In der chemischen Synthese werden Nitrile unter anderen als hydrophiles und leicht flüchtiges Lösungsmittel eingesetzt, wie zum Beispiel Acetonitril, Propionitril und Benzylcyanid als Ausgangsmaterial für Benzylharze. Acrylonitril und Adiponitril werden in großen Mengen zur Herstellung von Polymeren wie Latex und Nylon verwendet. Auch als Schutzgruppe in der chemischen Synthese wird Blausäure häufig verwendet und fällt daher als Abfallstoff an.

Das Nitril der Propionsäure wird unter anderem technisch durch die Alkylierung von Cyaniden (Kolbesynthese) oder die Dehydrati- sierung von Propionamid hergestellt.

In der Natur werden Nitrilverbindungen zumeist durch Mikro- organismen abgebaut. Die Umsetzung von Nitrilverbindungen durch lebende mikrobielle Zellen erfolgt auf zwei unterschiedlichen Wegen.

Eine Nitrilase (E. C. 3.5.5.1) kann die Umsetzung von Nitrilen zur Säure ohne die Freisetzung des Zwischenproduktes Amid direkt in einem Einschrittverfahren katalysieren.

Ein Nitrilhydratase-Amidase-System ist dagegen eine Zweienzym- reaktion, bei der die Nitrilhydratase (E. C. 4.2.1.84) das Nitril zum Carbonsäureamid verseift. Dieser Schritt ist eine Addition von Wasser, weshalb die Nitrilhydratasen nicht unter die Hydro- lasen, sondern unter die Lyasen eingegliedert werden.

Das Carbonsäureamid wird dann durch eine Amidase (E. C. 3.5.1.4) in einem zweiten Schritt in die korrespondierende Säure und Ammonium umgewandelt. Die unterschiedlichen Reaktionswege sind in folgender Abbildung dargestellt.

Nitrilhydratase o Amidase O CN ¢ NH2 ¢'OH +NH4 Nitrilase Nitrilhydrataseaktivitäten sind in der Familie der Actino- myceten weit verbreitet, auch gewisse niedere Pilze können solche Verbindungen verwerten. Besonders die Gattung Rhodococcus, mycelartig wachsende Bodenbakterien, können mit Nitrilen als alleiniger Kohlenstoff-und Stickstoffquelle wachsen. Aber auch Vertreter der Gattung Corynebacterium, Brevibacterium und Agro- bacterium besitzen Nitrilhydratasen zur Verstoffwechslung von natürlich auftretenden Polymeren mit Nitrilgruppen. Auch unter den Vertretern der Gattung Pseudomonas sind Stämme mit nitril- hydrolysierenden Eigenschaften bekannt.

US 4,421,855 beschreibt ein Verfahren zur Herstellung von Acryl- amid, ausgehend von Acrylnitril, bei dem ein immobilisierter Mikroorganismus mit Nitrilhydrataseaktivität eingesetzt wird. Bei diesem Verfahren wird der Mikroorganismus in einem Polyacryl- amidgel immobilisiert.

EP 0 252 564 B1 beansprucht ein Rhodococcus Sp. NCIB 122 18 sowie ein Verfahren zur Herstellung von 2,6-Difluorbenzamid unter Ein- satz des Bakteriums der Gattung Rhodococcus.

WO 95/04828 beschreibt Enzyme mit einer Nitrilhydrataseaktivität sowie Mikroorganismen, die diese Enzyme überexprimieren.

EP 0 204 555 Bl beschreibt ein Verfahren, bei dem ein Nitril mit einem Mikroorganismus (Rhodococcus Sp. AK-32, Rhodococcus Sp.

AK-33) zum entsprechenden Amid umgesetzt wird.

EP 133 927 A1 beschreibt die Umsetzung von Nitrilen zu den korrespondierenden Amiden durch geeignete Mikroorganismen. Die Aktivität dieser Mikroorganismen ist lichtinduzierbar. Beispiele für geeignete Mikroorganismen sind grampositive Bakterien der Gattung Coryne-Bakterium, Nocardia, Bacillus, Bakteridium, Mikro- coccus und Brevi-Bakterium.

DE 25 56 701.5 (US 4,001,081) beschreibt ein Verfahren zur Her- stellung von Amiden durch Hydrolyse der entsprechenden Nitrile, bei dem man Bakterien aus den Arten Bacillus, Bakteridium, Mikro- coccus und Brevi-Bakterium einsetzt.

US 5,030,571 beansprucht den Stamm Rhodococcus erythropolis NCIB 122 73 sowie seinen Arylacylamidase-produzierenden Mutanten.

EP 0 326 482 B1 beschreibt ein Verfahren zur Herstellung von S (+)-Enantiomeren von 2-Arylalkansäuren, bei dem die ent- sprechenden Amide durch Mikroorganismen oder Enzyme, die aus Mikroorganismen gewonnen werden, umgesetzt werden. Die Mikro- organismen, deren Amidaseaktivität man sich hierbei zu Nutze macht, sind ausgewählt unter den Brevi-Bakterien und Coryne- Bakterien.

EP 0 344 044 B1 beschreibt ein Verfahren zur Herstellung von R (+) Enantiomeren der 2-Aryloxy-oder 2-Arylthioalkansäuren ausgehend von den entsprechenden Amiden durch Umsetzung mit Corynebakterium oder Brevibakterium.

US 4,629,700 beschreibt ein Verfahren, bei dem aromatische Poly- nitrile von Mikroorganismen mit Nitrilaseaktivität (Rhodococcen) umgesetzt werden.

EP 0 348 901 B1 beschreibt ein Verfahren zur Herstellung von optisch aktiven a-substituierten organischen Säuren. Bei diesem Verfahren wird ein racemisches a-substituiertes Nitril oder Amid mit einem Mikroorganismus aus der Gattung Alcaligenes, Pseudo- monas, Rodopseudomonas, Corynebakterium sp., Acinetobacter, Bacillus, Microbakterium, Rhodococcus und Candida umgesetzt. Des weiteren wird eine Nitrilase aus Acinetobacter sp. Stamm AK 226 beansprucht, die ein racemisches a-substituiertes Nitril in eine optisch aktive a-substituierte organische Säure überführen kann.

DE 24 44 849 C2 beschreibt ein Verfahren zur Herstellung organischer Säuren durch Hydrolyse der entsprechenden Nitrile.

Bei diesem Verfahren werden definierte Bakterienstämme (gram- positiv) eingesetzt.

DE 43 13 649 Cl beschreibt einen Mikroorganismus Rhodococcus erythropolis DSM 7529 sowie ein Verfahren zur mikrobiellen Her- stellung eines Nitrilhydratase-/Amidase-Enzymkomplexes für den Abbau organischer Nitrile. Der beanspruchte Mikroorganismus über- führt die Nitrilgruppen tragenden organischen Zwischenprodukte in die entsprechenden Amide bzw. Carbonsäurederivate. Dazu benötigt

der Mikroorganismus als Induktoren Nitrile, Lactame oder Ionen von Nebengruppenelementen.

EP 0 350 912 A2 beansprucht ein Verfahren zur Herstellung optisch aktiver 2-substituierter Carbonsäuren. Dazu wird das racemische 2-substituierte Nitril mit Mikroorganismen umgesetzt, die in der Lage sind, die Nitrilgruppe zur Carbonsäuregruppe umzusetzen.

Unter den erwähnten Mikroorganismen befindet sich auch ein Rhodococcus erythropolis (IFO 123 20).

EP 0 330 529 B1 beansprucht ein Verfahren zur Herstellung von S-Enantiomeren der 2-Arylpropionsäuren, bei dem ein Mikro- organismus aus der Gattung der Brevibakterien und Corynebakterien eingesetzt werden.

EP 0 444 640 B1 beansprucht ein Verfahren zur Erzeugung einer erhöhten Menge an Nitrilaseaktivität aus einem Mikrobenstamm von Rhodococcus. Hierbei werden Lactamverbindungen als Induktoren für die Nitrilaseaktivität eingesetzt.

Nachteilig an den aus dem Stand der Technik bekannten Verfahren ist, daß sie nur bedingt für den großtechnischen Einsatz geeignet sind. Problematisch ist hierbei vor allem, daß eine Kultivierung mit hoher Zellkonzentration im Bioreaktor nur eingeschränkt mög- lich ist, des weiteren führt eine vergleichsweise geringe Edukt- konzentration aufgrund von Inhibitionseffekten zum Abbruch der Reaktion. Die bekannten Verfahren sind weiterhin durch besondere Anforderungen an Kultivierungsbedingungen, niedrige Aktivität und geringe Spezifität der eingesetzten Mikroorganismen gekennzeich- net. Hierbei sind insbesondere die Labilität der bekannten Mikro- organismen gegenüber Temperatur-und pH-Wert-Schwankungen nach- teilig. Desweiteren sind die bekannten Mikroorganismen schlecht oder gar nicht wiederverwertbar.

Die Aufgabe der vorliegenden Erfindung hat darin bestanden, ein Verfahren zur enzymatischen Umsetzung von Nitrilen und/oder Amiden zu den entsprechenden Amiden und/oder Carbonsäuren bereit- zustellen. Hierbei war insbesondere der Einsatz des Verfahrens in großtechnischem Maßstab von Interesse. Dazu sollten die im Verfahren eingesetzten Mikroorganismen insbesondere eine Kulti- vierung in hoher Zellkonzentration sowie eine Tolerierung mög- lichst hoher Eduktkonzentration aufweisen. Eine hohe Aktivität sowie Spezifität der eingesetzten Mikroorganismen war ebenso wünschenswert wie der Einsatz der Mikroorganismen als Ganzes als auch in Form eines aus ihnen isolierten Enzymkomplexes.

