Nukleinsäurewirkstoffe gegen verschiedene Pflanzenpathogene Gebiet der Erfindung Die Erfindung betrifft neu identifizierte Nukleinsäuren, Ribonukleinsäuren (RNAs) und Deoxyribonukleinsäuren (DNAs), speziell esiRNAs/ERNAs (effektiv wirksame small interfering RNAs) und davon abgeleitete RNAs, sowie eASO (effektiv wirksame antisense DNA oligonucleotides), in der Summe als eNAs (effective Nucleic Acids) bezeichnet, die in RNA silencing/RNAi- bzw. RNA silencing/Antisense-Verfahren als Wirkstoffe gegen verschiedene variable Pflanzenpathogene eingesetzt werden können. Zur Identifizierung der eNAs wurde eine Screening-Methode (WO2019001602 A1), im Folgenden auch als „eNA-screen“ bezeichnet, in standardisierter Form erstmals auf Ziel (target)-RNAs verschiedener Pflanzenpathogene angewendet. Dadurch konnte eine neue Klasse dieser Wirkstoffe gegen diese Pathogene identifiziert und erfolgreich gegen diese eingesetzt werden. Die Erfindung betrifft ferner die Konstruktion von doppelsträngigen Ribonukleinsäuren, edsRNAs (effektiv wirksame doppelsträngige RNAs), die Nukleotidsequenzen identifizierter esiRNAs/ERNAs oder davon abgeleiteter verwandter RNAs enthalten und die im RNA silencing/RNAi-Verfahren als Wirkstoffe erfolgreich im Pflanzenschutz gegen ebendiese variablen Pflanzenpathogene* eingesetzt werden können. Unter dem Begriff „Pflanzenpathogene“ werden hier zusammenfassend pflanzeninfizierende Viren ebenso wie pflanzenbefallende Organismen wie Nematoden und Pilze verstanden, die eine schädigende Wirkung auf Pflanzen ausüben. Hintergrund der Erfindung RNA interference (RNAi) ist ein Mechanismus, der am besten in höheren Eukaryonten charakterisiert, jedoch in Zellen fast aller Organismen aktiv ist. Der RNAi-Mechanismus dient dem Abschalten (RNA silencing) oder der Modulation der Genexpression und kann, wie nachfolgend noch erläutert wird, in diesen Funktionen auch gezielt für diese Zwecke eingesetzt werden (siehe u.a. Shabalina und Koonin 2008; Carthew und Sontheimer 2009). Zelluläre Faktoren, die im weiteren Text im Detail beschrieben werden, inaktivieren dabei über verschiedene Formen kleiner Ribonukleinsäuremoleküle, die hier mit dem allgemeinen Begriff small RNAs, „sRNAs“, bezeichnet werden, Ziel-Ribonukleinsäuremoleküle (im Folgenden „target-RNAs“ genannt) oder modulieren die Funktion, wie z.B. die Translation, dieser target-RNAs. Unter den Begriff sRNAs fallen z.B. small interfering RNAs, siRNAs, sowie z.B. micro RNAs, miRNAs, aber auch andere Formen kleiner RNAs, die ein RNA silencing auslösen können (siehe z.B. Borges und Martienssen, 2015; Zhan und Meyers, 2023). Die target-RNAs stammen dabei aus Pathogenen, die Fremdzellen infizieren bzw. direkt aus einer Zelle, die Teil eines Organismus, auch eines als Pathogen agierenden Organismus ist, in dem RNAi wirksam ist. RNAi ist ursprünglich wahrscheinlich ein evolutionär konservierter Verteidigungsmechanismus (defense mechanism) der Zelle. So ist RNAi bei Pflanzen, aber auch Insekten, Nematoden, Oomyzeten und Pilzen eine Hauptkomponente der Immunantwort gegen Pathogene (siehe u.a. Ding 2010; Zvereva und Pooggin 2012; Gammon und Mello 2015; Guo et al.2019). Der RNAi-Prozess wird im Folgenden vor allem für die Pflanzenzelle und bezogen auf dessen Funktion als defense mechanism weiter beschrieben, da er hier mit am besten untersucht ist, insbesondere in Bezug auf dessen antivirale Wirksamkeit (schematisch dargestellt in Figur 1). RNAi ist, mit Modifikationen, in ähnlicher Form auch in Nematoden-, Oomyzeten-, Pilz- und Insektenzellen aktiv. Ausgelöst wird RNAi durch Ribonukleinsäuren, die doppelsträngige (ds) Bereiche enthalten, d.h. zwei über komplementäre Basenpaarungen gepaarte (hybridisierte) Nukleotidstränge verschiedener RNA- Moleküle oder des gleichen RNA-Moleküls. Bei RNA-Molekülen, deren Nukleotidbausteine über weite Bereiche, unter Umständen hunderte oder tausende Nukleotide, Doppelstränge ausbilden können, spricht man auch von „dsRNAs“. Gut untersucht ist die Induktion von RNAi bei viralen Infektionen: Auslöser können strukturierte, doppelsträngige Regionen viraler messenger-RNAs (mRNAs) oder viraler RNA-Genome sein. Besonders effektiv wird RNAi durch dsRNA-Replikationsintermediate ausgelöst. Diese entstehen bei der Replikation von RNA-Viren und bestehen aus komplementären RNA-Doppelsträngen, die hunderte oder tausende von Basenpaaren umfassen. Doppelsträngige Bereiche von RNAs können in der Zelle als sog. pathogen-associated molecular pattern (PAMP) und damit als „fremd“ wahrgenommen werden. Detektoren sind dabei u.a. zelluläre Enzyme, die zur Familie der Typ III-Ribonukleasen gehören und als Dicer oder Dicer-like proteins (DCLs) bezeichnet werden (Fukudome und Fukuhara 2017; Song und Rossi 2017). Bei der antiviralen RNAi-Immunantwort der Pflanze haben hierbei die erstmals in der Modellpflanze Arabidopsis thaliana (A. thaliana) charakterisierten Proteine DCL2 und DCL4 eine zentrale Rolle (Deleris et al.2006; Parent et al.2015). DCL2 und DCL4 binden dsRNAs und prozessieren diese durch endonukleolytische Hydrolyse (Spaltung) zu siRNAs. siRNAs sind kurze, 21-25 Nukleotide (nt) lange RNA-Moleküle, die aus zwei komplementären RNA-Einzelstrang-Komponenten bestehen. Am 5’-Ende sind diese sog. „RNA-Duplexe“ phosphoryliert und am 3’-Ende weisen sie einen 2 nt langen, einzelsträngigen Überhang (overhang) und 3’- Hydroxylgruppen auf (Elbashir et al. 2001a; Elbashir et al. 2001b). Antiviral wirken insbesondere siRNAs, die Längen von 21 oder 22 nt haben (Deleris et al.2006). Nach der Generierung durch die DCLs wird aus den ursprünglich überwiegend doppelsträngigen siRNAs (s.o.) ein Strang, der sog. guide strand, in RNA-induced silencing complexes (RISC) aktiv. Hauptkomponenten der RISC sind sog. Argonaute (AGO)-Proteine; diese ähneln RNase H-Enzymen und können ebenfalls endonukleolytische Aktivität haben. Die AGOs binden den guide strand (gs) des siRNA-Duplex, während der andere Strang des Duplex (passenger strand, ps) entfernt und abgebaut wird (Meister 2013; Kobayashi und Tomari 2016) (Figur 1). In A. thaliana sind 10 verschiedene AGO-Proteine (AGO1-10) kodiert; sie haben unterschiedliche Funktionen, die z.T. noch nicht vollständig verstanden sind. Für AGO1 und AGO2 wurde jedoch fundiert gezeigt, dass diese Proteine zentral und essenziell in die antivirale Immunantwort der Pflanze involviert sind (Carbonell und Carrington 2015). Die AGO-Proteine haben dabei verschiedene Bindungsprioritäten für siRNA-guide strands. So bindet z.B. AGO1 mit hoher Priorität RNAs, die ein 5’-terminales U-Nukleotid enthalten, während AGO2 priorisiert RNAs mit 5’- terminalem A-Nukleotid binden (Mi et al.2008; Takeda et al.2008; Schuck et al.2013). Nach Bindung des siRNA-guide strands durch AGO erfolgt die Assoziation der entsprechenden RISC an die target- RNA. Eine wichtige Rolle spielt dabei die Sequenzkomplementarität des gebundenen siRNA guide strand mit der Sequenz in der target-RNA, an die dieser hybridisieren kann, hier als target-site bezeichnet (Liu et al.2014). Die Sequenzkomplementarität ist naturgemäß am höchsten zu der target- RNA, aus der die siRNAs ursprünglich stammen. Demzufolge handelt es sich bei den target-RNAs unter natürlichen Umständen dann auch um diejenigen RNA-Moleküle („kognaten RNAs“), die ursprünglich zu siRNAs prozessiert wurden. Bei viralen Infektionen sind dies entsprechend virale mRNAs, virale Genome oder virale Replikationsprodukte, bei anderen Pathogenen sind dies in der Regel mRNAs. Nach Assoziation des AGO/RISC an die zum siRNA-guide strand komplementären Regionen der kognaten target-RNA, dies können kodierende oder nicht kodierende (nicht translatierte) Regionen sein, kann eine durch das AGO-Protein katalysierte endonukleolytische Hydrolyse (Spaltung, „slicing“) der target-RNA erfolgen (Figur 1); diese ereignet sich zwischen den Nukleotiden der target-RNA, die gegenüber den Nukleotiden 10 und 11 des siRNA-guide strands liegen (Elbashir et al.2001a; Elbashir et al. 2001c; Wang et al. 2008). Alternativ gibt es Hinweise darauf, dass an target-RNAs assoziierte siRNA-haltige AGO/RISC die Translation dieser RNAs inhibieren (Brodersen et al. 2008; Iwakawa und Tomari 2013). Ergebnis der Aktivität der siRNAs im RNAi-Prozess ist somit in jedem Fall eine temporäre Hemmung der Genexpression: Die target-RNAs werden gespalten und abgebaut oder die Synthese der durch diese RNAs kodierten Proteine wird gehemmt. Resultat des gegen Pathogene gerichteten RNAi ist somit, über die Hemmung der Genexpression (RNA silencing), eine Inhibition der Vermehrung des Pathogens (Zvereva und Pooggin 2012). RNAi wird entsprechend bereits gezielt zum Schutz von Pflanzen gegen Pathogene wie Viren genutzt (Khalid et al.2017; Pooggin 2017). DsRNAs, die von den Sequenzen von target-RNAs von Pathogenen abgeleitet werden, können entsprechend als antipathogene Wirkstoffe eingesetzt werden: Sie werden von den Dicer-Enzymen