible y biodegradable en el tubo digestivo. Además, dependiendo de la naturaleza de la cubierta polimérica externa y de su espesor, se puede controlar el tiempo de degradación del dispositivo según interese, acompañado de la consecuente liberación del agente bioactivo que contenga.

Para la aplicación del dispositivo en patologías asociadas a Eli u otras patologías relacionadas con la disbiosis del microbioma intestinal es importante tener tiempos largos de liberación del agente bioactivo (por ejemplo, bacterias probióticas), siendo al menos 1 mes y, preferiblemente, entre 1 y 3 meses. Durante el primer mes tras la implantación del dispositivo, la acción antiséptica de los antibióticos suministrados al paciente detendría la acción microbiana deseada tras la liberación de las bacterias encapsuladas. Así, el retardo entre la implantación y la liberación de la carga bacteriana tiene como objetivo evitar que el tratamiento profiláctico (antibiótico) que se realiza al paciente tras la intervención quirúrgica, y que tiene una duración de un mes aproximadamente, no afecte a la viabilidad de la carga bacteriana liberada.

Una vez colocado el dispositivo, y en contacto con los fluidos intestinales, el proceso de degradación dará comienzo. Transcurrido un tiempo, aparecerán grietas o poros en la cubierta externa, de modo que los fluidos biológicos tendrán acceso al compartimento interno. Se producirá entonces una progresiva disolución del polímero hidrófilo que forma la cubierta interna, liberando el agente bioactivo en el intestino donde recuperará su estado activado y podrá realizar su función.

En un segundo aspecto, la invención se refiere al procedimiento para la preparación del dispositivo descrito en el primer aspecto de la invención caracterizado por comprender las siguientes etapas: recubrimiento del agente bioactivo con un polímero hidrófilo biocompatible formando así al menos una cubierta interna que recubre a dicho agente bioactivo, - recubrimiento de la cubierta interna o cubiertas internas preparada/s en la etapa anterior con un polímero hidrófobo biocompatible, formando así una cubierta externa que recubre la/s cubierta/s interna/s.

En una realización preferida, la cubierta interna se prepara a partir de dos capas o películas de polímero hidrófilo biocompatible entre las que se dispone el agente bioactivo, seguido de sellado de los bordes de las capas o películas, formando así una cubierta interna cerrada en cuyo interior se alberga el agente bioactivo.

En otra realización preferida, la cubierta interna se prepara a partir de una capa o película de polímero hidrófilo biocompatible que se dobla de manera que recubra totalmente al agente bioactivo, seguido de sellado de los bordes de la capa o película, formando así una cubierta interna cerrada en cuyo interior se alberga el agente bioactivo. Las películas de polímero hidrófilo biocompatible se preparan preferiblemente mediante el método de evaporación de solvente a partir de una disolución acuosa de polímero.

El sellado de la capa o capas de polímero que conforman la cubierta interna se realiza preferiblemente mediante impregnación de los bordes de la capa o capas de polímero a sellar con una disolución acuosa del polímero que forma la cubierta, la cual quedará sellada tras la evaporación del solvente (agua). Alternativamente, el sellado de los bordes podría ser térmico. Este sellado térmico se realiza preferiblemente mediante una selladora térmica por impulso. El ancho de sellado estará preferiblemente comprendido entre 0,1 y 0,3 cm, preferiblemente 0,2 cm.

En una realización preferida, la cubierta externa se prepara a partir de dos capas o películas de polímero hidrófobo biocompatible entre las que se coloca la cubierta interna que a su vez recubre el agente bioactivo, seguido del sellado de los bordes de las capas o películas, formando así una cubierta externa cerrada y resistente a los fluidos intestinales en cuyo interior se alberga la cubierta interna.

En otra realización preferida, la cubierta externa se prepara a partir de una capa o película de polímero hidrófobo biocompatible que se dobla de manera que recubra totalmente la cubierta interna que a su vez recubre el agente bioactivo, seguido de sellado de los bordes de la capa o película, formando así una cubierta externa cerrada en cuyo interior se alberga la cubierta interna.

El sellado de la cubierta externa se realiza preferiblemente mediante impregnación de los bordes de la capa o capas de polímero a sellar con una disolución del polímero que forma la cubierta, la cual quedará sellada tras la evaporación del solvente. Alternativamente, el sellado de los bordes podría ser térmico. Este sellado térmico se realiza preferiblemente mediante una selladora térmica por impulso. El ancho de sellado estará preferiblemente comprendido entre 0,1 y 0,3 cm, preferiblemente 0,2 cm.