Von besonderem Interesse war die selektive Umsetzung von Oligo- oder Polynitrilen zu entsprechenden Monoamiden bzw. zu Mono- carbonsäuren. Wünschenswert war weiterhin eine gezielte Steuerung der Umsetzung durch einfache verfahrenstechnische Parameter, eine einfache Abtrennung der Mikroorganismen aus dem Reaktionssystem, hohe Stabilität der Mikroorganismen bei Lagerung sowie die Wiederverwendbarkeit nach Reaktionsende. Das Verfahren sollte weiterhin möglichst sowohl als kontinuierliches, als batch-Ver- fahren wie auch als fed-batch-Verfahren einsetzbar sein.

Es wurde gefunden, daß diese komplexen Aufgaben gelöst werden durch ein Verfahren bei dem man Mikroorganismen und/oder aus ih- nen isolierte Nitrilhydratase-Amidase-Komplexe einsetzt, wobei die Mikroorganismen ausgewählt sind aus der Gruppe, die gebildet wird von Rhodococcus erythropolis DSM 13002, Rhodococcus erythro- polis DSM 13475 und Rhodococcus erythropolis DSM 13476.

Es wurde gefunden, daß die erfindungsgemäßen Mikroorganismen sowie die aus ihnen isolierten Nitrilhydratase-Amidase-Komplexe in der Lage sind Verbindungen mit mindestens einer Nitrilfunktion und/oder mindestens einer Amidfunktion mit hoher Spezifität zu den entsprechenden Amiden und/oder Carbonsäuren umzusetzen. Ein Gegenstand der vorliegenden Erfindung betrifft daher ein Ver- fahren zur enzymatischen Umsetzung von Verbindungen mit min- destens einer Nitrilfunktion und/oder mindestens einer Amidfunk- tion mit mindestens einem Mikroorganismus und/oder mindestens einem aus diesem Mikroorganismus isolierten Nitrilhydratase- Amidase-Komplex, wobei der Mikroorganismus ausgewählt ist aus der Gruppe, die gebildet wird von Rhodococcus erythropolis DSM 13002, Rhodococcus erythropolis DSM 13475 und Rhodococcus erythropolis DSM 13476.

Die so erhaltenen Verbindungen tragen anstelle der Nitrilfunktion dann eine Amidfunktion bzw. eine Carbonsäurefunktion.

Besonders vorteilhaft am erfindungsgemäßen Verfahren ist, daß man die Verbindungen mit mindestens einer Nitrilfunktion sowohl zu Verbindungen mit der entsprechenden Amidfunktion als auch zu Verbindungen mit der entsprechenden Carbonsäurefunktion umsetzen kann und dies in Abhängigkeit der Reaktionsbedingungen gezielt steuern kann.

Verfahrensdurchführung Das erfindungsgemäße Verfahren kann in einer Vielzahl von Varianten durchgeführt werden : Üblicherweise liegt das Substrat (Nitril und/oder Amid) in Reinform oder in Lösung vor und wird mit dem Mikroorganismus und/oder Nitrilhydratase-Amidase-Komplex des Mikroorganismus in Kontakt gebracht. Liegt das Substrat in Lösung vor, handelt es sich bevorzugt um eine wässerige Lösung.

Das Substrat kann, falls erforderlich mittels eines Lösungsver- mittlers in Lösung gebracht werden. Das Substrat kann, falls er- forderlich in einem aprotischen Lösungsmittel gelöst werden.

Beispielsweise seien Dimethylformamid und Dimethylsulfoxid ge- nannt. Dabei kann das Substrat dem Anzuchtmedium in der Wachstum- sphase der Mikroorganismen zugesetzt werden, es dient dann als weitere Kohlenstoff-und/oder Stickstoffquelle. Möglich ist ebenso die Anzucht der Mikroorganismen ohne Substratzusatz und Zugabe des Substrates nach Erreichen der stationären Wachstums- phase der Mikroorganismen. Weiterhin möglich ist die Anzucht der Mikroorganismen (mit oder ohne Substrat), Abtrennung vom Kultur- medium beispielsweise durch Filtration, Zentrifugation, Resuspen- sion in einem geeigneten Medium und Zugabe des Substrates. Ebenso können die Mikroorganismen zur Isolierung des Nitrilhydratase- Amidase-Komplexes mit oder ohne Substratzusatz gezüchtet werden, nach Isolierung des Nitrilhydratase-Amidase-Komplexes erfolgt dann die Inkubation mit dem Substrat wie oben beschrieben er- folgen.

Die Wahl der Zugabeform des Substrates (in Reinform oder in Lösung) richet sich nach der Löslichkeit des Substrates. Bevor- zugt wird das Substrat in Reinform zugegeben, da so eine uner- wünschte Verdünnung des Reaktionsansatzes vermieden wird.

Bei einer kontinuierlichen Zudosage des Substrates hat es sich als vorteilhaft erwiesen im Reaktionsansatz die Konzentration an Substrat einzustellen, die im Aktivitätsmaximum des Enzymsystems liegt. Für Propionitril liegt diese Konzentration zwischen 100 und 300 mM.

Für die enzymatische Umsetzung werden die Mikroorganismen in Form ganzer Zellen üblicherweise entsprechend einer Biotrockenmasse- konzentration von 0,2 bis 50 g/l, insbesondere 1 bis 10 g/l eingesetzt. Zur Isolierung der Nitrilhydratase-Amidase Komplexe werden üblicherweise 20 bis 100, insbesondere 30 bis 80 g/l Bio- trockenmasse eingesetzt. Die Biotrockenmasse wird durch Wiegen von 10 ml Zellsuspension nach Trocknen bei 100°C für 4 h bestimmt.

Sowohl die Mikroorganismen als auch die aus ihnen isolierten Ni- trilhydratase-Amidase-Komplexe können auch in Form von Lyophili-

saten eingesetzt werden. Insbesondere führt die Lyophilisation zu einer Verbesserung der Lagerstabilität. Die Mikroorganismen bzw. die daraus isolierten Nitrilhydratase-Amidase-Komplexe werden üblicherweise in einem geeigneten Reaktionspuffer resuspendiert.

Als Reaktionspuffer eignen sich wässerige Salzlösungen bzw. Puf- fersysteme. Beispiele für geeignete Reaktionspuffer sind wässe- rige Hydrogenphosphat-, Dihydrogenphosphat-Lösungen und/oder Tris-Puffer Systeme, die üblicherweise eine pH-Wert von 6,5 bis 10,5, insbesondere von 7 bis 8, insbesondere von 7,2 aufweisen.

Die Umsetzung kann bei einer Temperatur von 10 bis 40°C, insbeson- dere von 15 bis 40°C, bevorzugt von 20 bis 38°C durchgeführt wer- den. Der Verlauf der Umsetzung kann durch Nachweis der Substrate und/oder Produkte im Reaktionsansatz, beispielsweise durch chro- matographische Methoden (z. B. HPLC) verfolgt werden. Die Isolie- rung der Produkte aus dem Reaktionsansatz kann durch übliche Auf- reinigungstechniken, wie beispielsweise Trocknung, Zentrifuga- tion, Membranseparation, Vakuumkonzentration oder Kristallisation erfolgen. Einer Aufreinigung der Produkte kann gegebenenfalls eine Aktivkohlebehandlung und/oder eine Ionenaustauschchromato- graphie vorangestellt werden.

Die im erfindungsgemäßen Verfahren hergestellten Produkte lassen sich vorteilhaft aus der wäßrigen Reaktionslösung über Extraktion oder Kristallisation oder über Extraktion und Kristallisation gewinnen. Hierzu wird die wäßrige Reaktionslösung mit einer Säure wie einer Mineralsäure (z. B. HC1 oder H2SO4) oder einer organischen Säure angesäuert vorteilhaft auf pH-Werte unter 2 und anschließend mit einem organischen Lösungsmittel extrahiert. Die Extraktion kann zur Erhöhung der Ausbeute mehrfach wiederholt werden. Als organische Lösungsmittel können prinzipiell alle Lösungsmittel verwendet werden, die mit Wasser gegebenenfalls nach Zugabe von Salzen eine Phasengrenze zeigen. Vorteilhafte Lösungsmittel sind Lösungsmittel wie Toluol, Benzol, Hexan, Methyltertiärbutylether oder Essigester.

Nach Einengen der organischen Phase können die Produkte in der Regel in guten chemischen Reinheiten, das heißt größer 90 % chemische Reinheit, gewonnen werden. Nach Extraktion kann die organische Phase mit dem Produkt aber auch nur zum Teil eingeengt werden und das Produkt auskristallisiert werden.

Dazu wird die Lösung vorteilhaft auf eine Temperatur von 0 bis 10°C abgekühlt. Die Kristallisation kann auch direkt aus der organischen Lösung erfolgen. Das auskristallisierte Produkt kann nochmals im gleichen oder in einem anderen Lösungsmittel zur erneuten Kristallisation aufgenommen werden und nochmals kristal- lisiert werden. Durch die anschließende mindestens einmalige Kri-

stallisation kann die Enantiomerenreinheit des Produktes je nach Lage des Eutektikum weiter gesteigert werden.