prozessiert und generieren siRNAs, von denen dann einige (siehe unten) in der oben beschriebenen Weise wirksam werden können. Um eine Wirkung gegen Viren zu erzielen, müssen die dsRNA dazu in der Pflanze eingesetzt werden. DsRNA Wirkstoffe und daraus im RNAi-Immunsystem von Pflanzen, Nematoden, Pilzen, Oomyceten und Insekten entstehende siRNAs, die gegen die eigenen RNAs (in der Regel mRNAs) dieser Pathogene wirken, können entsprechend als Herbizide, Nematizide, Fungizide oder Insektizide in und an der Pflanze eingesetzt werden. Alternativ zu dsRNAs können aber auch unmittelbar sRNAs wie siRNAs, miRNAs oder andere Formen kleiner im RNAi-Prozess wirksamer RNAs (z.B. piRNAs, tasiRNAs, vasiRNAs etc.) als antipathogene Wirkstoffe eingesetzt werden (siehe u.a. Tomilov et al. 2008; Banerjee et al. 2017; Majumdar et al. 2017; Price und Gatehouse 2008). Wie folgend noch detaillierter erläutert wird, agieren alle diese sRNAs nach dem gleichen Wirkprinzip wie siRNAs: Grundsätzlich wird in analoger Form eine Einzelstrang-Komponente dieser sRNAs in RISC eingebaut und im RNA silencing/RNAi-Prozess gegen eine target-RNA durch slicing oder durch Inhibition der Translation aktiv. Wie bereits ausgeführt, wird RNAi für den künstlichen „knock-down” der Genexpression so praktiziert, dass siRNAs oder andere verwandte oder davon abgeleitete sRNAs wie z.B. miRNAs als Wirkstoffe in Zellen eingebracht werden, um target-RNAs gezielt in ihrer Funktion zu beeinflussen. So kann, wie geschildert, die zelluläre Genexpression, aber auch die Genexpression von Pathogenen auf der Ebene der mRNAs unterdrückt oder moduliert werden. Darüber hinaus kann die Vermehrung (Replikation) von Viren, deren Genome RNA-Moleküle sind, über das silencing dieser Genome unterbunden werden. Zum Zweck einer künstlichen Induktion von RNAi kann ein Organismus RNA-Wirkstoffe selbst herstellen (exprimieren). Bei Pflanzen wird dies bereits praktiziert. In diesem Fall spricht man von „host-induced gene silencing“(HIGS): Pflanzen exprimieren dsRNAs, siRNAs oder andere sRNAs wie z.B. miRNAs in Form eines Transgens (Herrera-Estrella et al. 2005; Dong und Ronald 2019; Koch und Wassenegger 2021) um einen Schutz gegen Pathogene wie Viren, aber auch Nematoden, Pilze, Insekten, Oomyzeten oder andere, parasitäre Pflanzen zu erreichen. Dauerhaft (und nur dauerhaft macht dieser Prozess Sinn), kann dies erreicht werden durch stabile Integration des jeweils Nukleinsäure-exprimierenden Fremdgens in das Genom des zu schützenden Organismus. Transgene zu erhalten ist aufwendig, nicht mit allen Pflanzen möglich und für viele Anwendungen ungeeignet. Letzteres gilt insbesondere für Anwendungen gegen schnell veränderliche Pathogene: Eine nach Jahren der Entwicklung erhaltene transgene Nutzpflanze kann u.U. dennoch, nämlich durch Varianten dieser Pathogene, befallen werden (Jan et al.2000; Savenkov und Valkonen 2001; Simón-Mateo und García 2006; Tabashnik et al.2013; Kung et al.2015). Zudem ist der Einsatz von transgenen Pflanzen (gentechnisch veränderten Organismen (GVO)) in Landwirtschaft und Gartenbau in vielen Ländern verboten (Lucht 2015). Alternativ können RNA-Wirkstoffe in sog. oberflächlich/transienten Anwendungen (topical/transient applications) eingesetzt werden. Dabei wird gelöste RNA, z.B. im einfachsten Fall in Form eines Sprays, auf ein Zielorgan oder Zielzellen eines Organismus aufgebracht. Dort wird die RNA über bisher noch unvollständig geklärte Mechanismen teilweise aufgenommen. Die Verbesserung der Aufnahmemechanismen der negativ geladenen RNA-Moleküle in Zielzellen, die ineffizient sind, ist Thema intensiver Forschung. Das sog. „spray-induced silencing“ (SIGS), bei dem RNA in Form einer Lösung (z.B. als Gießwasser oder Spray) auf und in Pflanzen eingesetzt wird, ist, auch aufgrund der biologischen Abbaubarkeit von RNAs, ökologisch wesentlich unkritischer als HIGS und für die Verabreichung von RNA-Wirkstoffen entsprechend attraktiv (Dalakouras et al.2020). Zudem wurden in den letzten etwa 5 Jahren Verfahren entwickelt, die die Herstellung von RNA im Gramm- oder sogar Kilogramm-Maßstab erlauben (Robinson et al. 2014; Kaur et al. 2018). So wurde z.B. der Preis von einem Gramm dsRNA, das etwa für den behandelnden Einsatz auf einem kleinen Feld von Kulturpflanzen benötigt wird, von über 100.000 US$ auf nunmehr unter 2 US$ gesenkt (Le Page 2017). Wie schon oben angesprochen, ist im Falle des Pflanzenschutzes das Ziel von topical/transient applications von RNAs entweder, dass Pflanzen die RNA-Wirkstoffe internalisieren, um z.B. virale Replikation zu inhibieren, oder aber, dass attackierende Pathogene wie Pilze, Nematoden, Insekten oder parasitäre Pflanzen RNA-Wirkstoffe über die Oberfläche der zu schützenden Pflanze aufnehmen und diese dann im RNAi-System der jeweiligen Organismen gegen essenzielle target-RNAs der Pathogene aktiv werden (siehe auch oben: Tomilov et al.2008; Banerjee et al.2017; Majumdar et al. 2017; Price und Gatehouse 2008). Der Einsatz von RNA-Wirkstoffen in topical/transient applications ist jedoch aus verschiedenen Gründen bisher nicht ausgereift. Ein Grund ist die bereits erwähnte ineffiziente Aufnahme von RNA in Zielzellen. Deshalb wird intensiv an Verfahren gearbeitet, RNA-Wirkstoffe durch chemische Modifikationen der Nukleotidbausteine zu stabilisieren und/oder durch physikalische bzw. biochemische Verfahren an den Wirkungsort im Zytoplasma der Zielzellen zu bringen (Dowdy 2017; Setten et al.2019; Dalakouras et al.2020). Hier gibt es jedoch von Anwendung zu Anwendung und von Organismus zu Organismus große Unterschiede. Ein weiterer Grund betrifft die Tatsache, dass sowohl natürliche, als auch künstlich induzierte RNA silencing/RNAi-Prozesse meist ineffizient sind. Dies liegt insbesondere an der mittlerweile durch viele Daten gut fundierten Tatsache, dass durch die Dicer/DCl-Aktivitäten aus target-RNAs zwar eine enorme Vielzahl (ein „pool“) von siRNAs entsteht, dass aus einem solchen pool final aber nur einige wenige siRNAs tatsächlich auf der target-RNA wirksam sind (Figur 1). Ursächlich hierfür ist insbesondere, dass die target-RNAs in der Regel hoch strukturiert sind und nur wenige Angriffsbereiche (hier accessible sites, „a-Sites“ genannt) für eine effektive Assoziation von sRNA/AGO/RISC an die komplementären target-sites und damit für ein silencing zugänglich sind. Dies trifft verstärkt auf target-RNAs aus Pathogenen zu: Die target-RNAs von Pathogenen sind in ihrer Strukturierung durch Ko-Evolution mit dem Zielorganismus oft so angepasst (attenuiert), dass sie dem RNA-silencing/RNAi bestmöglich entgehen. a-Sites sind hier entsprechend als Bereiche einer target- RNA definiert, die zugänglich für Nukleinsäurewirkstoffe sind. Eine a-Site kann einer „target-site“ entsprechen. Eine target-site ist hier als die Sequenz einer target-RNA definiert, an die eine einzelsträngige Nukleinsäure wie ein siRNA guide-strand oder auch ein antisense Oligonukleotid (siehe unten) über komplementäre Basenpaarung hybridisieren kann. Eine a-Site kann aber auch größere Bereiche einer target-RNA umfassen, also z.B. RNA-Strukturmotive, die besonders gut zugänglich sind und eine oder mehrere target-sites von einzelsträngigen Nukleinsäuren enthalten. Bei SIGS wurden bisher vor allem doppelsträngige Versionen von target-RNAs, also z.B. dsRNA- Versionen von mRNAs oder viraler Genome, für das RNAi eingesetzt (Robinson et al.2014). Wichtig ist hier festzuhalten, dass ALLE bisher für RNAi eingesetzten dsRNAs auf dem einen Strang entweder die komplette Sequenz oder einen längeren ununterbrochen Teilbereich (meist mehrere hundert Nukleotide) der entsprechenden target-RNA umfassten (siehe auch eingesetzte Kontroll-RNA dsCMV in Figuren 9, 10, 11 und 15). Der zweite RNA-Strang war ein zweites Molekül mit komplett komplementärer Sequenz. Alternativ dazu wurden aber auch sog. hairpins eingesetzt. Dabei befinden sich die beiden komplementären RNA-Stränge im gleichen Molekül und werden durch einen sog. „spacer“, eine weitgehend unstrukturierte, einzelsträngige Sequenz beliebiger Nukleotidkomposition und Länge separiert. Sie bilden somit einen inkompletten Doppelstrang, einen sog. hairpin. Nach Eintritt in die Pflanzenzelle werden dsRNAs bzw. dsRNA-hairpins entsprechend analog zu den normalen target-RNAs durch die DCLs in einen siRNA-pool prozessiert. Dieser pool unterliegt jedoch wiederum dem oben genannten Problem: Nur sehr wenige der aus diesen „konventionellen dsRNAs“ generierten siRNAs sind wirksam (siehe auch schematische Darstellung in Figur 1 sowie Figuren 10 und 15). „Konventionelle dsRNAs“ heißt, dass ein Strang dieser RNAs aus einer exakten Kopie der anvisierten target-RNAs besteht und dass dieser Strang dann mit einem jeweils komplementären RNA-Strang hybridisiert ist: Wie erläutert werden nach diesem Prinzip aufgebaute dsRNAs derzeit im RNAi- mediierten Pflanzenschutz eingesetzt. Die übrigen siRNAs des pools, d.h. die