Las películas de polímero hidrófobo se preparan preferiblemente mediante el método de evaporación de solvente a partir de una disolución de polímero en un disolvente orgánico.

En una realización preferida, los solventes orgánicos específicos a utilizar para la preparación de las disoluciones que darán lugar al recubrimiento o cubierta externa son: tetrahidrofurano para la policaprolactona (PCL), cloroformo para el ácido poliláctico (PLA) y diclorometano o hexafluoruro propanol para el ácido poli(láctico-co-glicólico) PLGA.

El sellado de la capa o capas de polímero que conforman la cubierta externa se realiza preferiblemente mediante una disolución del propio polímero o mediante sellado térmico de sus bordes. Para el sellado mediante disolución del propio polímero, se impregnan los bordes de la capa o capas de polímero a sellar con una disolución del polímero que forma la cubierta, la cual quedará sellada tras la evaporación del solvente. El sellado térmico se realiza preferiblemente mediante una selladora térmica por impulso. El ancho de sellado estará preferiblemente comprendido entre 0,1 y 0,3 cm, preferiblemente 0,2 cm.

En una realización preferida, se preparan dos cubiertas internas que se recubren con una única cubierta externa. En esta realización, preferiblemente se lleva a cabo, además del sellado de los bordes de la cubierta externa, un sellado de la cubierta externa en la zona entre las dos cubiertas internas. La cubierta externa permite ajustar el proceso de degradación a los tiempos requeridos, ya que el polímero hidrófobo presenta tiempos de degradación variables. El experto en la materia podrá ajustar la velocidad de degradación modificando tanto el polímero de la cubierta externa como su espesor y peso molecular para conseguir la velocidad de degradación deseada según el caso.

Un último aspecto de la invención se refiere al dispositivo descrito en el primer aspecto de la invención para su uso para la liberación controlada de agentes bioactivos en el tubo digestivo, preferiblemente en el intestino grueso, mediante su implantación en el mismo. Para su uso, el dispositivo se podrá fijar al tubo digestivo mediante las grapas aplicadas tras un proceso quirúrgico en dicho tubo como, por ejemplo, un proceso quirúrgico de resección intestinal.

Una realización preferida se refiere al dispositivo para su uso para la mejora del microbioma tras cirugías de resección intestinal en pacientes con enfermedades inflamatorias intestinales (Eli).

El dispositivo de la presente invención se propone principalmente como solución a los problemas postoperatorios surgidos tras cirugías de resección intestinal, liberando bacterias que mejoran el microbioma y previenen la disbiosis. Sin embargo, además de bacterias, también se pueden encapsular otros compuestos bioactivos como pueden ser fármacos, moléculas con capacidades antiinflamatorias o compuestos que se desee liberar en un determinado tiempo de forma controlada, lo que puede ser de gran interés para su aplicación en otras patologías, ya que la disbiosis y la inflamación intestinal recurrente se han relacionado con multitud de patologías digestivas y extraintestinales. En este caso y tras el ajuste de los tiempos de degradación, el dispositivo podría ser utilizado para la liberación de bacterias, vitaminas o fármacos antinflamatorios en el tratamiento de patologías que cursan con alteraciones de la microbiota, de la mucosa intestinal o incluso de malignización de pólipos intestinales.

Por tanto, otra realización preferida se refiere al dispositivo para su uso en el tratamiento y/o prevención de patología por deficiencias vitamínicas, intolerancias o síndromes malabsortivos. Otra realización preferida se refiere al dispositivo para su uso para la mejora y/o mantenimiento del microbioma tras cirugías resectivas intestinales como las cirugías bariátricas o los síndromes de intestino corto. Otra realización preferida se refiere al dispositivo para su uso para la prevención y el tratamiento de infecciones oportunistas del tubo digestivo.

Otra realización preferida se refiere al dispositivo para su uso en el tratamiento de patologías de alteraciones de la mucosa intestinal, hiperplasias, displasias de la mucosa o lesiones malignas intestinales.