Die Produkte können jedoch auch direkt nach Ansäuern mit einer Säure auf einen pH-Wert vorteilhaft unter 2 aus der wäßrigen Reaktionslösung auskristallisiert werden. Vorteilhaft wird dazu die wäßrige Lösung unter Erwärmen eingeengt und in ihrem Volumen um 10 bis 90 %, bevorzugt 20 bis 80 %, besonders bevorzugt 30 bis 70 % reduziert. Vorzugsweise wird die Kristallisation unter Kühlung durchgeführt. Temperaturen zwischen 0 bis 10°C sind für die Kristallisation bevorzugt. Aus kostengründen ist die direkte Kristallisation aus der wäßrigen Lösung bevorzugt. Ebenfalls be- vorzugt wird eine Aufarbeitung der Produkte über ein Extraktion und gegebenenfalls anschließender Kristallisation.

Bei diesen bevorzugten Aufarbeitungsarten läßt sich das Produkt des erfindungsgemäßen Verfahrens in Ausbeuten von 60 bis 100 %, bevorzugt von 80 bis 100 %, besonders bevorzugt von 90 bis % bezogen auf das für die Reaktion eingesetzte Substrat isolieren.

Das isoliert Produkt zeichnet sich durch eine hohe chemische Reinheit von > 90 %, bevorzugt > 95 %, besonders bevorzugt von > 98 % aus.

Die so gewonnenen Produkte eignen sich als Ausgangsmaterial für organischen Synthesen zur Herstellung von Pharmaka oder Agrochemikalien oder zur Racematspaltung.

Die vorliegende Erfindung umfaßt die Erkenntnis, daß die enzymatische Aktivität der Mikroorganismen und/oder der aus ihnen isolierten Nitrilhydratase-Amidase-Komplexe gezielt, je nach Wahl der Kultivierungsbedingungen und der Verfahrenspara- meter, insbesondere des pH-Wertes und der Reaktionstemperatur, gesteuert werden kann. Der Fachmann wählt in Abhängigkeit der gewünschten enzymatischen Umsetzung die Kultivierungsbedingungen, den Reaktionspuffer sowie die Reaktionsbedingungen. Von beson- derer Bedeutung ist hierbei die Wahl des pH-Wertes des Reaktions- puffers : wird als Substrat eine Verbindung mit einer Nitril- funktion eingesetzt und ist die Umsetzung zum Amid (Nitril- hydratase Reaktion) gewünscht, haben sich folgenden Verfahrens- parameter als vorteilhaft erwiesen : pH 8 bis 10,5, insbesondere pH 9 bis 10. Wird als Substrat, eine Verbindung mit einer Nitril- funktion, eingesetzt und die Umsetzung zur organischen Säure ge- wünscht (Nitrilhydratase-Amidase Reaktion), haben sich folgenden Verfahrensparameter als vorteilhaft erwiesen : pH 6 bis 10,5, ins- besondere 7 bis 9. Wird als Substrat eine Verbindung mit einer

Amidfunktion eingesetzt (Amidase Reaktion) sind folgenden Verfah- rensparameter vorteilhaft pH 6 bis 9, insbesondere pH 7 bis 8.

Wird als Substrat eine Verbindung mit Nitril-und Amidfunktion eingesetzt und ist die selektive Umsetzung der Nitril bzw. der Amidfunktion erwünscht (entweder Nitrilhydratase-oder Amidase- Reaktion), kann dies der Fachmann durch gezielte Auswahl des pH-Wertes und der Temperatur wählen. Die vorliegende Erfindung schließt die Erkenntnis ein, daß das erfindungsgemäße Verfahren zum einen zum gezielten Abbau von Nitrilen und/oder Amiden wie auch zur Synthese von Amiden und/oder Carbonsäuren eingesetzt werden kann.

Verbindungen mit mindestens einer Nitrilfunktion Verbindungen, die mindestens eine Nitrilfunktion (R-CN) tragen und die mit den erfindungsgemäßen Mikroorganismen und/oder den daraus isolierten Nitrilhydratase-Amidase-Komplexen umgesetzt werden können sind beispielsweise gesättigte aliphatische Ni- trile, wie Acetonitril, Propionitril, Bernsteinsäurenitril, Adi- pinsäurenitril, ethylenisch ungesättigte aliphatische Nitrile, wie Acrylnitril und Methacrylonitril, aromatische Nitrilen wie Benzonitril und Phthalsäurenitril und heterocyclische Nitrile, wie Nicotinsäurenitril. Weiterhin geeignet sind Dinitrile, wie beispielsweise Phthalsäuredinitril, Bernsteinsäuredinitril, Adipinsäuredinitril sowie Polynitrile, wie z. B. Tricyanohexan.

Besonders bevorzugt ist Propionitril. Die Nitrile können in einer Konzentration von 0,5 bis 200 g/l, besonders von 2 bis 150 g/l, insbesondere von 5,0 bis 60 g/l, eingesetzt werden. Prinzipiell geeignet sind Verbindungen mit einer unbegrenzten Anzahl an Ni- trilfunktionen. Besonders geeignet sind Verbindungen mit 5 oder weniger Nitrilfunktionen. Besonders bevorzugt werden Verbindungen mit einer und/oder zwei Nitrilfunktionen eingesetzt.

Verbindungen mit mindestens einer Amidfunktion Verbindungen, die mindestens eine Amidfunktion tragen und die mit den erfindungsgemäßen Mikroorganismen und/oder den daraus isolierten Nitrilhydratase-Amidase-Komplexen umgesetzt werden können sind beispielsweise gesättigte aliphatische Amide, ethylenisch ungesättigte aliphatische Amide, aromatische Amide und heterocyclische Amide. Beispielsweise seien genannt : Propion- amid, Acetoamid, Succinoamid, Adipoamid, Acrylamid, Methacryla- mid, Benzamid, Phthalsäureamid, Nicotinamid. Geeignete Diamide sind beispielsweise Phthalsäurediamid, Bernsteinsäurediamid und Adipinsäurediamid. Besonders geeignet sind Propioamid, Acetoamid und/oder Acrylamid. Die Amide können in einer Konzentration von

0,5 bis 500 g/l, insbesondere von 5,0 bis 60 g/l, besonders bevorzugt von 7 bis 25 g/l eingesetzt werden. Prinzipiell geeig- net sind Verbindungen mit einer unbegrenzten Anzahl an Amidfunk- tionen. Besonders geeignet sind Verbindungen mit 5 oder weniger Amidfunktionen. Besonders bevorzugt sind Verbindungen mit einer und/oder zwei Amidfunktionen.

Weiterhin eignen sich als Substrate Verbindungen, die sowohl min- destens eine Nitril-als auch eine Amidfunktion tragen.

In einer weiteren Ausführungsform des Verfahrens können die Mikroorganismen und/oder die daraus isolierten Nitril- hydratase-Amidase Komplexe immobilisiert werden. Überraschender weise wurde gefunden, daß durch die Immobilisierung nicht nur eine einfache Abtrennung aus der Reaktionslösung und eine Wieder- verwendbarkeit der Mikroorganismen und/oder der aus ihnen iso- lierten Nitrilhydratase-Amidase-Komplexe erzielt werden kann, sondern daß die Immobilisierung sich stabilisierend auf die Enzymaktivität, insbesondere auf die Aktivität der Amidase, aus- wirkt. Geeignet sind bekannte Methoden der Immobilisierung, wie beispielsweise die Quervernetzung mit Glutaraldehyd oder die Bin- dung an Träger. Es hat sich als vorteilhaft erwiesen, die Immobi- lisierung bei 0 bis 10°C, insbesondere bei 4°C durchzuführen. Die Bindung an einen Träger erfolgt üblicherweise durch Adsorption, Ionenbindung oder kovalente Bindung. Beispielhaft ist der Ein- schluß in ein Alginatpolymer (Immobilisierung ganzer Zellen) zu nennen oder der Einschluß in ein kovalentes Netzwerk auf Basis von Acrylamid (kovalente Bindung).

In einer bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung werden die Mikroorganismen und/oder die daraus isolierten Nitril- hydratase-Amidase-Komplexe in Form von Alginatpolymeren immobili- siert. Diese Immobilisierung eignet sich insbesondere für die Mi- kroorganismen in Form ganzer Zellen. Die Immobilisierung in Form von Alginatpolymeren erfolgt üblicherweise durch Herstellen einer Alginatlösung, die 1 : 1 (Volumenanteile) mit einer Zellsuspension gemischt wird. Es hat sich als vorteilhaft erwiesen das Verhält- nis der Konzentration der Zellsuspension zur Konzentration der Alginatlösung im Bereich von 20 : 1 bis 5 : 1, insbesondere von 15 : 1 bis 7,5 : 1 zu wählen. Besonders bevorzugt ist ein Verhältnis von 10 : 1. Das bedeutet man setzt beispielsweise eine 30 Gew.-% ige Zellsuspension zu einer 3 Gew.-% Alginatlösung zu. Werden an- stelle der Mikroorganismen die aus ihnen isolierten Nitrilhydra- tase-Amidase-Komplexe immobilisiert, wird eine entsprechend ge- ringere Konzentration eingesetzt, die sich für den Fachmann durch einfach Berechnung ergibt. Üblicherweise wird die Mischung von Zellsuspension und/oder Nitrilhydratase-Amidase-Komplex und Algi-

natlösung mittels Sprühvertropfung in die Vernetzerlösung ges- prüht. Als Vernetzer eignet sich beispielsweise eine CaCl2-Lösung.