überwältigende Mehrzahl, kann dagegen zelluläre AGO/RISC unspezifisch absättigen (sie wirken damit als „Lockvogel“ oder „decoy“ für die AGO/RISC), was dazu führen kann, dass das RNA silencing/RNAi durch die Verwendung konventioneller dsRNAs oder dsRNA- hairpins sogar inhibiert wird. Zudem besteht die Gefahr, dass siRNAs eines pools ein silencing auf nicht anvisierten RNAs („off-target effects“) auslösen, z.B. über nicht komplett komplementäre Basenpaarung von guide strands mit diesen anderen RNAs, die aber dennoch ausreicht, um funktionelle RISC zu bilden (Jackson und Linsley 2004; Jackson et al.2006; Senthil-Kumar und Mysore 2011; Casacuberta et al. 2015; Kamola et al. 2015). In der Summe ist somit die Verwendung von dsRNAs, bei deren Einsatz besonders viele, nicht näher charakterisierte und nicht auf der target-RNA aktive siRNAs generiert werden, problematisch (Qu et al.2012; Dalakouras et al.2016). Das gleiche gilt für dsRNAs, aus denen andere Formen von sRNAs generiert werden. Bis vor kurzem konnten die wenigen, effektiv im RNAi wirksamen siRNAs, hier „esiRNAs“ oder „ERNAs“ und im Folgenden kombiniert „esiRNAs/ERNAs“ genannt, aus siRNA-pools nicht zuverlässig identifiziert und eingesetzt werden. Viele siRNA- bzw. sRNA-Wirkstoffe wurden entsprechend so „designed“, dass sie entweder gegen Bereiche einer target-mRNA gerichtet wurden, die für konservierte Motive eines Proteins kodieren, oder sie wurden anhand von unzuverlässigen in silico- Vorhersagen von a-Sites in den target-RNAs ermittelt und dann bezüglich ihrer Wirkung in sehr aufwändigen empirischen Untersuchungen („trial and error“) getestet (Birmingham et al. 2007; Cerritelli und Crouch 2009; Miozzi et al.2013; Fakhr et al.2016; Carbonell et al.2018; Eastman et al. 2018; Han et al.2018; Qureshi et al.2018; Setten et al.2019). Erst in den letzten Jahren ist es vor allem durch Arbeiten aus unserem Labor gelungen, eine experimentelle screen-Methode, den sog. „eNA-screen“, zu etablieren, mit dem es in einem kurzen Zeitrahmen möglich ist, a-Sites in unterschiedlichsten target-RNAs zuverlässig zu detektieren (Schuck et al. 2013; Gago-Zachert et al. 2019; WO2019001602 A1; WO 2022/200407; schematisch dargestellt in Figur 1). Über die Kenntnis der a-Sites können entsprechend esiRNAs/ERNAs identifiziert werden, die zuverlässig und effizient im RNA silencing/RNAi-Prozess gegen die jeweiligen target-RNAs wirksam sind. Die Begriffe zuverlässig und effizient sind exakt definierbar: Der „eNA-screen“ ist ein mehrstufiges in vitro-Verfahren (siehe weitere Beschreibung unten), in dem final die Effizienz der Hydrolyse der target-RNA durch eine identifizierte siRNA in einem sog. Slicer (Spaltungs)-Assay gemessen wird. Als effizient wirksam - und damit als esiRNAs/ERNAs bezeichnet - werden hier erfindungsgemäß siRNAs, die in einem standardisierten und stringent durchgeführten Slicer-Assay mindestens 25% der dabei eingesetzten Quantität an target-RNA hydrolysieren (siehe auch Tabellen 1, 2, 7 und 8). Wie demonstriert werden konnte, zeigen diese esiRNAs/ERNAs zuverlässig einen hohen Grad an antipathogener Wirksamkeit im jeweiligen in vivo System, der in der überwiegenden Zahl der Fälle mit der genannten Fähigkeit zur Hydrolyse der target-RNA im Slicer-Assay korreliert (Gago-Zachert et al.2019; siehe z.B. Figuren 2-6). Mit der Möglichkeit, ausschließlich esiRNAs/ERNAs gegen target-RNAs und damit gegen Pathogene einsetzen zu können, wird die Effizienz von RNA silencing/RNAi-Prozessen signifikant erhöht. Zudem erhöht die Verwendung von esiRNAs/ERNAs die Spezifität von RNAi: Die Wahrscheinlichkeit von off- target-effects auf nicht adressierten RNA-Molekülen und damit ungünstiger und unerwünschter Nebenwirkungen von RNA-Wirkstoffen wird deutlich verringert. Wie bereits ausgeführt, können mit der Identifizierung von a-sites in target-RNAs esiRNAs/ERNAs definiert werden. Mit anderen Worten, in den a-sites sind Sequenzen, target-sites, zugänglich, über die esiRNA/ERNA guide strands an die target-RNA binden (über komplementäre Basenpaarung hybridisieren) können, und durch die Aktivität des RISC wird die target-RNA dann in der beschriebenen Weise (d.h. über endonukleolytische Spaltung oder Inhibition der Translation inaktiviert (s.o.)). Ein analoger Effekt kann auch durch verwandte sRNAs, wie z.B. miRNAs, erreicht werden, deren Sequenzen aus den Sequenzen von esiRNAs/ERNAs abgeleitet werden können und die dann in einem analogen RNA silencing/RNAi-Prozess wie esiRNAs/ERNAs eingesetzt werden können. Erst kürzlich wurde demonstriert, dass die Identifizierung von a-Sites in target-RNAs und die Definition von esiRNAs/ERNAs, deren guide strands an target-sites in diesen a-Sites binden können, simultan auch die Definition von antisense-Deoxyribonukleinsäure (DNA)-Oligonukleotiden (ASO) erlaubt, die ebenfalls an diese target-sites binden können (WO 2022/200407). In analoger Terminologie werden hier von esiRNAs/ERNAs abgeleitete ASO als eASO bezeichnet. eASO haben zu Einzelsträngen von esiRNAs/ERNAs homologe DNA-Sequenzen (d.h. Deoxynukleotide statt Ribonukleotide; Thymidin statt Uridin) und können entsprechend auch an die jeweiligen target-sites in den a-Sites der target-RNAs hybridisieren und ebenfalls ein RNA silencing bewirken. ASO können ebenso wie sRNAs transient eingesetzt werden; sie wirken dabei in sog. „Antisense-Verfahren“ über andere Mechanismen als sRNAs. Im gegebenen Kontext sind zwei dieser Mechanismen wichtig: Zum einen kann die Bildung eines DNA:RNA Heteroduplex zwischen dem einzelsträngigen ASO und der target-RNA den Translationsprozess der RNA im Zytoplasma hemmen. Zum anderen können durch die Bildung von DNA:RNA Heteroduplexen RNase H Endonukleasen (in eukaryontischen Zellen RNAase H1 und/oder RNAase H2) im Zellkern oder im Zytoplasma aktiviert werden, die dann, ähnlich wie AGO/RISC, geleitet durch die Bindung des einzelsträngigen ASO an die komplementäre RNA, den Abbau dieser target-RNA katalysieren (Shen und Corey 2018; Bennett 2019; WO 2022/200407; Wdowikowska und Janicka, 2021, Crooke et al., 2021). Optimal aktive ASO haben eine Länge von 12- 20 Nukleotiden (Crooke et al., 2021). Entsprechend können eASO gut von 21, 22, 23 oder 24 nt langen esiRNAs/ERNAs abgeleitet werden. Der nachfolgende Text beschränkt sich im Wesentlichen auf die Beschreibung der Aktivität von esiRNAs/ERNAs. Analoge Feststellungen gelten auch für andere, verwandte sRNAs wie z.B. miRNAs sowie eASO, deren RNA bzw. DNA-Sequenzen aus den Sequenzen identifizierter esiRNAs/ERNAs abgeleitet werden können: Aufgrund der übereinstimmenden Sequenz können die Einzelstränge solcher sRNAs bzw. die eASO an die gleichen target-sites in den entsprechenden target-RNAs binden und somit ebenfalls in RNA silencing/RNAi bzw. RNA silencing/Antisense-Verfahren zur Pathogenbekämpfung eingesetzt werden (WO 2022/200407). In der Summe werden hier über den „eNA-screen“ identifizierte esiRNAs/ERNAs und die davon abgeleiteten verwandten sRNAs und eASO im Folgenden als eNAs (effective Nucleic Acids) bezeichnet. Es soll hier auch angemerkt werden, dass RNA- wie auch DNA-Wirkstoffe in chemisch modifizierter Form eingesetzt werden können: Chemische Modifikationen, Konjugate oder der Aufbau, u.a. als sog. „gapmers“ oder „mixmers“, können das Potenzial siRNA- oder ASO-basierter Wirkstoffe in RNAi- bzw. Antisense-Verfahren in vivo erheblich verbessern (Setten et al.2019; Wdowikowska und Janicka, 2022; Crooke et al., 2021; siehe auch claims). Die Kenntnis einer großen Zahl von a-Sites (und damit target-sites) einer target-RNA ist besonders wichtig bei Verfahren, die das Ziel haben, Pathogene zu bekämpfen, die variabel sind. Speziell Viren mit einem RNA-Genom und einer RNA-abhängigen RNA-Polymerase (RNA-dependent RNA polymerase, RdRp) als Hauptenzym der viralen Replikation weisen eine hohe Plastizität (Variabilität) auf und damit die Möglichkeit schneller Resistenzbildung gegen antivirale Wirkstoffe. Virale RdRps haben keine oder nur eine ineffziente editing-Funktion, die Fehler bei der Inkorporation von Nukleotiden in neu synthetisierten Tochter-Nukleinsäurestränge korrigieren kann. Entsprechend hoch ist die Mutations- und Evolutionsrate von RNA-Viren während der Replikation: man spricht hier von „antigenic drift“. Besonders hoch ist die Mutations- und Evolutionsrate von Viren, deren Genom auf mehrere Segmente aufgeteilt vorliegt. Bei Ko-Infektion einer Zelle durch verschiedene Viren können sich diese Segmente zu völlig neuen Kombinationen sortieren – man spricht hier von „reassortieren“. Dies führt zu „antigenic shifts“, erheblichen genetischen Veränderungen, die zur Generierung von Viren mit völlig neuen Eigenschaften führen können und eine große Gefahr für den jeweiligen Wirt darstellen, weil gegen diese Viren unter Umständen keine wirksame Immunantwort vorliegt („viral escape“). Eine hohe Variabilität ist aber auch bei anderen Organismen zu finden, speziell