Además, aunque el dispositivo ha sido inicialmente diseñado para ser fijado durante una intervención quirúrgica, también podría colocarse mediante endoscopia digestiva alta (gastroscopia) o baja (colonoscopia).

A lo largo de la descripción y las reivindicaciones, la palabra "comprende" y sus variantes no pretenden excluir otras características técnicas, aditivos, componentes o pasos. Para los expertos en la materia, otros objetos, ventajas y características de la invención se desprenderán en parte de la descripción y en parte de la práctica de la invención. Los siguientes ejemplos y figuras se proporcionan a modo de ilustración, y no se pretende que sean limitativos de la presente invención.

BREVE DESCRIPCIÓN DE LAS FIGURAS Fig. 1 : Esquema del dispositivo de la presente invención. Se representa el alzado (imagen superior), la planta (imagen inferior) y perfil para una realización preferida del dispositivo. Las referencias indicadas son las siguientes: (1) Banda de sellado térmico, (2) Cubierta interna (polímero hidrófilo), (3) Cubierta externa (polímero hidrófobo), (4) Agente bioactivo.

Fig. 2: Detalle de fijación del dispositivo a la grapadora quirúrgica para una realización preferida del dispositivo. Izquierda: Posición de la zona de grapado y zona de corte de la cuchilla de la grapadora. Derecha: representación esquemática de una parte de la pinza (parte superior o inferior). Las referencias indicadas son las siguientes: (5) Grapadora, (6) Zona para grapas en el dispositivo, (4) Agente bioactivo. Fig. 3: Imágenes de microscopía electrónica de barrido de alta resolución (HR-FESEM) de la estructura (superficie y sección transversal) de los recubrimientos de PCL de 50 pm de espesor antes (estado inicial) y después del estudio de degradación (12 semanas) tanto en el medio hidrolítico como el intestinal.

Fig. 4: Imágenes de HFt-FESEM de la estructura (superficie y sección transversal) de recubrimientos de PLA de 50 pm de espesor (preparados en el ejemplo 1.1.) antes (estado inicial) y después del estudio de degradación (12 semanas) tanto en el medio hidrolítico como el intestinal.

Fig. 5: Imágenes HFt-FESEM de la sección transversal de recubrimientos PLA de 120, 85 y 50 pm de espesor (preparados en el ejemplo 1.1) tras la finalización del ensayo de degradación en medio hidrolítico (12 semanas).

Fig. 6: Imágenes HR-FESEM de la sección transversal de recubrimientos PCL de 120, 85 y 50 pm de espesor (preparados en el ejemplo 1.1.) tras la finalización del ensayo de degradación en medio intestinal (12 semanas).

Fig. 7: Imágenes HR-FESEM de la sección transversal de recubrimientos PLA de 120, 85 y 50 pm de espesor (preparados en el ejemplo 1.1.) tras la finalización del ensayo de degradación en medio intestinal (12 semanas).

EJEMPLOS

A continuación, se ilustra la invención mediante unos ensayos realizados por los inventores. En ellos se explica con detalle un ejemplo de la preparación del dispositivo de liberación de la invención, así como los resultados de la caracterización del material antes y después de la degradación in vitro.

Ejemplo 1 : Fabricación de un dispositivo de liberación controlada de acuerdo con la presente invención

Entre los materiales candidatos a formar la cubierta interna hidrófila, se ha elegido para este ejemplo el alginato de sodio, que se utilizará para recubrir el agente bioactivo. Para la cubierta externa se ha elegido ácido poliláctico (PLA) (peso molecular 170 kDa) para un dispositivo y policaprolactona (PCL) de bajo peso molecular (inferior a 50 KDa) para otro dispositivo.

Los solventes empleados son agua desionizada para la disolución del alginato de sodio, tetrahidrofurano (THF) para disolver la PCL y cloroformo para la disolución del PLA.

1.1. Preparación de películas poliméricas para la conformación del dispositivo

Las películas poliméricas que formarán las cubiertas interna y externa del dispositivo de liberación se preparan utilizando la técnica basada en evaporación de solvente o solvent casting.

Para la fabricación de la cubierta externa se prepararon películas a partir de los polímeros PLA y PCL, a las que posteriormente se realizó un análisis de degradación in vitro. En primer lugar, se prepararon las disoluciones de los componentes: el PLA se disolvió en cloroformo (2% p/p (porcentaje en peso)) a temperatura ambiente con agitación magnética constante durante 120 minutos. La PCL se disolvió en THF (10% p/p), también con agitación magnética constante durante 100 minutos.