Dabei kommt es zum Austausch von einwertigen Na+ Ionen des Algi- nats mit zweiwertigen Ca2+Ionen der Vernetzerlösung, welche dann die Alginatstränge miteinander verbinden. Man erhält Alginatpoly- mere, deren Durchmesser in Abhängigkeit von den verwendeten Sprühköpfen eingestellt werden kann. Übliche Durchmesser liegen im Bereich von 0,5 bis 2 mm, insbesondere 0,8 und 1,0 mm. Als be- sonders vorteilhaft, insbesondere für die Stabilisierung der En- zymaktivität hat sich erwiesen, die Alginatimmobilisierung so durchzuführen, daß die Alginatperlen einen Durchmesser von 0,8 bis 1,0 mm aufweisen.

In einer weiteren Ausführungsform erfolgt die Immobilisierung durch Einschluß in ein kovalentes Netzwerk auf Basis von Acryl- amid. Dabei hat es sich als vorteilhaft erwiesen die Acrylamid-, Bisacrylamid-, TEMED sowie Ammoniumpersulfatlösungen bei Raum- temperatur vor zu polymerisieren, und danach die Zellsuspension und/oder die isolierte Nitrilhydratase-Amidase-Komplexe, vorzugs- weise bei 4°C, zuzugeben. Das Verhältnis von Acrylamid zu Bis- acrylamid liegt üblicherweise im Bereich von 40 : 1 bis 2 : 1, bevorzugt bei 30 : 1 bis 5 : 1, insbesondere 10 : 1 bis 8 : 1. Die vorliegenden Erfindung schließt die Erkenntnis mit ein, daß durch eine Erniedrigung des Acrylamidanteils eine Erhöhung der Enzymaktivitäten, insbesondere der Nitrilhydrataseaktivität, erzielt werden kann.

Das erfindungsgemäße Verfahren kann sowohl kontinuierlich als auch in absatzweiser Prozeßführung (batch-Verfahren) sowie in absatzweiser Prozeßführung mit kontinuierlicher und/oder diskontinuierlicher Substratzugabe (fed-batch sowie repeated- fed-batch) durchgeführt werden. Das Verfahren insbesondere unter Einsatz von immobilisierten Mikroorganismen und/oder immobilisierten Nitrilhydratase-Amidase-Komplexen kann sowohl im Rührreaktor als auch im Festbett durchgeführt werden.

Als besonders vorteilhaft zur Erzielung einer hohen Produkt- konzentration bei gleichzeitiger Vermeidung einer Inaktivierung hat es sich erwiesen das erfindungsgemäße Verfahren in absatz- weiser Prozeßführung mit kontinuierlicher Substratzugabe durch- zuführen. Besonders bevorzugt ist hier der Einsatz von immobili- sierten Mikroorganismen und/oder immobilisierten Nitrilhydratase- Amidase-Komplexen.

Die vorliegende Erfindung schließt die Erkenntnis mit ein, daß je nach ausgewählter Prozeßführung und nach ausgewählten Prozeß- parametern die Nitrilhydratase-und/oder Amidase-Aktivität gezielt gesteuert werden kann. Die folgenden Tabellen fassen die bei verschiedenen Prozeßführungen erhaltenen Parameter für die Nitrilhydratase-bzw. Amidase-Reaktion zusammen.

Aktivität Halbwertzeit der Produkt pro Reaktions- Reaktions- Nitrilhydratase (apparent) Enzymaktivität Biomasse BTM zeit volumen [U/g BTM] [h] [mol/g BTM] [g/l] [h] [m] Proze#führung nicht absatzweise 9000 nicht bestimmt 0,77 25 bestimmt absatzweise, wiederholter nicht 5814 6,94 1,55 8 25 Einsatz (Immobilisat) bestimmt absatzweise, gepulste 9500 10,00 0,01 2,94 2 50 Substratzugebe (Immobilisat) absatzweise, Fed-batch 75 46,00 0,75 4,00 366 500 absatzweise, Fed-batch 67 nicht bestimmt 0,56 2,70 450 250 (Immobilisat kontinuierlicher Rührreaktor 650 57,00 1,69 1,07 216 100 (Immobilisat) Festbett/Rohrreaktor 92 138,00 2,33 3,00 400 20 (Immobilisat) Aktivität (apparent) = beobachtbare spezifische Reaktionsrate;<BR> Produkt pro Biomasse = Summe des entstandenen Produktes über die Reaktionszeit bezogen auf die<BR> eingesetzte Biomasse spezifische Halbwertzeit der Produkt pro Reaktions- Reaktions- Amidase Aktivität Enzymaktivität Biomase BTM zeit volumen [U/g BTM] [h] [mol/g BTM] [g/l] [h] [m] Proze#führung nicht absatzweise 300,0 nicht bestimmt 0,77 1 25 bestimmt absatzweise, wiederholter nicht nicht 283,0 1,55 8 25 Einsatz (Immobilisat) feststellbar bestimmt absatzweise, gepulste nicht 341,0 0,01 2,94 2 50 Substratzugebe (Immobilisat) feststellbar absatzweise, Fed-batch 75,0 57,00 0,75 4,00 366 500 absatzweise, Fed-batch 67,0 nicht bestimmt 0,56 2,70 450 250 (Immobilisat kontinuierlicher Rührreaktor 40,0 111,00 1,80 1,07 1311 150 (Immobilisat) Festbett/Rohrreaktor nicht 6,1 0,40 0,66 1050 25 (Immobilisat) feststellbar Aktivität (apparent) = beobachtbare spezifische Reaktionsrate;<BR> Produkt pro Biomasse = Summe des entstandenen Produktes über die Reaktionszeit bezogen auf die<BR> eingesetzte Biomasse;<BR> nicht feststellbar = keine Inaktivierng über die Reaktionszeit

Besonders bevorzugt ist die absatzweise Prozeßführung, da sie sowohl hinsichtlich der Nitrilhydratase als auch der Amidase- Aktivität die höchste spezifische Aktivität erreicht.

Insbesondere bevorzugt, u. a. hinsichtlich einer maximal möglichen Produktkonzentration, ist die absatzweise Prozeßführung mit diskontinuierlicher (= gepulster) Substratzugabe.

Zur Erreichung einer möglichst hohen Produktkonzentration, bezogen auf die eingesetzte Biomasse, hat sich der Einsatz eines kontinuierlichen Rohrreaktors als vorteilhaft erwiesen.

In einer bevorzugten Ausführungsform des Verfahrens, der Reaktion im kontinuierlichen Rührreaktor, können hohe spezifische Aktivi- täten für beide Enzyme bei zufriedenstellenden Produktmengen, bezogen auf die Biotrockenmasse, erhalten werden.

Die vorliegende Erfindung umfaßt die Erkenntnis, daß das erfindungsgemäße Verfahren auch mehrstufig durchgeführt werden kann. Hierzu eignet sich beispielsweise als erste Stufe die Durchführung im kontinuierlichen Rührreaktor mit anschließender Stufe im kontinuierlichen Festbettreaktor.

Der Fachmann kann in Kenntnis der einzelnen Parameter der Prozeß- führungen die verschiedenen Stufen je nach gewünschter Umsetzung auswählen.

Gegenstand der vorliegenden Erfindung sind weiterhin der Stamm Rhodococcus erythropolis DSM 13002, der Stamm Rhodococcus erythropolis DSM 13475 sowie der Stamm Rhodococcus erythropolis DSM 13476 sowie jeweils Mutanten mit gleichen Eigenschaften. Als Mutanten mit gleichen Eigenschaften sind solche Mikroorganismen zu verstehen, die taxonomisch Rhodococcus erythropolis zu zuord- nen sind und bei einer Umsetzung mit Propionitril mindestens % der spezifischen Aktivität der erfindungsgemäßen Stämme auf- weisen.

Diese Stämme wurden hinterlegt in der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH (DSMZ Braunschweig) unter den Nummern DSM 13002, DSM 13475 und DSM 13476.

Alle 3 Stämme weisen die folgenden chemotaxonomischen Merkmale auf -diagnostische Aminosäure des Peptidoglycan : meso-Diamino- pimelinsäure -Zucker aus Ganzzell-Hydrolysaten : Arabinose und Galaktose -Mykolsauren : Rhodococcus Mycolsäuren mit einer Kettenlänge von C32-C46 -Fettsauremuster : Unverzweigte gesättigte und ungesättigte Fettsäuren plus Tuberculostearinsäure -Menachinone : MK-8 (H2) Weiterhin sind alle 3 Stämme grampositiv, aerob und mesophil und bilden hellgelbe bis beige Kolonien.

Zusätzlich wurde für den Stamm Rhodococcus erythropolis DSM 13002 eine Komplettsequenzierung der 16S-rDNA durchgeführt, die eine > 99,5% ige Übereinstimmung mit den Sequenzen der spezifischen Regionen von Rhodococcus erythropolis ergab.