solchen, die unter starkem Selektionsdruck stehen. Das ist bei Pflanzenpathogenen der Fall, die routinemäßig mit antipathogen wirksamen Substanzen behandelt werden. Diese mutieren „unter diesen Substanzen“ und bilden restistente Formen aus. Dies trifft z.B. für Nematoden und Pilze zu, die in Landwirtschaft und Gartenbau konventionell mit Nematiziden bzw. Fungiziden behandelt werden. Durch die Anwendung eines breiten Spektrums von eNAs, die über den „eNA-screen“ identifiziert bzw. abgeleitet wurden, in HIGS oder SIGS sollte sich jedoch die Möglichkeit der Entwicklung von Pathogenformen, die einem antipathogen wirkenden Verfahren gegenüber resistent werden (escape), in den verschiedenen Organismen drastisch einschränken lassen. Breites Spektrum bedeutet, dass zwei oder mehr eNAs gegen eine target-RNA eingesetzt werden oder dass zwei oder mehr eNAs eingesetzt werden, die gegen verschiedene target-RNAs des Zielorganismus gerichtet sind. Mit den gleichen Ansätzen ließe sich auch eine Breitbandwirkung gegen Pathogenvarianten erzielen (die z.B. im Zuge einer Virusepidemie auftreten können). Schließlich kann durch den Einsatz verschiedener eNAs gegen verschiedene target-RNAs verschiedener Pathogene ein Breitbandschutz gegen unterschiedliche Pathogene erreicht werden. Durch den Einsatz von effektiv wirksamen eNAs ergeben sich somit folgende Anwendungsvorteile: (i) Durch die Kombinierbarkeit verschiedener esiRNAs/ERNAs kann die Spezifität und Effizienz von RNA silencing/RNAi-Verfahren maximal gesteigert werden (schematisch dargestellt in Figur 1). Das gleiche gilt für andere sRNAs, deren Sequenz von esiRNAs/ERNAs abgeleitet wird. Das gleiche gilt für eASO, deren Sequenz von esiRNAs/ERNAs abgeleitet wird und die in Antisense-Verfahren eingesetzt werden. (ii) Auf Pathogene, die durch antigenic drifts oder antigenic shifts starken Veränderungen unterliegen bzw. in komplett neuer Form entstehen können, kann eine RNAi- Immunantwort durch eine Neukombination von anti-pathogenen esiRNAs/ERNAs schnell und spezifisch angepasst werden. Das gleiche gilt für esiRNA/ERNA abgeleitete andere sRNAs. Das gleiche gilt für esiRNA/ERNA abgeleitete eASO, die in Antisense-Verfahren eingesetzt werden. (iii) Durch eine ökonomische Produktion von Nukleinsäure-basierten Wirkstoffen sollte sich die Akzeptanz des Einsatzes von RNAi oder Antisense-Verfahren, z.B. in der Pflanzenproduktion, deutlich erhöhen lassen. SIGS-Ansätze können effizienter durchgeführt werden und der Einsatz transgener Ansätze deutlich vermindert werden. (iv) Um den gleichzeitigen Einsatz von esiRNAs/ERNAs optimal zu ermöglichen und dabei auch simultan die Einsatzfähigkeit von RNA in HIGS- und SIGS-Verfahren zu verbessern, sollten diese bevorzugt in Form von dsRNAs verwendet werden. Solche hier so genannten „edsRNAs“ sollten die Nukleotidsequenzen mehrerer durch „eNA-screens“ identifizierter esiRNAs/ERNAs (oder davon abgeleiteter anderer sRNAs) enthalten (schematisch dargestellt in Figur 1). Als generellen Vorteil haben dsRNAs gegenüber siRNAs, die an den 3’-Enden, wie beschrieben, einzelsträngige Sequenzüberhänge haben, eine deutlich verminderte Degradationsrate (erhöhte Halbwertszeit) in HIGS und SIGS-Verfahren (Bachman et al.2020) und daher deutliche Anwendungsvorteile. Problem/Aufgabenstellung Im Pflanzenschutz stellt sich bei der Bekämpfung stark veränderlicher Pathogene die Aufgabe, target-RNAs dieser Pathogene mit adaptierbaren wirksamen Nukleinsäurewirkstoffen zu inaktivieren und so deren Vermehrung zu unterbinden. Die objektiv-technische Aufgabe der Erfindung besteht somit darin, Pflanzen gegen verschiedene, variable Pathogene mit nachhaltigen Nukleinsäure-basierten Methoden zu schützen. Zur Lösung dieser Aufgabe stellt die Erfindung über Anwendung des „eNA-screens“ verschiedene, effizient in RNAi- oder Antisense-Prozessen wirksame Nukleinsäure-basierte Wirkstoffe (eNAs) gegen drei wichtige Pflanzenpathogene sowie Verfahren zur Herstellung und Verfahren zu deren Anwendung bereit. Wie oben ausgeführt, ist der Begriff „effizient“ als gemeinsames technisches Merkmal der verwendeten eNAs konkret definiert. In einem Aspekt betrifft die Erfindung RNAi-Verfahren mit der Anwendung einer oder mehrerer esiRNAs/ERNAs bzw. verwandter sRNAs oder Antisense-Verfahren mit der Anwendung einer oder mehrerer eASO, deren Sequenzen von esiRNAs/ERNAs abgeleitet wurden. Aktive esiRNAs/ERNAs bzw. davon abgeleitete andere sRNAs bzw. eASO (in der Summe eNAs genannt) sollen eine verlässlich hohe, effektive antipathogene Wirksamkeit haben und in eingesetzten Kombinationen gegen verschiedene target-RNAs oder verschiedene Bereiche (target-sites) von target-RNAs gerichtet sein, um auch stark veränderliche (variable) Pathogene verlässlich bekämpfen zu können. In einem weiteren Aspekt betrifft die Erfindung RNAi-Verfahren mit edsRNAs, einer erfindungsgemäß völlig neu konzipierten Form von dsRNAs, die die Nukleotidsequenzen von esiRNAs/ERNAs oder davon abgeleiteten sRNAs enthalten und die im Verlauf des RNA silencing/RNAi-Prozesses in diese esiRNAs/ERNAs bzw. sRNAs prozessiert werden. Die Nukleinsäure-basierten Wirkstoffe der Erfindung können gegen Stellvertreter verschiedener Klassen variabler bzw. hochvariabler Pathogene generiert bzw. angewendet werden, die den Wirtsorganismus Pflanze infizieren. Wie ausgeführt, gehören zu den wichtigsten variablen Pflanzenpathogenen Viren, Nematoden und Pilze. Die Erfindung ist besonders vorteilhaft, da die erfindungsgemäßen Nukleinsäure-basierten Wirkstoffe gegen ökonomisch besonders wichtige Vertreter dieser Pathogene generiert bzw. angewendet werden können. Ein Vertreter eines ökonomisch bedeutsamen, hochvariablen Viruspathogens in Pflanze ist das Cucumber mosaic virus (CMV). Ein Vertreter eines ökonomisch bedeutsamen, variablen Nematodenpathogens in Pflanze ist Meloidogyne incognita (M. incognita). Ein Vertreter eines ökonomisch bedeutsamen, variablen Pilzpathogens in Pflanze ist Botrytis cinerea (B. cinerea). Durch die Lösung der Aufgabe der Erfindung wird eine breite Palette wirksamer eNAs bereitgestellt, die als Wirkstoffe im Pflanzenschutz individuell oder in Kombination gegen diese wichtigen Pathogene eingesetzt werden können. Verwendetes „eNA-screen“-Verfahren Zur Identifizierung von eNAs wurde das publizierte bzw. zum Patent angemeldete und hier als „eNA- screen“ beschriebene Verfahren eingesetzt (WO 2019/001602): Es wurde in neuer, standardisierter und stringenter Form erstmals auf die im folgenden benannten target-RNAs von Cucumber Mosaic virus, Meloidogyne incognita und Botrytis cinerea angewendet und führte zur so erstmals möglichen Identifizierung einer Klasse gegen diese Pathogene im RNA silencing wirksamer eNAs, d.h. esiRNAs/ERNAs und davon abgeleiteten sRNAs, eASOs und edsRNAs (siehe folgende Beschreibung). Das eNA-screen-Verfahren erfolgt in drei Schritten. (i) Eine target-RNA, dies kann eine genomische RNA, eine mRNA oder eine dsRNA sein, wird einem zytoplasmatischen Extrakt aus Pflanzenzellen (Nicotiana tabacum BY-2 Zellen), dem sog. „BYL“, ausgesetzt (L steht dabei für „Lysat“). Die im Extrakt präsenten (endogenen) DCLs erzeugen aus der target-RNA einen siRNA-pool, der als Hauptprodukte u.a. 21, 22, 23 und 24 nt siRNAs enthält. Der siRNA-pool wird in seiner Gesamtheit durch RNA-Sequenzierung der nächsten Generation (NGS, RNA- Seq) erfasst. (ii) In den Extrakten werden RISC mit dem in (i) entstandenen siRNA-Pool und mit einem AGO-Protein nach Wahl rekonstituiert. Das AGO-Protein wird dazu in dem Extrakt von einer zugesetzten mRNA in vitro translatiert. Die gebildeten AGO/RISC werden immunpräzipitiert, und die durch Bindung an AGO angereicherten siRNA-Stränge werden wiederum durch RNA-Seq identifiziert. Die RNA-Seq-Daten aus Schritt (i) werden dabei zum Abgleich herangezogen, um eine Anreicherung in dem betreffenden AGO/RISC zu definieren. (iii) Aus den in (ii) erfassten siRNAs werden schließlich mit weiteren in vitro Assays, in denen mit den jeweils verwendeten AGO/RISC auf endonukleoytische Spaltung (slicing) getestet wird (im Folgenden und in den Figuren „Slicer-Assay“ genannt), diejenigen zuvor in den betreffenden AGO/RISC angereicherten siRNAs identifiziert, die ein effizientes slicing der target-RNA induzieren. Wie bereits ausgeführt, werden dabei solche siRNAs als esiRNAs/ERNAs definiert, wenn diese in einem standardisierten und stringtent durchgeführten in vitro Slicer-Assay mit entsprechendem AGO/RISC die Hydrolyse von 25% oder mehr der in dem jeweiligen Assay eingesetzten Quantität an target-RNA induzieren. Weitere Validierungsschritte testen dann die Wirksamkeit der jeweiligen esiRNAs/ERNAs in vivo. Hier kommen an die jeweiligen adressierten target-Pathogene angepasste, unterschiedliche Methoden zum Einsatz. Von derart identifizierten esiRNAs/ERNAs werden von der Nukleotidsequenzabfolge analog aufgebaute andere sRNAs und eASO abgeleitet. Diese können ebenfalls