La preparación de la película que forma la cubierta interna se realizó utilizando un procedimiento análogo. El polímero hidrófilo alginato de sodio (2% p/p) se disolvió siguiendo el mismo procedimiento, pero empleando como solvente agua de extrema pureza (desionizada).

Una vez obtenidas las disoluciones de cada material, se vertieron sobre placas Petri y se depositaron bajo campana de extracción de gases a temperatura ambiente hasta la completa evaporación del solvente. Se obtuvieron de esta forma las películas (o recubrimientos) que formarán las cubiertas externa e interna del dispositivo. Finalmente, se colocaron sobre desecadores en condiciones de vacío durante 48 horas para eliminar cualquier posible resto de solvente orgánico. El control del espesor de las películas se realizó en función del volumen de la disolución depositada en la placa Petri. Conociendo las densidades de los polímeros y el diámetro de las placas Petri se puede ajustar el espesor de la película polimérica resultante tras el evaporado de solvente. Se escogió un espesor para el alginato de sodio (50 pm), mientras que para PCL y PLA se prepararon películas de 3 espesores distintos: 120, 85 y 50 pm. El recubrimiento interno de alginato de sodio tiene como función contener al agente bioactivo, con lo que el grosor no es un parámetro determinante; la película con un espesor de 50 pm cumple su misión. Sin embargo, para el recubrimiento externo de naturaleza hidrófoba es muy relevante ajustar el espesor para que el dispositivo se degrade en una ventana temporal específica, según se requiera. 1.2. Estudios de degradación del recubrimiento externo

Se han realizado dos estudios de degradación utilizando distintos medios de degradación y con muestras de distintos espesores, tanto de PLA como de PCL. Los medios de degradación estudiados han sido los siguientes:

- un medio acuoso de degradación hidrolítica a pH 6 (medio hidrolítico). - un medio de degradación basado en una simulación del fluido intestinal (Gifu Anaerobic

Médium -GAM Broth-, adquirido comercialmente en Fisher Scientific).

Con estos estudios se pretende realizar el ajuste del espesor para que la degradación del recubrimiento externo suceda acorde a lo necesario en el caso de implantarlo en cirugías de resección intestinal en pacientes con enfermedades inflamatorias intestinales (tiempo de degradación: entre 1 y 3 meses).

El fundamento y el procedimiento utilizados en los estudios de degradación son idénticos entre sí, ya sea empleando medio hidrolítico o intestinal. Para ello se han introducido muestras circulares de 5 milímetros de diámetro para cada material y espesor en viales de vidrio cerrados a los que se ha añadido el medio de degradación.

Posteriormente, los viales cerrados se han introducido en un baño de agua con agitación en vaivén, a una temperatura constante de 37 ^e C y una velocidad de agitación de 20 Hz. Se han establecido diferentes tiempos de extracción de muestras para analizar la degradación: 1 , 2, 4, 6, 8 y 12 semanas, periodo acotado entre 1 y 3 meses. Se ha obtenido el espesor y peso inicial de las muestras, parámetros que serán controlados durante el experimento de degradación. Como método de análisis estructural se ha utilizado un microscopio electrónico de barrido de alta resolución (HR-FESEM). El estudio de degradación se ha realizado utilizando tres réplicas por condición.

El primer estudio de degradación realizado ha consistido en la degradación hidrolítica en un ambiente ligeramente ácido con el fin de simular las condiciones intestinales del colon (medio hidrolítico). Para ello se ha ajustado el pH de agua MiliQ a 6,0. Cada una de las muestras se ha colocado en un vial de vidrio con 2,5 mL de medio de degradación. Para prevenir la contaminación de las muestras por crecimiento de microorganismos durante el ensayo se ha añadido acida de sodio al medio de degradación a una concentración de 0,2 mg/mL.

El segundo estudio de degradación (medio de simulación de fluido intestinal) ha consistido en la preparación de un fluido intestinal simulado con el fin de recrear al máximo el ambiente intestinal in vivo y con ello las condiciones de degradación. De nuevo, cada una de las muestras se ha colocado en un vial de vidrio con 2,5 mL de medio de degradación, y para prevenir la contaminación de las muestras por crecimiento de microorganismos durante el ensayo, se ha añadido acida de sodio al medio de degradación a una concentración de 0,2 mg/mL.