Anzuchtbedingungen Die Mikroorganismen werden üblicherweise auf Agarplatten in LB-Komplexmedium gehalten wie in Beispiel 1 beschrieben. Die Anzucht in Kulturmedium erfolgt üblicherweise in Flüssigmedium in Schüttelkolben mit Schikanen und/oder verschiedenen Rührreaktoren sowie in größeren Mengen in Biomassereaktoren. Die Flüssigmedien können als Kohlenstoff-und Stickstoffquelle ausschließlich ein Nitril oder Mischungen verschiedener Nitrile, wie beispielsweise Propionitril, Acetonitril, Isobutyronitril, Methacrylonitril, Benzonitril, Lactonitril, Tricyanhexan, Hydroxypivalaldehydcyan- hydrin enthalten, welche in einer Konzentration von 0,5 bis 10 g/l, vorzugsweise 2 bis 7 g/l, insbesondere von 4 bis 6 g/l eingesetzt werden. Bevorzugt ist die Kultivierung der Mikro- organismen in einem Kulturmedium, welches als Kohlenstoff- quelle Glucose und als Stickstoffquelle Ammoniumsulfat und/oder Ammoniumnitrat enthält. Üblicherweise wird als Kohlenstoffquelle Glucose in einer Menge von 0,5 bis 20 g/l, insbesondere 1 bis 5 g/l eingesetzt. Vorteilhafterweise wird als Kohlenstoffquelle Glucose in einer Konzentration von 2 g/l eingesetzt. Als weitere oder alternative Kohlenstoffquellen sind Succinat, Acetat und/ oder Citrat geeignet. Je nach gewünschter Aktivität (Nitrilhydra- tase und/oder Amidase) kann der Fachmann die Kultivierungsbedin- gungen wählen. Die vorliegende Erfindung umfaßt die Erkenntnis, daß durch Zusatz von Glucose insbesondere die Nitrilhydratase-Ak-

tivität erhöht werden kann, wohingegen die Amidase-Aktivität durch Kultivierung in glucosefreiem Medium erhöht werden kann.

In einer Ausführungsform der Erfindung können die Nitrilhydratase und die Amidase-Aktivität selektiv durch die Wahl der Glucose- konzentration im Medium gesteuert werden.

Als Stickstoffquelle wird üblicherweise Ammoniumsulfat in einer Menge von 0,5 bis 10 g/l insbesondere 1 bis 5 g/l eingesetzt. Die vorliegende Erfindung umfaßt die Erkenntnis, daß der Zusatz von Ammonium, insbesondere in Form von Ammoniumsulfat die Aktivität des Nitrilhydratase-Amidase-Komplexes deutlich erhöht, ins- besondere die Aktivität der Amidase wird erhöht. In einer Aus- führungsform kann das Kulturmedium ein Nitril als Kohlenstoff- und Stickstoffquelle sowie zusätzlich eine weitere Kohlenstoff und eine weitere Stickstoffquelle enthalten. Das Kulturmedium enthält üblicherweise eine organische Nährstoff quelle, wie Hefe- extrakt, Malzextrakt, Pepton und/oder Fleischextrakt. Zu diesem Medium kann eine anorganische Nährstoff quelle, die beispielsweise Phosphate, Natrium, Kalium, Eisen, Magnesium, Mangan und/oder Zink enthält, gegeben werden. Gegebenenfalls kann dem Medium eine Vitaminlösung zugesetzt werden. Die vorliegende Erfindung umfaßt weiterhin die Erkenntnis, daß der Zusatz von Eisen, insbesondere in Form von Eisen (III) sulfat zu einer Aktivitätssteigerung der Nitrilhydratase-Aktivität führt, wohingegen bei Kultivierung in Abwesenheit von Eisen die Amidase-Reaktion vollständig unter- drückt werden kann. Die in Beispiel 2 als Medium 1 und Medium 2 bezeichneten Flüssigmedien stellen für die Anzucht geeignete Flüssigmedien dar. Zur Erzielung einer hohen Nitrilhydratase- Amidase-Aktivität, hat es sich als vorteilhaft erwiesen, die Mikroorganismen in Medium 2 anzuzüchten.

Der pH-Wert des Kulturmediums liegt in der Regel zwischen pH 5 bis pH 9, insbesondere zwischen pH 6 bis pH 8. Die Anzucht- temperatur liegt üblicherweise zwischen 10 und 40°C, insbesondere zwischen 20 und 35°C, bevorzugt zwischen 27 und 32°C. Standard- bedingungen zur Anzucht sind pH 7,2 und 30°C. Vorteilhafterweise wird mittels Rührer oder Sauerstoffbegasung eine möglichst hohe Sauerstoffsättigung der Kulturlösung erreicht, um das Wachstum der strikt aeroben Mikroorganismen nicht zu limitieren. Unter diesen Bedingungen ist eine aerobe Kultivierung in der Regel 2 bis 5 Tage möglich. Bei der Anzucht im Biomassereaktor hat es sich als vorteilhaft erwiesen im Laufe der Kultivierung bei Erreichen der stationären Wachstumsphase Hefeextrakt und/oder Ammoniumsulfat zuzugeben, diese erneute Zudosierung kann mehr- fach erfolgen. Unter den genannten Bedingungen ist es möglich, die Mikroorganismen bis zu einer Konzentration von 1 bis 5 g

Biotrockenmasse (BTM)/1 zu kultivieren. Nach Erreichen der stationären Wachtumsphase werden die Mikroorganismen üblicher- weise mittels Zentrifugation abgetrennt und können dann direkt für das Verfahren eingesetzt werden (= Biomasse), als Ausgangs- material für eine Immobilisierung eingesetzt werden oder zur Isolierung des Nitrilhydratase-Amidase-Komplexes eingesetzt werden. Je nach gewünschter Aktivität (Nitrilhydratase und/oder Amidase) kann der Fachmann die Kultivierungsbedingungen wählen.

Die Anzucht der Mikroorganismen kann mit oder ohne den Zusatz eines Induktors durchgeführt werden.

Wird dem Anzuchtmedium ein Induktor zugegeben, so wird dieser üblicherweise in einer Konzentration von 0,2 bis 7,5 g/l zugesetzt. Bei den Induktoren kann es sich um Nitrile handeln, die als Kohlenstoff-und Stickstoffquelle dienen, geeignet sind jedoch auch andere Verbindungen wie Amide und Lactame. Als Induktoren geeignet sind beispielsweise Propionitril, Butyro- nitril, Isovaleronitril, Isobutyronitril, Propionamid, Acrylamid, Butyramid, Crotonamid, Methacrylamid, Isobutyramid und Harnstoff, Besonders geeignet als Induktoren sind Crotonsäurenitril, Croton- amid, Methacrylamid und Lactame. Als Lactame bevorzugt sind intramolekulare Amide von y-Aminosäuren mit 4 bis 6 C-Atomen, ins- besondere E-Caprolactam, y-Butyrolactam (= Pyrrolidon) und 5-Vale- rolactam (= 2-Piperidon). Insbesondere geeignet ist E-Caprolactam in einer Konzentration von 0,5 bis 5,0 g/l.

Isolierung des Nitrilhydratase-Amidase-Komplexes Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung betrifft den Nitrilhydratase-Amidase-Komple-x aus einem Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe, die gebildet wird von Rhodococcus erythropolis DSM 13002, Rhodococcus erythropolis DSM 13475 und Rhodococcus erythropolis DSM 13476. Die Isolierung des Nitril- hydratase-Amidase-Komplexes aus den beanspruchten Mikroorganismen kann dabei nach Verfahren des Standes der Technik durchgeführt werden. Dabei werden die Mikroorganismen zunächst bis zur gewünschten Zelldichte gezüchtet und durch Zentrifugation vom Anzuchtmedium getrennt. Der Zellaufschluß kann beispielsweise mittels enzymatischer Behandlung (Lysozym) und anschließender me- chanischer Behandlung (French Press, Ultraschallaufschluß) durch- geführt werden. Alternativ ist der Zellaufschluß direkt ohne vor- herige Lysozymbehandlung in einer Glasmühle unter Stickstoff-Küh- lung möglich. Die Abtrennung der Zellmembrane aus dem Zellauf- schluß erfolgt üblicherweise durch Zentrifugation. Vorteilhafter- weise werden alle Schritte der Isolierung des Nitrilhydratase- Amidase-Komplexes bei 4°C durchgeführt. Der Überstand aus dieser Zentrifugation enthält den Nitrilhydratase-Amidase-Komplex, der

direkt eingesetzt werden kann oder gegebenenfalls durch weitere Verfahrensschritte aufgereinigt werden kann. Als weitere Verfah- rensschritte seien exemplarisch genannt : Ultrazentrifugation, Aussalzen, Fällung mit organischen Lösungsmitteln, sowie Reini- gung mittels Adsorptionschromatographie, Ionenaustauschchromato- graphie, hydrophobe Interaktionschromatographie (HIC) und/oder Gelpermeationschromatographie.

Beispiel 1 : Stammhaltung auf Agarplatte Mediumkomponente Konzentration Bacto Trypton, Difco 0123-15-510 g/l Hefeextrakt, Gibco BRL, UK 20047-0565 g/l NaCl 10 g/l Agar 15 g/l Die Substanzen wurden in 970 ml VE-Wasser gelöst, mit 1 M NaOH auf pH 7,2 eingestellt und dann bis 1 1 Endvolumen aufgefüllt.

Die Lösungen wurden bei 121°C und 1 atü Druck für 21 min sterilisiert und unter der Sterilbank in kommerziell erhältliche sterile Plastikpetrischalen gegossen. Nach dem Abkühlen wurden die Platten steril verpackt und bei 4°C gelagert.

Die Reinkultur der Mikroorganismen DSM 13002, DSM 13475 und DSM 13476 wurde regelmäßig alle vier Wochen auf LB-Agarplatten überimpft, für zwei Tage bei 30°C im Brutraum inkubiert und anschließend bei 4°C im Kühlraum gelagert.