in Slicer-Assays in BYL getestet werden. Bei eASO sind die aktiven Komponenten dabei RNAase H Enzyme (siehe z.B. WO 2022/200407). Adressierte target-Organismen Das pflanzenpathogene Cucumber mosaic virus (CMV) CMV, das Typ-bestimmende Virus der Gattung Cucumovirus (Familie Bromoviridae), ist ein Pflanzenpathogen mit großer ökonomischer Bedeutung (Scholthof et al., 2011; Rybicki, 2015; Gallitelli, 2000). CMV hat ein tripartit-segmentiertes, einzelsträngiges (ss) positiv (+)-Strang RNA-Genom. Die drei genomischen RNAs 1 (3,3 kb), 2 (3,0 kb) und 3 (2,2 kb), die in drei verschiedenen Viruskapsiden verpackt werden und nur gemeinsam eine Infektion auslösen, weisen am 5’-Ende ein cap und am 3’- Ende eine tRNA-ähnliche Struktur auf. Aufgrund der Segmentierung des Genoms ist das CMV ein reassortierendes Virus mit der damit verbundenen hohen Mutationsrate: d.h. neben antigenic drift, bedingt durch die virale RdRP, zeigt das Virus antigenic shifts. Nach dem Eintritt in die Wirtszelle agieren die drei genomischen RNAs aufgrund ihrer (+)-Orientierung als mRNAs ((+) heißt sense- Orientierung wie eine mRNA). RNA 1 und RNA 2 kodieren jeweils für die Proteine „1a“ (111 kDa) und „2a“ (97 kDa). Das 2a-Protein ist die RdRp; zusammen mit 1a bildet sie die virale Komponente der Replikase, welche die Genomreplikation und die Transkription subgenomischer (sg) RNAs katalysiert. Während des (hier nicht detailliert beschriebenen) RNA-Replikationsprozesses werden durch die Replikase komplementäre (-)RNA-Kopien der viralen RNAs transkribiert. Diese dienen dann sowohl als template zur Synthese neuer (+)RNA-Moleküle, als auch als template für die Synthese von subgenomischen sgRNAs. Eine sgRNA, sgRNA 4 (1,1 kb), wird von der bei der Replikation entstehenden (-)RNA-Kopie der RNA 3 transkribiert und wird auch mit dieser zusammen in ein Kapsid verpackt. RNA 3 kodiert selbst für das 30 kDa „movement protein 3a“; die sgRNA 4 für das 24 kDa große „Kapsidprotein CP“. 3a und CP sind während des Infektionsprozesses sowohl für die Zell-zu-Zell- als auch für die systemische Bewegung des Virus durch die Pflanze essenziell. Von der (-)RNA-Kopie der RNA 2 wird eine weitere subgenomische RNA, sgRNA 4A (0,7 kb), transkribiert. Diese kodiert für einen viralen Suppressor des RNA silencing (VSR), „2b“ (15 kDa). Das 2b interferiert mit dem RNA silencing/RNAi-Prozess, u.a. durch Sequestrierung (hochaffine Bindung) dabei generierter siRNAs. Alle fünf Genprodukte beeinflussen in einer wirtsspezifischen Weise die Ausbreitung des Virus in der Pflanze und somit auch die Virulenz. Bei Infektionen können im Zuge der viralen RNA-Replikation zusätzlich Satelliten-RNAs entstehen, deren Präsenz die Pathogenese maßgeblich beeinflussen kann (Gallitelli, 2000; Garcia-Arenal et al., 2008; Jaquemond, 2012; Roossinck et al., 2001; Roossinck et al., 2002, Palukaitis, 2016; Nouri et al., 2014; Mochizuki und Ohki 2012). CMV-Stämme werden grob in zwei Untergruppen, 1(I) und 2 (II), unterschieden, wobei die Stämme der Untergruppe I nochmals in zwei (A und B) Untergruppen unterteilt werden (siehe auch unten und Figur 7). Während innerhalb einer Untergruppe die Sequenzähnlichkeiten groß sind (Untergruppe I: > 88 %; Untergruppe II: > 96 %), betragen sie zwischen den Untergruppen nur 70-75%. CMV-Stämme der Untergruppe IA und II sind weltweit verbreitet; die der Untergruppe IB kommen hauptsächlich in Ostasien vor (Garcia-Arenal et al., 2008; Jaquemond, 2012; Nouri et al., 2014; Mochizuki und Ohki 2012). Der serologische Differenzierungsindex (SDI) zwischen den CMV-Untergruppen liegt bei etwa 1 – 2. Diese unterscheiden sich mit je einem SDI von 6 – 7 von den anderen Cucumoviren PSV (Peanut stunt virus) und TAV (Tomato aspermy virus). Wie andere segmentierte RNA-Viren hat CMV eine hohe Variabilität. Diese wird bedingt durch die Akkumulation von Mutationen durch antigenic drift und shift- Prozesse (Scholthof et al., 2011; Rybicki, 2015; Gallitelli, 2000). Im Gegensatz zu anderen Mitgliedern der Familie Bromoviridae haben CMV-Stämme ein sehr breites, kollektives Wirtsspektrum und infizieren mehr als 1200 Pflanzenarten in über 100 Familien von Mono- als auch Eu-/Dikotyledonen. Darunter sind wichtige Obst-, Gemüse- und Zierpflanzen wie Fabaceae, Cucurbitaceae, Convolvulaceae und Solanaceae. CMV ist damit das Pflanzenvirus, welches das größte Wirtsspektrum hat und wichtige Kulturpflanzen wie Bohne, Rübe, Karotte, Sellerie, Salat, Paprika, Melone, Kürbis, Tomate und Spinat gleichsam befällt (Scholthof et al., 2011; Garcia-Arenal et al., 2008; Jaquemond, 2012; Mochizuki und Ohki 2012). CMV-Infektionen verursachen u.a. schwere systemische Mosaiksymptome, Blattdeformation, systemische Nekrose, Chlorose, Zwergwuchs und Fruchtläsionen (Garcia-Arenal et al., 2008; Jaquemond, 2012; Holeva et al., 2021). Das CMV kann dabei in Nachtschattengewächsen synergistisch mit Potyviren, Tobamoviren und Potato virus X (PVX) interagieren sowie mit Potyviren in Cucurbit-Wirten (Scholthof et al., 2011; Gallitelli, 2000; Jaquemond, 2012). CMV-Partikel werden von mehr als 80 Blattlausarten (Aphiden) in 33 Gattungen auf nicht persistente „stylet-borne“-Weise übertragen. Zudem können, je nach Pflanzenspezies, Übertragungen durch infizierte Samen erfolgen (Jaquemond, 2012; Ali und Kobayashi, 2010; O’Keefe et al., 2007). Weiterhin gibt es Indikationen, dass das Virus die Wintermonate in Saatgut überdauern kann, das dann eine bedeutende Quelle für Primärinfektionen zu Beginn der Vegetationsperiode ist. Aufgrund des großen Wirtspflanzenkreises, der weltweiten Verbreitung und der nicht persistenten Übertragbarkeit durch zahlreiche Aphiden wird CMV zu den Pflanzenviren mit größter ökonomischer Bedeutung bzw. zu den wichtigsten Viren einjähriger Kulturen weltweit gezählt (Scholthof et al., 2011; Rybicki, 2015). Die Ernteverluste variieren von Jahr zu Jahr an verschiedenen Standorten und sind, insbesondere bei Mischinfektionen, schwer zu quantifizieren. Einen Einblick geben Schätzungen aus den 1990er und 2000er Jahren, die z.B. in China bei einer Tomatenernte von 25 %-50 %, oder in Spanien bei einer Melonenernte oder einer Paprikaernte von 60 % bzw.80 % ausgehen. Bei Auftreten einer nekrogenen Satelliten-RNA mit bestimmten CMV-Stämmen wurden in Spanien und Italien in 70 % der Anbaugebiete Verluste von 80%-100 % der Tomatenpflanzen verzeichnet (Gallitelli, 2000). Bemerkenswerterweise werden jedes Jahr weitere Wirte von CMV und neue CMV-induzierte Pflanzenkrankheiten beschrieben. So ist abzusehen, dass aufgrund des Klimawandels eine erhöhte Aphidenaktivität in den nördlichen gemäßigten Regionen zu weiteren Epidemien führen wird (Scholthof et al., 2011; Nicaise, 2014). CMV gewinnt aber auch in tropischen und subtropischen Regionen zunehmend an Bedeutung, insbesondere dort, wo Mischkulturen angebaut werden. Bekämpfungsmaßnahmen, die allein auf Pestizideinsatz gegen Aphiden beruhen, sind nicht sehr wirksam (Gallitelli, 2000). Aber auch Ansätze, in denen transgene Pflanzen oder RNA-basierte Ansätze zur Pflanzenprotektion eingesetzt wurden, waren bisher, meist aufgrund der hohen Veränderlichkeit des Virus, nicht sehr erfolgreich (Nicaise, 2014). Zusammenfassung der Erfindung Zur Lösung der Aufgabe konnten im Rahmen der Erfindung mit dem eRNA-screen-Verfahren esiRNAs/ERNAs gegen verschiedene genomische CMV-RNAs charakterisiert werden, die zuverlässig eine hohe antivirale Wirksamkeit haben. Neben einer generell hohen antiviralen Wirksamkeit gegen die kognaten target-RNAs sollten diese esiRNAs/ERNAs bzw. Varianten dieser esiRNAs/ERNAs auch antiviral wirksam gegen verschiedene CMV Varianten sein. Darüber hinaus wurden für HIGS- und/oder SIGS-Verfahren bevorzugt eingesetzte dsRNAs, sog. „edsRNAs“ generiert, aus denen im Zuge des RNA silencing/RNAi-Prozesses signifikante Quantitäten esiRNAs/ERNAs erzeugt werden und die dementsprechend ebenfalls verlässlich und effizient antiviral wirken. Von den so charakterisierten esiRNAs/ERNAs konnten auch andere sRNAs bzw. eASO abgeleitet werden, die ebenso in RNA silencing/RNAi-Verfahren bzw. in RNA silencing/Antisense-Verfahren gegen CMV einsetzbar sind. Der pflanzenpathogene Nematode Meloidogyne incognita Nematoden (Fadenwürmer) sind evolutionär die ältesten vielzelligen Würmer. In den zahlreichen, feuchten Lebensräumen, in denen sie vertreten sind, stellen sie oft, sowohl hinsichtlich der Individuenanzahl als auch der Artenvielfalt, die größte Gruppe in der Metazoenfauna (Wikipedia). Sie sind sehr einfach strukturiert: Ihr Körper ist ohne Gliedmaßen, zylindrisch langgestreckt und glatt und von einer elastischen Kutikula umgeben. Die Kutikula wird von einer Epidermiszellschicht abgesondert und bildet das Exoskelett der Nematoden (Bird und Bird, 1991a). Die Kutikula ist durchlässig für Ionen und Wasser und reguliert den hydrostatischen Druck des Nematodenkörpers. Die meisten Nematoden durchlaufen während ihrer Entwicklung vier