1.2.1. Variación de masa y espesor en el estudio de degradación en medio hidrolítico

Respecto a la variación del espesor y masa tras el ensayo de degradación hidrolítica, los resultados indican que el espesor permanece prácticamente constante para todas las muestras y en todos los tiempos, sin apreciar diferencias significativas entre los estados iniciales y los finales (12 semanas). En cuanto a la variación de masa, si bien en los recubrimientos de PCL no se observan diferencias significativas, los recubrimientos de PLA muestran una pérdida de masa en relación directa al tiempo de degradación, tal como se observa en la Tabla 1 .

ESPESOR INICIAL VARIACIÓN MASA

120 pm -8,6 ± 5,0 % O

85 pm -12,2 ± 4,1 % ( ^* )

50 pm -15,5 ± 2,4 % O

Tabla 1 : Valores medios y desviaciones típicas de los porcentajes de variación de masa con respecto a los valores iniciales de las muestras de PLA tras 12 semanas de degradación hidrolítica a pH 6. ( ^* , p<0,05) diferencia significativa con respecto a los valores iniciales de masa para cada condición.

1.2.2. Análisis de la microestructura de los materiales

De forma complementaria a los análisis de variaciones en la masa y el espesor de los materiales tras el estudio de degradación, se ha realizado un estudio de la morfología de las muestras a escala microscópica mediante HR-FESEM. Se han analizado las posibles diferencias estructurales entre los materiales antes y después de los estudios de degradación, con el objetivo de encontrar signos de degradación tales como la aparición de poros y/o grietas en la estructura de las superficies y las secciones transversales.

A continuación, se describen los resultados de análisis estructural en los estudios de degradación, tanto en medio hidrolítico como medio intestinal.

Medio hidrolítico (pH 6)

Como se observa en la Figura 3, en las películas de PCL no se aprecian diferencias importantes entre los estados final e inicial del estudio. Este resultado guarda relación con el hecho de que ni el espesor ni la masa de este material hayan variado de forma significativa tras las 12 semanas de estudio (Figura 3).

Los recubrimientos de PLA, sin embargo, sí que muestran una disminución significativa en la masa, aunque el espesor permanece prácticamente constante. Las imágenes HFt- FESEM (Figuras 4 y 5) indican la presencia de poros y grietas en las muestras (para los 3 espesores estudiados), tras 12 semanas en el medio de degradación hidrolítico, lo que indica que la degradación del recubrimiento, aunque no se observen cambios en el espesor. Las diferencias entre el estado inicial y el final tanto a nivel superficial como transversal son evidentes, especialmente en el caso de las muestras de PLA de 50 pm, donde pueden observarse poros repartidos de forma uniforme en todo el material que en algunos casos alcanzan 1 pm de diámetro. En los recubrimientos de PLA con espesores superiores (85 y 120 pm) también se han observado poros, si bien su tamaño y cantidad es menor (Figura 5). La presencia, cantidad y tamaño de los poros es mayor cuanto menor es el espesor. Esto queda reflejado en las imágenes mostradas en la Figura 5, correspondientes a las secciones transversales de los recubrimientos de PLA con espesores del 120, 85 y 50 pm.

Tras el estudio de degradación, en los recubrimientos de PLA con espesores de 50, 85 y 120 pm, se ha observado el comienzo de la degradación del material mientras que en los recubrimientos de PCL (con tiempos de degradación más largos que el PLA) sólo en el recubrimiento con espesor 50 pm se observan señales indicativas de degradación. Estos resultados indican que es posible controlar y regular el tiempo de degradación (a partir de la elección del polímero que forma la cubierta externa y el espesor del recubrimiento) para obtener la liberación del agente bioactivo dentro del rango requerido por las distintas aplicaciones del dispositivo. Medio de simulación del fluido intestinal

Para el estudio de degradación en medio de simulación del fluido intestinal se ha realizado el mismo procedimiento que en el estudio de degradación en medio hidrolítico. En este caso, no se ha observado una pérdida de masa y/o espesor significativo debido a la presencia de restos de medio de cultivo sobre la superficie del recubrimiento, si bien el análisis estructural de los materiales con HR-FESEM indica de forma inequívoca que los materiales se han degradado. En el caso de los recubrimientos de PCL, tanto en las muestras de 50 pm como las de 85 y 120 pm (Figuras 3 y 6), la degradación es evidente en la sección transversal, mientras no se observan cambios sustanciales en la superficie del material. En los recubrimientos de PLA, la degradación es visible en todos los espesores, tanto en la superficie como en la sección transversal (Figuras 3 y 7).