Beispiel 2 : Medien zur Zellanzucht in Flüssigkultur

Medium 1 Medium 2 Separat autoklavieren Separat autoklavieren K2HPO4 0,5 g/l Na2HPO4 0, 5 g/l KH2PO4 0, 5 g/l KH2PO4 0, 5 g/l Separat autoklavieren Sterilfiltriert (NH4) 2SO4 2 g/l Citronensäure 0,2 g/l MgS04 x 7 H2O 0,5 g/l Fe (III) SO4 x 7 H20 0, 2 g/l CoCl2 10 mg/l Separat autoklavieren Caprolactam 0,5 g/l (NH4) 2SO4 2 g/l Hefeextrakt 3 g/l MgSO4 x 7 H20 1,1 g/l SL5 (s. unten) 2 ml/l CaCl2 x 2 H20 0,05 g/l Hefeextrakt 2 g/l SL6 (s. unten) 1 ml/l Separat autoklavieren Separat autoklavieren Glucose 2 g/l Glucose 2 g/l Alle Komponenten außer der Glucoselösung wurden vor der Sterili- sation mit NaOH auf pH 7,2 eingestellt.

Komponenten der Spurenelementlösungen SL5 und SL6 SL5 SL6 EDTA 2, 5 g/l EDTA 5 g/l Fe (III) S04 x H2O 1 g/l ZnSO4 x 7 H2O 1, 1 g/l ZnS04 x 7 H20 0, 05 g/l CuSO4 x 5 H2O 0, 04 g/l MnCl2 x 4 H2O 0, 015 g/l MnSO4 x 1 H2O 6 g/l H3BO3 0, 15 g/lH3B030, 06 g/l CoCl2 x 6 H2O 0, 1 g/l KJ 0, 01 g/l CuCl2 x 2 H2O 0, 005 g/l NiCl2 x 6 H2O 0, 01 g/l Na2MoO4 x 2 H2O 0, 015 g/l Die Medien wurden in der obengenannten Reihenfolge angesetzt.

Dazu wurden konzentrierte Lösungen hergestellt : 800 ml Salze (zusammen mit der durch Sterilfiltration zugegebenen Eisen- lösung), 150 ml Puffer und 50 ml Glucose für insgesamt 1 Liter Lösung, so daß sich nach dem sterilen Zusammengießen dieser Lösungen die oben beschriebenen Konzentrationen ergaben.

Die Eisensalzlösungen des Mediums 2 wurden mit gleichen Gewichts- anteilen (w/w) an Citronensäure hergestellt, wobei die maximale Löslichkeit bei 2 g/l Eisensalze lag. Nach dem Einstellen des pH-Wertes auf pH 7,2 wurden die Lösungen über eine Steril- filtration mit sterilen 0,2 Fm Filtern (Gelman Science, Michigan, USA) zu den restlichen autoklavierten Mediumkomponenten zuge- geben.

Die Anzucht mit dem Medium 2 ergab eine deutlich höhere spezifische Aktivität der Nitrilhydratase von 60 000 U/g BTM und der Amidase von 400 U/g BTM gegenüber den spezifischen Aktivitäten aus der Anzucht mit Medium 1.

Beispiel 3 : Biomasseproduktion im Schüttelkolben Für die Biomasseproduktion wurden im Erlenmeyerkolben mit Schikanen (Schott, Mainz, D) mit 250,500,1000 oder 5000 ml Füllvolumen verwendet.

Diese wurden mit 20 % des maximalen Füllvolumens des Kolbens des jeweilig verwendeten Mediums ohne Glucose und, bei Medium 1, auch ohne Phosphatpuffer befüllt, bei 121°C und 1 atü Druck für 21 min sterilisiert und dann unter einer sterilen Werkbank Variolab (Waldner, Wangen, D) mit den übrigen separat sterilisierten Mediumskomponenten befüllt. Die Kolben wurden nach dem Beimpfen bei 30°C auf einer Rotationsschüttelmaschine (New Brunswick Scientific, Edison, USA) bei 120 Upm für 48 h inkubiert.

Für die zahlreichen Versuche zur Mediumsoptimierung, die Aktivitätstests und die Biofeuchtmassebestimmung wurden die Zellen nach Ende der Kultivierung über Zentrifugation für 20 min bei 5000 Upm und 4°C in einem Rotor JA-10 mit einer Ultrazentrifuge (Beckmann J2-21 M/E) abgeerntet.

Für die Verwendung der Kultur als Animpfkultur (Inoculum) wurden die Zellsuspensionen steril zu den jeweiligen Medien in den Bio- reaktoren zugegeben.

Beispiel 4 : Biomasseproduktion im 100 1 Bioreaktor Zur Produktion einer größeren Menge einheitlicher Zellmasse wurde eine Kultivierung im 60 1 Maßstab durchgeführt. Hierzu wurde ein Stahlbioreaktor (Typ 9230 FLAW IL, Bioengineering, Wald, CH) verwendet.

Zur Vorbereitung der Kultivierung wurden die pOs-und die pH- Meßeinheit kalibriert. Die Waage, auf welcher der Bioreaktor stand, wurde tariert. Dann wurde der gesamte Bioreaktor zusammen mit 57 1 vorgelegtem Phosphatpuffer (s. Beispiel 2 Medium 1) für 21 min bei 121°C und 2 bar sterilisiert. Zur pH-Regelung wurden je 3 1 10 % (w/v) NaOH-und 10 % (w/v) Phosphorsäurelösungen hergestellt und in den Vorratsgefäßen sterilisiert. Nach dem Abkühlen wurde die 500 ml konzentrierte Glucoselösung, 2,5 1 konzentrierte Salz-und Hefeextraktlösung, Antischaum (Ucolub N115, Fragol Schmiermittelindustrie GmbH, Mühlheim/Ruhr, D) und zuletzt das Inoculum steril dem Reaktor zugegeben. Die Proben- entnahme erfolgte über ein dampfsterilisierbares Druckventil. Der Inhalt des Bioreaktors wurde nach der Anzucht durch einen Hahn am Boden des Bioreaktors abgelassen und in die Zellabtrennung überführt.

Für die Zellanzucht wurden die in der folgenden Tabelle dar- gestellten Bedingungen und Parameter eingestellt : Anzuchtbedingungen für die Kultivierung im 100-1-Bioreaktor Typ 9230 FLAW IL.

Parameter Belüftungsrate 10 Nl/min Drehzahl 150 Upm Temperatur 30°C pHsoll 7, 2 ApH 0,5 Einstellung des pH mit 10 % (w/v) NaOH (steril in drucküberlagertem Vorratsgefäß) 10 % (v/v) H3PO4 (steril in drucküberlagertem Vorratsgefäß) Es wurde eine Anzucht in drei Stufen durchgeführt. Die Vor- kultur 1 wurde in fünf separaten 500 ml Erlenmeyerkolben mit Schikanen (Medium 1) von einer Agarplatte (s. Beispiel 1) mit einer Impföse in ein Volumen von 50 ml angeimpft und 48 h bei 30°C auf einem Schüttler inkubiert. Mit diesen Vorkulturen wurden dann jeweils fünf sterile 5000 ml Erlenmeyerkolben mit einem Inhalt

von je 1 1 (Medium 1) beimpft. Vor der Zugabe des Inokulums zur Kulturbrühe im Bioreaktor wurde eine Nullprobe aus dem Reaktor genommen und dann die 5 1 Inoculum in den Reaktor eingefüllt, so daß insgesamt 64,6 1 Kulturflüssigkeit im Reaktor vorlagen.

Nach dem Erreichen der stationären Phase nach 27,5 h wurden 2 Liter steriles Hefeextrakt/Ammoniumsulfat zugegeben, mit einer Konzentration von 173 g/l Hefeextrakt und 115 g/l Ammoniumsulfat.

Zu diesem Zeitpunkt waren durch Probennahmen 7,9 1 aus dem Bioreaktor entnommen worden. Nach 38,5 h Prozeßzeit wurden 5 1 Konzentrat zugegeben, bestehend aus : 90,3 g/l Hefeextrakt und 60,2 g/l Ammoniumsulfat.

Über die Kultivierungszeit wurden in regelmäßigen Abständen sterile Proben entnommen und davon die optische Dichte und die Biotrockenmassekonzentration der pH-Wert und zusätzlich der Glucose-und Ammoniumwert bestimmt.

Des weiteren wurde über eine Meßsonde der Sauerstoffpartialdurck PO2 des Mediums im Bioreaktor gemessen. Die Abgasanalyse lieferte kontinuierlich die Meßwerte für den prozentualen Volumengehalt an Sauerstoff YO2 und Kohlendioxid YC02 in der Fermenterabluft.

Diese wurden bei jeder Probennahme abgelesen und protokolliert.

Nach 54 h wurde die Kultivierung nach dem Erreichen der stationären Wachstumsphase der Zellen beendet. Der Inhalt des Bioreaktors wurde abgelassen und die Biofeuchtmasse daraus mit einer kontinuierlichen Cepa-Schnellzentrifuge (Typ GLE, Firma Carl Padberg, Lahr, D) gewonnen.

Zentrifugationsbedingungen : Trommeldurchmesser : 44 mm ; Drehzahl : 33750 Upm ; Durchflußrate : 250 ml/min Die so erhaltene Biofeuchtmasse wurde zu je 100 g portioniert und bei 4°C zur sofortigen Verwendung gelagert bzw. bei-20°C eingefroren.