Häutungen vom juvenilen Stadium (Stadien J1 bis J4) bis zum Erreichen des adulten Stadiums. Dabei wird die Kutikula entweder vollständig abgestoßen oder, wie im Falle von Meloidogyne, teilweise absorbiert (Perry und Moens, 2011). Unter der Epidermis sind Muskeln in Längsrichtung entlang der Innenseite des Körpers ausgerichtet, die durch zwei ebenfalls längsseitig verlaufende und durch Nervenringe verbundene Nerven auf Rücken- und Bauchseite aktiviert werden (Bird und Bird, 1991b). Der Kopf des Wurms hat einige Sinnesorgane und einen „Mund“, der in einen muskulösen Pharynx (Schlund) mündet. Letzterer dient als Pumpe, um Nahrung in den anschließenden Darm zu ziehen. Der Darm mündet in eine lange, einfache Darmhöhle ohne Muskeln und schließlich einen Anus nahe der Körperspitze. Es gibt kein Gefäßsystem für die Verteilung der verdauten Nahrung und kein Atmungssystem für die Aufnahme oder Verteilung von Sauerstoff. Stattdessen werden Nährstoffe und Abfallstoffe in der pseudo-celomischen Körperhöhle verteilt, deren Inhalt durch einen Ausscheidungskanal entlang jeder Seite des Körpers reguliert wird (Bird und Bird, 1991c). Eine Nematodenuntergruppe sind pflanzenparasitäre Nematoden (PPN). PPN infizieren viele Pflanzenarten und verursachen weltweit enorme Ernteeinbußen (Blok et al., 2008). Trotz sehr unterschiedlicher Lebensweisen und Ernährungsstrategien haben alle PPN einen hohlen, vorstehenden Stachel, der dazu dient, die Wand von Pflanzenzellen zu durchstoßen und um Sekrete und/oder enzymatisch aktive Proteine zu injizieren, die die Infektion und die Aufnahme von Nährstoffen erleichtern. Produziert werden die Sekrete bzw. Proteine durch drei Ösophagus- „Speicheldrüsen“, die Kutikula und chemosensorische Organe (Perry, 1996; Semblat et al., 2001; Curtis, 2007). Von den PPN verursachen die sog. „sesshaften Endoparasiten“ die größten wirtschaftlichen Schäden. Zu diesen gehören die Wurzelknotennematoden (RKNs), von denen die Meloidogyne-Arten und hier Meloidogyne incognita die bedeutendsten Pflanzenpathogene (Trudgill und Blok, 2001) sind, mit geschätzten verursachten Ernteverlusten von ca. 10 Milliarden Euro pro Jahr weltweit. RKN sind insbesondere in den gemäßigten und tropischen Regionen der Welt zu finden (Blok et al., 2008; Abad und Williamson, 2010). Sie infizieren tausende von Pflanzenarten, darunter praktisch alle Kulturpflanzen, und sie verursachen typische Wurzelverformungen (Gallen), die zu schwachen und ertragsarmen Pflanzen führen. Der Lebenszyklus von RKNs erstreckt sich über 3-10 Wochen, je nach Nematodenart und Umweltbedingungen. Die wurmförmigen Jungtiere des zweiten Stadiums (J2) schlüpfen aus den Eiern in den Boden, um die Wurzeln des Wirts zu infizieren. In der präparasitären Phase dringen die J2 meist hinter den Wurzelspitzen in das Wurzelgewebe ein, indem sie mit ihrem Stilett die Wurzelzellen physisch durchstechen. Gleichzeitig setzen sie zellwandverändernde Enzyme frei, die eine weitere Wanderung in das Wurzelgewebe und zwischen den Zellen zur Wurzelspitze ermöglichen. Von dort wandern sie in den Gefäßzylinder der Pflanze (Perry und Moens, 2011) und induzieren die Bildung spezialisierter Fraßstellen in Form sogenannter Riesenzellen (GCs). GCs sind hypertrophiert und vielkernig. Sie entstehen durch wiederholte Kernteilungen und Zellwachstum in Abwesenheit von Zellteilung (Jones und Payne, 1978; Caillaud et al., 2008) und sind die einzige Nährstoffquelle der Nematoden. Dieser durchsticht die Zellen, um Zugang zum Zytoplasma zu erhalten, gleichzeitig wird durch Sekrete der hydrostatische Druck der Zellen so verändert, dass eine einfache Aufnahme von Nährstoffen möglich ist (Abad und Williamson, 2010). Die Teilungen der den Nematoden umgebenden Gefäßzellen und der Fresszellen führen zur Bildung einer typischen Galle. Nach Einrichtung der Fraßstellen werden die J2 sesshaft und wachsen dann durch drei weitere Häutungen (parasitische J3 und J4) zu adulten Weibchen oder Männchen heran. Die Weibchen sind sesshaft, während die Männchen wieder mobil werden und aus der Wurzel in den Boden wandern. Mitotische Parthenogenese ist der Fortpflanzungsmodus der RKN (Castagnone-Sereno et al., 2013); das Geschlecht wird durch die Umweltbedingungen bestimmt; bei schlechten Ernährungsbedingungen nimmt die Zahl der Männchen zu (Papadopoulou und Triantaphyllou, 1982). Am Ende ihrer Entwicklung werden die weiblichen RKN birnenförmig. Sie produzieren in einer schützenden, gallertartigen Matrix hunderte bis tausende von Eiern an der Außenfläche der Wurzel, die direkt in die Rhizosphäre abgegeben werden. Im Ei häuten sich die Jungtiere des ersten Stadiums nach der Embryogenese zu J2, die dann schlüpfen, um den Lebenszyklus unter günstigen Bedingungen in einem geeigneten Wirt fortzusetzen (Hussey und Mims, 1991; Chitwood und Perry, 2009; Curtis et al., 2009). Lange Zeit wurden verschiedenste Chemikalien wie Methylbromide und Carbamate als Nematizide eingesetzt. Die meisten sind inzwischen jedoch aufgrund der mit ihrer Verwendung verbundenen potenziellen Umweltrisiken und Gesundheitsrisiken für Konsumenten verboten. Eine alternative Methode zur PPN-Bekämpfung ist die Fruchtfolge, bei der Nematoden-resistente Pflanzen in verschiedenen Saisons nacheinander angebaut werden. Diese Praxis hat jedoch Grenzen: So haben einige Nematoden wie Meloidogyne ein derart breites Wirtsspektrum, dass es schwierig ist, geeignete Kulturen auszuwählen, um den Befallszyklus zu unterbrechen. Bei der biologischen Bekämpfung von PPN werden ein oder mehrere Organismen wie nematophage Pilz- oder Bakterienarten eingesetzt. Diese werden in den Boden eingebracht, wo sie die Nematoden angreifen, ohne das Pflanzenwachstum zu beeinträchtigen (Evans et al., 1993). Derartige „Nematodenprädatoren“ sind jedoch schwer in großem Maßstab zu handhaben. Zudem beeinflussen Umweltfaktoren wie Bodenbeschaffenheit, Feuchtigkeit, Temperatur und pH-Wert das Überleben von Biokontrollmitteln signifikant (Chen und Dickson, 2004; Stirling, 2014), was ihren Einsatz nicht erleichtert. Für Nematoden wie Caenorhabditis elegans (C. elegans), aber auch Meloidogyne incognita (M. incognita), ist beschrieben, dass sie siRNAs und auch dsRNAs über den oben beschriebenen Aufnahmemechanismus von Nährstoffen aufnehmen, und dass siRNAs dann auch im Körper der Tiere durch Aufnahme in Zellen im RNA silencing/RNAi-System des Wurmes aktiv werden können, z.B. in nematizider Weise durch Inaktivierung von mRNAs essenzieller Proteine (Arguel et al., 2012; Bakhetia et al., 2005; Banakar et al., 2020; Chaudhary et al., 2019; Dalzell et al., 2010a; Dalzell et al., 2010b; Danchin et al., 2013; Dong et al., 2014; Dong et al., 2016; Dutta et al., 2015; Huang et al., 2006; Iqbal et al., 2020; Niu et al., 2012; Papolu et al., 2013; Shivakumara et al., 2016). Zusammenfassung der Erfindung Analog wie oben für CMV beschrieben wurden esiRNAs/ERNAs und edsRNAs charakterisiert, die zuverlässig eine hohe nematizide Wirksamkeit gegen verschiedene Varianten von M. incognita haben. Von den so charakterisierten esiRNAs/ERNAs konnten auch andere sRNAs bzw. eASO abgeleitet werden, die ebenso in RNA silencing/RNAi-Verfahren bzw. in RNA silencing/Antisense- Verfahren gegen M. incognita einsetzbar sind. Der pflanzenpathogene Pilz Botrytis cinerea Botrytis cinerea (Teleomorph: Botryotinia fuckeliana), der Hauptverursacher der Grauschimmelkrankheit, ist ein aggressiver nekrotropher Pilzerreger, der eine große Anzahl von Pflanzenarten (mehr als 200 Arten) infizieren kann (Elad, 1997; van Kan, 2006; Choquer et al., 2007; Williamson et al, 2007; Nakajima & Akutsu, 2014). B. cinera sekretiert dabei unspezifische Phytotoxine, die Zellen eines breiten Spektrums von Pflanzen abtöten (Pinedo et al., 2008). Die verursachten wirtschaftlichen Schäden, weltweit 10 - 100 Milliarden US-Dollar per annum, mit bis zu 40% Verlusten bei Gewächshaus- und Feldkulturen, wenn keine chemischen Bekämpfungsmittel eingesetzt werden, machen B. cinerea zu einem der 10 wichtigsten pflanzlichen Pilzpathogene (Dean et al., 2012; Pedras et al., 2011; Villa Rojas et al., 2012). Der Einsatz chemischer Fungizide führt zu erheblichen Umweltbelastungen (Malhat et al., 2015; Oliveira et al., 2015; Tomenson und Matthews, 2009) und wird durch die ernährungsphysiologische Vielseitigkeit von B. cinerea limitiert. Zudem wurden mehrere Fälle von Fungizidresistenzen bei B. cinerea gemeldet (Leroux, 2007). Taxonomisch gehört B. cinerea zum Phylum Ascomycota in der Klasse der Leotiomycetes und der Familie der Sclerotiniaceae (Garfinkel, 2021). Zwei Gruppen, I und II, wurden als phylogenetische Arten vorgeschlagen. Die Stämme der Gruppe I (auch „Botrytis pseudocinerea“ genannt) und der Gruppe II („B. cinerea sensu stricto“) unterscheiden sich in ihrer Ökologie und ihrem Resistenzmuster gegenüber Fungiziden (Fournier et al., 2003, 2005). Das Genom zweier Stämme (B05.10 und T4) wurde komplett sequenziert (Choquer et al., 2007). Im Gegensatz zu vielen anderen Pflanzenpathogenen tritt B. cinerea das ganze Jahr über und unter unterschiedlichsten Umweltbedingungen auf (Nair et al., 1995). Der Infektions-/Ernährungsprozess von B. cinerea wird in der Regel durch die folgenden Phasen beschrieben: Konidien, die auf Sklerotien infizierter Pflanzen oder Pflanzenresten produziert werden, heften auf der Oberfläche eines neuen Wirtes und bilden einen Keimschlauch. Dieser entwickelt sich zu einem Appressorium, das das Eindringen in die Wirtsoberfläche erleichtert. Um die Kutikula-Barriere des Wirtes zu überwinden, sondert B. cinerea zudem zellwandabbauende Enzyme (CWDEs) ab. Vor Eindringen der Infektionshyphen sterben Epidermis- und Mesophyllzellen ab. Eine Reihe von Metaboliten und Proteinen, die vom Pilz abgesondert werden, induzieren Symptome des programmierten Zelltods (PCD) bzw. verursachen nachweislich den Zelltod (Choquer et al., 2007; Nakajima und Akutsu, 2014). Zur Kontrolle von B. cinerea wurde bereits HIGS eingesetzt. Basis für Hinweise auf Pathogenitäts- bzw. Virulenzgene wurden durch knock-out-Mutanten erhalten (Nakajima und Akutsu, 2014). So konnten u.a. auch potenzielle target-Gene ermittelt werden, die zum Teil im weiter unten beschriebenen Anwendungsbeispiel verwendet werden (ten Have et al., 1998; Li et al., 2019; Liu et al., 2018; Nerva et al., 2020; Qiao et al., 2021; Schumacher et al., 2008; Segmüller et al., 2008; Soulie‘ et al., 2006; Ren et al., 2018; Yang et al., 2013; Zheng et al., 2000). Neben HIGS wurden auch bereits topical/transient applications von dsRNA als alternativer Ansatz in Betracht gezogen (Wang et al., 2016; Weiberg et al., 2013), und einige Studien zeigten auch eine gewisse Wirkung bei verschiedenen Pilzen (McLoughlin et al., 2018; Gebremichael et al., 2021). Derzeitiger Stand der Wissenschaft ist, dass die Erfolgsrate dieser Methode stark vom Potenzial des Pilzes abhängt externe RNA aufzunehmen (Qiao et al., 2021). Zusammenfassung der Erfindung Analog wie oben für CMV und M. incognita beschrieben wurden esiRNAs/ERNAs und edsRNAs charakterisiert, die zuverlässig eine hohe fungizide Wirksamkeit gegen verschiedene Varianten von B. cinerea haben. Von den so charakterisierten esiRNAs/ERNAs konnten auch andere sRNAs bzw. eASO abgeleitet werden, die ebenso in RNA silencing/RNAi-Verfahren bzw. in RNA silencing/Antisense-Verfahren gegen M. incognita einsetzbar sind. Detaillierte Beschreibung der Erfindung Die Aufgabe der Erfindung wird gelöst durch eine Nukleinsäure zum Schutz von Pflanzen vor den Pflanzenpathogenen Cucumber mosaic virus, Meloidogyne incognita und Botrytis cinerea, wobei a. die Nukleinsäure eine small interferring RNA (siRNA) aus komplett oder teilweise komplementären Nukleinsäuren ist, die aus 21,22, 23 oder 24 Basenpaaren besteht und zwei Einzelstrang-RNAs, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, enthält, wobei der guide strand und der passenger strand aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 1-4, 6-11, 14-17, 21-25, 27-30, 32-37, 40-43, 47-51, 53, 55-66, 69-70, 73, 75-86, 89-90, 93-120, 124, 126-132, 134-138, 140-150, 154, 156-162, 164- 168 and 170-180 ausgewählt sind; oder b. die Nukleinsäure eine siRNA gemäß der Gruppe a. ist, wobei mindestens eine der Einzelstrang-RNAs, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, Veränderungen an 1 bis 7 Positionen der Nukleotidsequenz aufweist; oder c. die Nukleinsäure eine small RNA (sRNA) ist, die ausgewählt ist aus einer siRNA und einer micro RNA (miRNA), wobei deren RNA-Doppelstrang aus komplementären oder teilweise komplementären Nukleinsäuren der Gruppe a. und/oder Gruppe b. besteht; oder d. die Nukleinsäure eine Doppelstrang-RNA ist, die Nukleotidsequenzen von mindestens zwei siRNAs oder sRNAs der Gruppen a, b oder c. enthält; oder e. die Nukleinsäure eine Einzelstrang-DNA ist, die aus 12 bis 25 Nukleotiden besteht und die eine Sequenz von 12 oder mehr Nukleotiden enthält, die homolog sind (Deoxyribonukleotide statt Ribonukleotide) zu einer der Nukleotidsequenzen der Einzelstrang-RNAs, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand der Gruppen a. oder b.; oder f. die Nukleinsäure eine Einzelstrang-DNA gemäß der Gruppe e. ist, die Veränderungen an 1 bis 7 Positionen der Nukleotidsequenz aufweist; wobei die Nukleinsäure zum Schutz von Pflanzenpathogenen bereitgestellt wird mit einem Verfahren zur gezielten Identifizierung von effektiv wirksame small interfering RNAs (esiRNAs/ERNAs) und davon abgeleiteten sRNAs, sowie eASO (effektiv wirksame antisense DNA oligonucleotides) unterschiedlicher Länge, in der Summe als effective Nucleic Acids (eNAs) bezeichnet, umfassend die Schritte (i) eine RNA, die als target für RNA silencing (RNAi) ausgewählt wurde, durch in vitro Transkription hergestellt und in zytoplasmatischen Extrakten von Pflanzenzellen durch die endogenen Dicer- like proteins (DCL) zu small interfering RNAs (siRNAs) umgesetzt wird; (ii) wobei aus der eingesetzten RNA ein DCL-generierter siRNA pool gebildet und die in diesem pool enthaltenen siRNAs durch RNA-seq-Analyse ermittelt werden; (iii) dem zytoplasmatischen Pflanzenzellextrakt eine über in vitro Transkription synthetisierte messenger RNA (mRNA) eines Argonaute (AGO)-Proteins zugefügt wird, wobei die mRNA so aufgebaut ist, dass sie für das betreffende AGO-Protein mit einem tag kodiert; (iv) über in vitro Translation AGO-Proteinmoleküle gebildet werden, welche RNA-induced silencing complexes (RISC) Komplexe mit den vorliegenden DCL-generierten siRNAs bilden; (v) über den tag siRNA-beladene AGO/RISC aus dem BYL immunopräzipitiert und die gebundenen siRNA guide-strands durch RNA-seq-Analyse ermittelt; (vi) über den Abgleich der RNA-seq-Daten mit denen aus Schritt (ii) solche siRNAs ermittelt werden, die in AGO/RISC angereichert sind; (vii)anschließend synthetisch hergestellt und in einem Slicer-Assay mit markierter target-RNA auf ihre Funktionalität getestet und (viii) auf diese Weise esiRNAs/ERNAs identifiziert und davon abgeleitete sRNAs, sowie eASO, in der Summe als eNAs bezeichnet, ermittelt werden; dadurch gekennzeichnet, dass I. zur Bildung der RISC in Schritt (vii) in einer Reaktionslösung enthaltend 50% (v/v) BYL, 0,5 pmol der mRNA des zu verwendenden AGO-Proteins in Gegenwart von 10-100 nM der synthetischen zu charakterisierenden siRNA sowie einem 10-fachen Überschuss (0,1-1 µM) einer Kompetitor-siRNA (z.B. siR gf698: guide- und passenger-strand ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus SEQ ID NO: 205, 206, 207, and 208; Iki et al., 2010) translatiert wird; II. nach einer Inkubationszeit von 2,5 h bei 25 °C pro Ansatz in Schritt I. 3,4 pmol einer unspezifischen mRNA (z.B. kodierend für das Firefly-Luciferase Protein, SEQ ID NO: 209; Schuck et al., 2013) als weitere Kompetitor-RNA sowie 10 fmol der target-RNA, wobei die target-RNA markiert ist, zugegeben und die Reaktionsansätze erneut für 15 min bei 25 °C inkubiert werden; III. während der Inkubation in Schritt II. die Spaltung der target-RNA durch die gebildeten AGO/RISC erfolgt; IV. nach Gelelektrophorese der extrahierten RNA die Quantifizierung der im Vergleich zu einer Kontrollreaktion (ohne siRNA durchgeführt) verbliebenen Quantität an target-RNA bzw. der entstandenen Spaltprodukte über Messung der Bandenintensitäten (ImageQuantTL oder ImageJ) erfolgt; V. die Klassifizierung als esiRNA/ERNAs anhand der so gemessenen Spaltungsaktivität (slicer- Aktivität) des jeweils mit dieser siRNA gebildeten RISC auf der target-RNA erfolgt, VI. esiRNA/ERNA selektiert werden, die mindestens 25% oder mehr der in dem Verfahrensschritt II. ursprünglich eingesetzten Quantität der target-RNA endonukleolytisch zu Spaltprodukten umsetzen; und VII. optional andere sRNAs und eASO von der Sequenz so identifizierter esiRNAs/ERNAs abgeleitet werden. BYL in Schritt I. weist vorzugsweise eine definierte Proteinquantität und Translationsaktivität auf: Die Proteinquantität wird über klassischen Bradford-Assay (Wikipedia) bestimmt und soll 7-12 mg/ml Extrakt betragen (Gursinsky et al., 2009). Die Translationsaktivität wird unter Translationsbedingungen mit 85 fmol der mRNA der Firefly-Luciferase bestimmt: Die messbare Aktivität der unter diesen Bedingungen translatierten Luciferase sollte im Bereich von mindestens 106 RLU (relative light units) eines umgesetzten Substrates (z.B. Luciferol; Wikipedia) liegen (Gursinsky et al., 2009; Schuck et al., 2013; Gago-Zachert et al., 2019). Die eingesetzte Quantität der zu testenden siRNA in Schritt I. wird vorzugsweise auf die Aktivität des jeweiligen AGO-Proteins mit der siRNA siR gf698 (guide- und passenger-strand ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus SEQ ID NO: 205, 206, 207, and 208) auf deren mRNA target, kodierend für das GFP (green fluorescent protein), eingestellt: Die mit siR gf698 und dem GFP mRNA target im Slicer- Assay messbare Spaltungsaktivität