El estudio realizado indica que ambos materiales han sufrido degradación tras 12 semanas en medio intestinal. Comparando los resultados obtenidos con los correspondientes a la degradación en medio hidrolítico, se observa que la velocidad de degradación es mayor en el medio de simulación de fluido intestinal que en el hidrolítico, observándose cambios en los dos materiales, mientras que la degradación hidrolítica solo afecta a la estructura del PLA. De nuevo, la degradación es mayor en los recubrimientos de menor espesor, indicando que mediante un control del espesor es posible ajustar el perfil de degradación a los tiempos deseados en una aplicación específica.

Con los resultados obtenidos en estos estudios se confirma que es posible controlar el perfil de degradación de los materiales poliméricos que conformarían la recubierta externa del dispositivo de liberación. Mediante variaciones en el tipo de material, y espesor del mismo es posible ajustar el perfil degradativo a una ventana temporal específica. En el caso de la aplicación descrita en el Ejemplo 1 , donde el tiempo de degradación es de 1 a 3 meses, parece que los materiales candidatos (PCL y PLA) muestran signos evidentes de degradación tras 3 meses en un medio intestinal simulado, mientras que en un medio hidrolítico solo el recubrimiento de PLA comienza su degradación.

1.2.3. Procedimiento de montaje del dispositivo de la invención

Se incluye el procedimiento de montaje de un prototipo con las siguientes dimensiones externas: 6 cm de largo, 3,2 cm de ancho y 0,2 cm de espesor. Se indican las distintas etapas correspondientes al recubrimiento del agente bioactivo en la cubierta interna, el montaje de la cubierta externa y su sellado.

Para recubrir el agente bioactivo (carga bacteriana) se ha preparado una película del polímero hidrófilo alginato de sodio de 50 pm de espesor (siguiendo el procedimiento indicado anteriormente en punto 1.1.) y se han obtenido dos rectángulos de dimensiones 5 cm de largo y 2 cm de ancho (cada rectángulo formará una cubierta interna, luego, en esta realización particular, el dispositivo contendrá dos cubiertas internas, cada una de ellas recubriendo agente bioactivo). Cada rectángulo se ha utilizado para recubrir completamente el agente bioactivo, mediante la formación de una bolsita sellada en todos sus lados. El sellado se ha realizado impregnando las partes a unir mediante una disolución acuosa del propio polímero, de modo que ambas partes quedarán selladas tras la evaporación del solvente a 40 ^e C durante 2h. Las dos cubiertas cargadas con el agente bioactivo serán recubiertas por la cubierta externa, tal como muestra la Fig. 1 . En este ejemplo, se ha depositado un volumen de 0,4 cm ³ de carga bioactiva.

La cubierta externa se ha preparado a partir de dos películas de polímero hidrófobo (en este ejemplo PLA con un espesor de 50 pm) preparadas de acuerdo con el procedimiento indicado previamente en el punto 1.1. y se han obtenido dos rectángulos de dimensiones 6,0 cm de largo y 3,2 cm de ancho. Se ha dispuesto una de películas de polímero hidrófobo en posición horizontal y se han colocado las dos cubiertas internas que contienen el agente bioactivo sobre ella (en la posición indicada en la Fig. 1). Posteriormente se ha colocado la segunda película de polímero hidrófobo sobre el conjunto anterior, formando una estructura tipo ‘sándwich’. Finalmente se ha procedido a sellar ambas películas de polímero hidrófobo de acuerdo con la posición de las bandas de sellado indicadas en la Fig. 1 mediante termosellado, con una banda de sellado de 2 mm de ancho. El dispositivo final presenta unas dimensiones de 6,0 cm de largo, 3,2 cm de largo y un espesor de 0,2 cm. Estas dimensiones permiten acoplarlo sobre una de las pinzas de una grapadora lineal (Figura 2) (utilizada en cirugía de resección intestinal), de forma que quedará anclado al intestino durante la intervención quirúrgica.