Beispiel 5 : Aktivitätsbestimmung mit freien, ruhenden Zellen Die aus der Kultivierung (Beispiel 4) erhaltene Biomasse wurde für die Messung der Nitrilhydratase und der Amidase Aktivitäten verwendet. Für diesen Aktivitätstest wurden Biotrockenmasse- konzentrationen von 0,2 bis 0,7 g/l eingesetzt.

Beispiel 5a) : Nitrilhydratase-Aktivität Der Standardaktivitätstest mit freien, ruhenden Zellen wurde wie folgt durchgeführt : In einem 50 ml Glasreaktor (EHS, Bovenden, D) wurden zu 25 ml Reaktionspuffer 1 eine Spatelspitze Zellmasse gegeben und diese durch Rühren mit einem Rührkern auf einem Magnetrührer suspendiert. Der Reaktor wurde über einen beheizbaren Mantel temperiert, wobei die Temperatur mit einem Wasserbad konstant auf 26°C eingestellt war. Die Reaktion wurde durch Zugabe von 169 Fl reinem Propionitril gestartet. Die Anfangskonzentration von Propionitril im Aktivitätstest betrug somit 100 mM. Nach definierten Zeitpunkten von 0,1,3,5,15,30 und 60 Minuten wurde mit einer Spritze über einen 0,2 Rm Filter (Gelman Science, Michigan, USA), Durchmesser 25 mm, jeweils 1 ml Probe gezogen und durch die dabei erfolgte Abtrennung der Zellen die Reaktion abgestoppt. Die Konzentrationen von Substrat und Produkt wurde mittels HPLC bestimmt. Von der restlichen verbliebenen Zell- suspension im Reaktor nach Beendigung des Versuches wurde die Biotrockenmasse bestimmt.

Für die Einzelbestimmung der Aktivität der Nitrilhydratase wurden Proben nach 0,1,3,5 und 10 min genommen.

Beispiel 5b) : Amidase-Aktivität Experimente zur Einzelbestimmung der Aktivität der Amidase wurden ebenfalls wie in Beispiel 5a) beschrieben durchgeführt, jedoch mit der Änderung, daß als Substrat 312 Rl einer 8 M Stammlösung von Propionamid in VE-Wasser eingesetzt wurden. Es wurde ent- sprechend weniger Volumen an Zellsuspension eingesetzt, um nach der Zugabe von Substrat ein Gesamtvolumen von 25 ml im Reaktor zu erhalten. Die Probennahme erfolgte nach 0,1,15,30,45 und 60 min.

Aktivitätsbestimmungen mit immobilisierten Zellen Für die Bestimmung der Aktivitäten von immobilisierten Zellen wurden in einem mit 5 ml Reaktionspuffer 3 gefüllten 25 ml Stand- zylinder volumetrisch 2 ml des abgetropften Immobilisats ein- gemessen und mit Reaktionspuffer 3 auf 25 ml aufgefüllt. Die Reaktion erfolgte wie im Standardtest mit freien Zellen, aller- dings erfolgte die Probennahme durch Abpipettieren von 1 ml der Suspension inclusive den Immobilisatperlen und anschließendem

filtrieren. Dadurch wurde ein Anreichern des Immobilisates in der Reaktionslösung verhindert.

Puffersysteme für Ruhezellumsätze System Reaktionspuffer 1 Na2HP04 50 mM NaH2PO4 50 mM pH 7,2 Reaktionspuffer 2 TRIS/HC1 50 mM pH 7, 2 Reaktionspuffer 3 Reaktionspuffer 2 mit 0,5 g/l CaCl2 Reaktionspuffer 1 wurde durch Mischen der beiden 50 mM Stamm- lösungen bis zum Erreichen des gewünschten pH-Wertes hergestellt.

Reaktionspuffer 2 und 3 wurde durch Titration mit NaOH auf den gewünschten pH-Wert eingestellt.

Auswertung der Standardaktivitätstests Die Aktivitäten der Zellen wurden immer auf die eingesetzte Bio- trockenmasse im Reaktor bezogen. Dazu wurde bei immobilisierten Zellen die Biotrockenmasse über die verwendete Biofeuchtmasse zur Herstellung des Immobilisates und das eingesetzte Volumen an Immobilisat abgeschätzt. Der Umrechungsfaktor (UF) von Bio- feuchtmasse zu Biotrockenmasse wurde zu UF = 4,5 bestimmt. Um die Aktivitäten der Enzyme zu bestimmen, wurden aus den Meß- punkten durch Anlegen von Tangenten und Berechnung der jeweiligen Steigung über eine lineare Regression die Anfangsreaktionsraten der jeweiligen Produktbildung bestimmt. Dies erfolgte wie in Fig. 1 dargestellt.

Die Aktivität wurde als spezifische Aktivität bezogen auf die im Ansatz verwendete Biotrockenmassekonzentration in U/g BTM angegeben. Die Berechnung erfolgte durch Messung der Entstehung an Produkt zum Zeitpunkt des Reaktionsstarts. Die spezifische Aktivität berechnet sich dann entsprechend der Gleichung Konzentration [mM] 1 -xlOOOx=-- Zeit[min] BTM [g/l] gBTM

r = spezifische Anfangsreaktionsrate [U/g BTM] Konzentration/Zeit = Steigung der Tangenten an die Meßpunkte [mM/min] BTM = Biotrockenmassekonzentration im Ansatz [g/1] Beispiel 6 : Bestimmung des Temperaturoptimums der Enzymreaktionen Die optimale Temperatur für die Reaktionen der Nitrilhydratase und der Amidase im Ganzzellsystem wurde wie folgt bestimmt. Die Bedingungen für die Reaktion waren die des Standardaktivitäts- tests (s. Beispiel 5) bei pH 7,2. Die eingesetzte Substrat- konzentration für die Reaktion lag bei 100 mM Propionitril für die Nitrilhydratasereaktion bzw. 100 mM Propionamid für die Amidasereaktion unter Verwendung eines 50 ml Glasreaktors mit 25 ml Mediumvolumen. Die Zellen wurden vor Beginn des Versuches für 5 min bei der jeweiligen Temperatur vorinkubiert und dann die Reaktion gestartet. Die Anfangsreaktionsraten der jeweiligen Enzymreaktionen wurde bei der untersuchten Temperatur im Standardaktivitätstest ermittelt. Die erhaltenen spezifischen Reaktionsraten wurden gegen die Temperatur aufgetragen (siehe Fig. 2).

Beispiel 7 : Bestimmung des pH-Optimums der Enzymreaktionen Das pH-Optimum für die spezifische Aktivität der Nitrilhydratase als auch der Amidase wurde wie folgt bestimmt.

Die Bedingungen für die Reaktion waren die des Standard- aktivitätstests (s. Beispiel 5) bei 26°C. Die eingesetzte Substratkonzentration für die Reaktion lag bei 100 mM Propio- nitril für die Nitrilhydratasereaktion bzw. 100 mM Propionamid für die Amidasereaktion unter Verwendung eines 50 ml Glasreaktors mit 25 ml Mediumvolumen. Die Zellen wurden vor Beginn des Ver- suches für 5 min bei dem jeweiligen pH-Wert vorinkubiert und dann die Reaktion gestartet (siehe Fig. 3).

Die spezifische Aktivität der Nitrilhydratase zeigte ein aus- geprägtes Optimum bei pH 9,5, war aber noch bei pH 10,5 aktiv.

Bei pH 6 war sie inaktiv.

Die spezifische Aktivität der Amidase zeigte ein eher breites Optimum zwischen pH 7,2 und pH 8,5. Die Amidase war, anders als die Nitrilhydratase, auch noch bei pH 6 aktiv.

Beispiel 8 : Immobilisierung von Rhodococcus erythropolis DSM 13002 Beispiel 8a) Immobilisierung der Zellen in Alginat Herstellung der Lösungen für die Alginatimmobilisierung Komponente Zusammensetzung Alginatlösung 3 % (w/v) in H20 Zellsuspension 30 % (w/v) in Reaktionspuffer 2 Vernetzerlösung Reaktionspuffer 2 mit 1,0 g/l CaCl2 Reaktionspuffer 3Reaktionspuffer 2 mit 0,5 g/l CaCl2 Die Alginatlösung wurde 1 : 1 mit der Zellsuspension gemischt und auf Eis gelagert. Dann wurde die Suspension über eine Schlauch- pumpe in einen Apparat zur Sprühvertropfung gepumpt.

Die entstandenen Alginatperlen mit einem Durchmesser von etwa 0,9 mm wurden 30 min in der Vernetzerlösung ausgehärtet, mit Reaktionspuffer 3 gewaschen und bis zur weiteren Verwendung bei 4°C gelagert.

Das Immobilisat bestand nach dem Aushärten aus nahezu sphärischen Partikeln, die eine sehr gute Stabilität gegenüber den durch die Rührung mit einem Magnetkern im Standardaktivitätstest auftretenden Abriebs-und Scherkräften zeigten. Die Partikel wurden nach der Immobilisierung ausgesiebt, wobei bei 90 % der erhaltenen Partikel Korngrößen zwischen 0,8 und 1 mm bestimmt wurden. Weitere 5 % waren zwischen 1 und 1,4 mm groß, alle übrigen größer oder kleiner als die angegebenen Durchmesser.

Beispiel 8b) Immobilisierung der Zellen in Acrylamid Herstellung der Lösungen für die Acrylamidimmobilisierung

Nr. Komponente Zusammensetzung Rotiphorese Gel30 (Roth GmbH+Co., 1 Acrylamidstammlösung 1 Karlsruhe, D), 30 % Acrylamid, 0,8 % Bisacrylamid Rotiphorese Gell9 (Roth GmbH+Co., 2 Acrylamidstammlösung 2 Karlsruhe, D), 19 % Acrylamid, 1 % Bisacrylamid 0,0277 g Bisacrylamid in 3,52 ml 3 Acrylamidstammlösung 3 H2Obid gelöst N,N,N',N'-Tetra-methyl-ethylendiamin- lösung (Bio-RAD Lab. München, D) 5 APS-Losung 10 % ige (w/v) Ammoniumpersulfatlösung in H20 bid (immer frisch angesetzt) 3 g Biofeuchtmasse mit 2 ml 6 Zellsuspension Reaktionspuffer 2 suspendiert Ansatz 1 Nr. Komponente Volumen 2 Acrylamidstammlösung 2 5 ml 4 TEMED 75 Fl 5 APS-Bösung 150 Fl 6 Zellsuspension 5 ml Die Lösungen Nr. 2,4,5 wurden in einer Glaspetrischale gemischt und 2 min bei Raumtemperatur vorpolymerisiert. Dann wurde die Zellsuspension (6) zugegeben und mit einem Spatel untergemischt, wobei sorgfältig eine Blasenbildung vermieden wurde. Zur Auspoly- merisierung wurde die Petrischale auf einer vorgekühlten Metall- platte für ca. 15 min gelagert. Nach Aushärtung des Geles wurde dieses mit Reaktionspuffer 2 gewaschen und bis zur Weiterverwen- dung bei 4°C im Kühlschrank gelagert.

Ansatz 2 Nr. Komponente Volumen 1 Acrylamidstammlösung 2 5 ml 5 APS-Lösung 5 ml 4 TEMED 100 µl 6 Zellsuspension 250 1

Die Lösungen Nr. 1 und 5 wurden ebenfalls in einer Glaspetri- schale gemischt und 2 min bei Raumtemperatur inkubiert. Dann wurden die Lösungen Nr. 6 und 4 zugegeben und mit einem Spatel untergemischt, wobei sorgfältig eine Blasenbildung vermieden wurde. Zur Auspolymerisierung wurde wie im Ansatz 1 verfahren.

Nach Aushärtung des Geles wurde dieses mit Reaktionspuffer 2 gewaschen und bis zur Weiterverwendung bei 4°C im Kühlschrank gelagert.

Ansatz 3 Nr. Komponente Volumen 2 Acrylamidstammlösung 2 1, 48 ml 3Acrylamidstammlösung 33, 52 ml 4 TEMED 250, 00 Rl 5 APS-Lösung 100, 00 ill- 6 Zellsuspension 5, 00 ml Die Herstellung des Immobilisats erfolgte wie bei Ansatz 1 beschrieben.

Dabei entstand ein festes, etwa 1 mm dickes Gel, das aber gegen- über Scherbelastungen, wie sie z. B. durch Rührung oder einfaches Biegen entstehen, sehr empfindlich war.

In den Ansätzen 1 bis 3 wurde das Verhältnis von Acrylamid zu Bisacrylamid variiert. Dabei lag im Ansatz 1 das Verhältnis von Acrylamid zu Bisacrylamid bei 30 : 1, im Ansatz 2 bei 19 : 0,8 und im Ansatz 3 bei 9 : 1.

Die Anfangsreaktionsraten für die Nitrilhydratase und die Amidase bei den verschiedenen Ansätzen zur Immobilisierung der Biomasse sind in Fig. 4 dargestellt.

Anfangsreaktionsraten der Nitrilhydratase und der Amidase bei verschiedenen Acrylamid/Bisacrylamid-Konzentrationen in den Ansätzen zu Acrylamidimmobilisierung der ruhenden Zellen. Das Immobilisat wurde im Standardaktivitätstest eingesetzt und die Anfangsreaktionsraten bestimmt.

Es war eine Verbesserung der Ausbeute bezüglich der Nitril- hydrataseaktivität durch die Erniedrigung des Acrylamidanteils in der Polymerlösung festzustellen.

Beispiel 9 : Induktion der Nitrilhydratase und Amidase Reaktion für Erythropolis rhodococcus 130002 Dazu wurde Medium 1 ohne ß-Caprolactam und Kobaltchlorid ange- setzt und die jeweiligen Komponenten in den weiteren Ansätzen zugegeben. Die Biomasse wurde nach der Aberntung im Standard- aktivitätstest auf ihre spezifische Aktivität hin untersucht.

Die erhaltenen Werte sind in folgender Tabelle dargestellt.

Einfluß von verschiedenen Induktoren auf die spezifische Aktivität der Biomasse Nitrilhydratase- Induktor aktivität Amidaseaktivität [U/g BTM] [U/g BTM] ohne 37854 255 0,50 g/l ß-Caprolactam 32159 136 1,00 mM Phenylpropionitril 26515 172 1,00 g/l Acetamid 1292 0 1,00 g/l Propionamid 5712 124 1,00 g/l Harnstoff 3070 0 0,01 g/l Kobaltchlorid 37342 133 0,10 g/l Kobaltchlorid 10815 170 Das Enzymsystem liegt in dem verwendeten Medium mit hoher Aktivität vor. Die Zugabe von ß-Caprolactam erniedrigt die spezi- fische Aktivität der Amidase im Vergleich zu dem Medium ohne Induktoren. Auch durch Phenylpropionitril wurden beide Enzyme in ihrer Aktivität gehemmt. Propionamid, Acetamid und Harn- stoff inhibieren die Aktivität der Nitrilhydratase gegenüber dem Ansatz ohne Induktoren um bis zu 90 %, die der Amidase um bis zu 50 %. Die Zugabe von Kobaltchlorid in dem vorgeschlagenen Medium führte bei geringen Konzentrationen zu einer Erniedrigung der spezifischen Amidaseaktivität, bei höheren Konzentrationen auch zu einem Verlust an spezifischer Aktivität der Nitril- hydratase.

Beispiel 10 : Isolierung des Nitrilhydratase-Amidase-Komplexes Für den Zellaufschluß wurde Rhodococcus erythropolis in Medium 2 (s. Bsp. 2) über Nacht (20 h, 28°C, 130 rpm) angezogen und anschließend geerntet (5000 x g, 15 min., 4°C). Das Zellpellet wurde in EDTA-Sucrose-Puffer aufgenommen und die Zellwand mit 1 mg/ml Lysozym abgebaut (Inkubation 1 h, 4°C).

EDTA-Sucrose-Puffer : 5 ml 0,25 M EDTA pH 8 1 ml 10 mM Tris/Cl pH 8 20 ml 1 mM EDTA, 10 mM Tris/Cl pH 8,34 % Sucrose 30 mg Lysozym Nach Zentrifugation und Waschen der Zellen (5000 x g, 15 min, 4°C) wird das Pellet in 20 g/l KH2PO4-Puffer (pH 7, + 10 mM Dithio- treitol) aufgenommen und mit der French Press (1250 kg/cm2) dreimal unter Kühlung aufgeschlossen. Die Membranfraktion wurde durch Zentrifugation (20 000 x g, 30 min, 4°C) abgetrennt. Der so erhaltene Überstand enthält den Nitrilhydratase-Amidase- Komplex. Er enthält 10 % Restaktivität bezogen auf die ein- gesetzte Biofeuchtmasse. Alternativ lassen sich die Zellen direkt ohne Lysozymbehandlung nach Anzucht in einer Glasmühle (Braun Melsungen) unter N2-Kühlung aufschließen (3 x 2 nm, 30 sec, + 10 sec Kühlung). Die so erhaltene Restaktivität ist jedoch in der Regel deutlich geringer.

Beispiel 11 : Abbau von Nitrilen durch Rhodococcus erythropolis DSM 13002, DSM 13475 und DSM 13476 Zur Untersuchung des Abbaus von Nitrilen durch die erfindungs- gemäßen Mikroorganismen wurden die Stämme in Medium 1 (siehe Beispiel 2) über Nacht kultiviert (28°C, 150 rpm, 20 h) unter Zusatz von 5 g/1 Acetonitril. Die Anzuchtmedium wurde abzentri- fugiert, die Mikroorganismen wurden in Reaktionspuffer 1 (50 mM Na2HP04, 50 mM NaH2PO4, pH 7,2) resuspendiert und die Reaktionen durch Zusatz der entsprechenden Nitrile gestartet. Die Reaktions- temperatur lag bei 22°C. Nach 1 bzw. 15 h wurde die Reaktion gestoppt und entweder über die Bestimmung der Substrate oder über die Bestimmung der Produkte wurde die Umsatzrate [ (entstandenes Produkt/eingesetztem Substrat) x 100] ermittelt. Folgende Tabelle zeigt die Ergebnisse für die 3 Mikroorganismen.

Umsatzraten in [%]

Nitril DSM 13002 DSM 13475 DSM 13476 Acetonitril (1 h) 56 100 46 (15 h) 77 100 96 Adipinsäure- nitril 100 77 40 (1 h) 100 95 100 (15 h) Benzonitril ( 1 h) 5 5 5 (15 h) 65 46 35 Acrylnitril (1 h) 35 n. b. 45 (15 h) 42 71 Tricyanohexan ( 1 h) 47 18 66 (15 h) 78 30 100 n. b. nicht bestimmt