beträgt in der Regel 90%: D.h.90% der eingesetzten Quantität an target-RNA werden zu Spaltprodukten umgesetzt. Die target-RNA in Schritt II. kann mit allen dem Fachmann bekannten Mitteln markiert sein. Beispielsweise kann die target-RNA einen Fluoreszensmarker aufweisen oder radioaktiv markiert sein. Vorzugsweise ist die target-RNA in Schritt II. radioaktiv markiert. esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 25 % in vitro aufweisen (Schritt VI.), zeigen in vivo eine eindeutig messbare antipathogene Wirkung im Vergleich zu Kontroll-siRNAs (siehe Ausführungsbeispiele unten und Tabellen 1, 2 und 7). Die Erfindung stellt somit in vorteilhafter Weise eNAs (effective Nucleic Acids) bereit, die in RNA silencing/RNAi- bzw. RNA silencing/Antisense- Verfahren als Wirkstoffe gegen verschiedene variable Pflanzenpathogene eingesetzt werden können. esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 25 % oder mehr in vitro aufweisen, sind z.B. siRNAs der Gruppe a., die aus 21, 22, 23 oder 24 Nukleotiden bestehen und zwei Nukleinsäuren, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, enthalten, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 1-4, 6-11, 14-17, 21-25, 27-30, 32-37, 40-43, 47- 51, 53, 55-66, 69-70, 73, 75-86, 89-90, 93-120, 124, 126-132, 134-138, 140-150, 154, 156-162, 164-168 and 170-180 ausgewählt sind. Bevorzugt gemäß der Erfindung sind esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 50 % oder mehr in vitro aufweisen. esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 50 % oder mehr in vitro aufweisen, sind z.B. siRNAs der Gruppe a., die aus 21, 22, 23 oder 24 Nukleotiden bestehen und zwei Nukleinsäuren, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, enthalten, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 1, 2, 4, 6-11, 14- 17, 21-25, 27, 28, 30, 32-37, 40-42, 47-51, 55-66, 75-86, 93-120, 128-132, 134, 135, 138, 140-150, 158- 162, 164, 165, 168, and 170-180 ausgewählt sind. Mehr bevorzugt gemäß der Erfindung sind esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 75 % oder mehr in vitro aufweisen. esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 75 % oder mehr in vitro aufweisen, sind z.B. siRNAs der Gruppe a., die aus 21, 22, 23 oder 24 Nukleotiden bestehen und zwei Nukleinsäuren, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, enthalten, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 2, 4, 6, 8, 10, 11, 14-16, 21, 22, 24, 25, 28, 30, 32, 34, 36, 37, 40-42, 47, 48, 50, 51, 55, 60-63, 65, 69, 75, 80-83, 85, 89, 94-101, 103-106, 108-115, 117-120, 130, 134, 140, 143, 145, 146, 160, 164, 170, 173, 175, and 176 ausgewählt sind. Besonders bevorzugt gemäß der Erfindung sind esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 90 % oder mehr in vitro aufweisen. esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 90 % oder mehr in vitro aufweisen, sind z.B. siRNAs der Gruppe a., die aus 21, 22, 23 oder 24 Nukleotiden bestehen und zwei Nukleinsäuren, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, enthalten, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 4, 6, 10, 11, 14-16, 21, 22, 24, 30, 32, 37, 40-42, 47, 48, 50, 61, 81, 96, 97, 99, 101, 104-106, 110, 111, 113, 115, and 118-120 ausgewählt sind. Insbesondere bevorzugt gemäß der Erfindung sind esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 95 % oder mehr in vitro aufweisen. esiRNAs/ERNAs, die eine Spaltungseffizienz von mindestens 95 % oder mehr in vitro aufweisen, sind z.B. siRNAs der Gruppe a., die aus 21, 22, 23 oder 24 Nukleotiden bestehen und zwei Nukleinsäuren, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, enthalten, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 6, 10, 32, 36, 97 and 11. Die Sequenzen der guide strands und der zugehörigen passenger strands sind jeweils in den Tabellen 1, 2, 7 und 8 dargestellt. Die Verfahrensschritte (i) bis (vii) sind in WO2019001602 A1 beschrieben. WO2019001602 A1 wird durch Bezugnahme hierin aufgenommen. Die Verfahrensschritte I. bis VII. sind neu und basieren auf den Ausführungsbeispielen der vorliegenden Anmeldung. Gemäß Gruppe a. ist die Nukleinsäure eine siRNA, die aus 21, 22, 23 oder 24 Nukleotiden besteht und zwei Nukleinsäuren, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, enthält, wobei der guide strand und der passenger strand aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 1-4, 6-11, 14-17, 21-25, 27-30, 32-37, 40-43, 47-51, 53, 55-66, 69-70, 73, 75-86, 89-90, 93- 120, 124, 126-132, 134-138, 140-150, 154, 156-162, 164-168 and 170-180 ausgewählt ist. Die Einzelstrang-Nukleinsäuren mit den den SEQ ID NO: 1-4, 6-11, 14-17, 21-26, 27-30, 32-37, 40-43, 47- 51, 53, 55-66, 69-70, 73, 75-86, 89-90, 93-120, 124, 126-132, 134-138, 140-150, 154, 156-162, 164-168 and 170-180 sind Komponenten (Einzelstrang-Komponenten wie guide strands und passenger strands) der im Rahmen der Erfindung neu identifizierten effektiv wirksamen Nukleinsäuren, die in Form von small RNAs, sRNAs, in RNA silencing/RNAi-Verfahren im Pflanzenschutz als Wirkstoffe gegen verschiedene, variable Pflanzenpathogene eingesetzt werden können. Gemäß Gruppe b. ist die Nukleinsäure der Erfindung eine siRNA, die zwei Einzelstrang-RNAs, ausgewählt aus einem guide strand und einem passenger strand, gemäß Gruppe a. enthält, wobei der guide strand und/oder der passenger strand Veränderungen an 1 bis 7 Positionen der Nukleotidsequenz aufweisen. Die Nukleinsäuren der Gruppe b. stellen somit Varianten der Nukleinsäuren der Gruppe a. dar. „Veränderung“ im Sinne der Erfindung bedeutet „Basenaustausch“, d.h. dass eine Base, die ausgewählt ist aus Adenin (A), Uracil (U), Guanin (G) und Cytosin (C)) durch irgendeine der anderen Basen ausgetauscht sein kann. Solche Basenaustausche können an 1 bis 7 Positionen der Nukleotidsequenz einer Nukleinsäure der Gruppe a. erfolgen. Die Basenaustausche sind vorzugsweise an jeder Position unabhängig voneinander, d.h. jede der 1 bis 7 Positionen der Nukleotidsequenz einer Nukleinsäure der Gruppe a. kann unabhängig voneinander durch irgendeine der anderen Basen ausgetauscht sein. Gemäß Gruppe c. ist die Nukleinsäure der Erfindung eine small RNA (sRNA, wie z.B. eine small interfering RNA, siRNA, oder wie z.B. eine micro RNA, miRNA), deren RNA-Doppelstrang aus komplett komplementären oder teilweise komplementären Nukleinsäuren der Gruppe a. und/oder Gruppe b. besteht. Small interfering RNAs, abgekürzt siRNAs, sind kurze, doppelsträngige, nicht-kodierende Ribonukleinsäure-Moleküle von 20 bis 25 Basenpaaren Länge, die am 5’-Ende phosphoryliert sind und am 3’-Ende einen 2 Nukleotide (nt) langen, einzelsträngigen Überhang (overhang) aufweisen. Wie oben beschrieben, werden siRNAs unter natürlichen Bedingungen in einer Zelle aus doppelsträngigen Bereichen von RNA-Molekülen, in der Regel nicht zelleigener Fremd-RNA, generiert; sie können aber, in synthetischer Form, auch gezielt in RNA silencing/RNAi-Verfahren eingesetzt werden. Bis auf den erwähnten 3’-Überhang sind die beiden konstituierenden Einzelstränge einer siRNA vollständig (heisst über die gesamte Länge der RNA) über komplementäre Basenpaarung (in der Regel Adenin (A) mit Uracil (U) und Guanin (G) mit Cytosin (C)) basengepaart und bilden einen RNA-Duplex. Während des RNA silencing/RNAi-Prozesses assoziiert einer der beiden Einzelstrang-Komponenten der siRNA an komplementäre einzelsträngige Bereiche (target-sites) anderer Ribonukleinsäure-Moleküle, hier target-RNAs genannt. Dies sind überwiegend die kognaten RNAs, aus denen die siRNAs urprünglich generiert wurden. Die Funktion der target-RNAs kann so auf verschiedene Weise unterbunden oder moduliert werden. So kann in Eukaryoten mit siRNAs die Replikation von Pathogenen wie Viren oder die Expression zellulärere Gene auf der post-transkriptionellen Ebene unterdrückt werden. MicroRNAs, abgekürzt miRNAs, sind kurze, nicht-kodierende Ribonukleinsäuren, die in Form von Vorläufermolekülen durch das zelluläre Genom kodiert sind. Nach Transkription und Prozessierung bilden komplementäre Bereiche der aus in der Regel 21 bis 23 nt langen RNA-Strängen bestehenden miRNA über Basenpaarung Doppelstränge aus. Im Gegensatz zu siRNAs können diese doppelsträngigen Bereiche bei miRNAs durch einzelsträngige Bereiche in Form sog. „mismatches“ (betreffend einzelne Nukleotide) und/oder „loops“ und/oder „bulges“ (betreffend mehrere Nukleotide) unterbrochen sein. Wie siRNAs inaktivieren oder modulieren miRNAs über Bindung (Hybridisierung) an komplett oder nicht komplett komplementäre Bereiche einer target-RNA deren Funktion über den RNA silencing/RNAi-Prozess. miRNAs haben entsprechend eine zentrale Funktion in der post-transkriptionellen Regulation der zellulären Genexpression und können, wie siRNAs, auch zur künstlichen Modulation der zellulären Genexpression eingesetzt werden. Wie oben bereits ausgeführt, werden zwei Nukleinsäurestränge als „komplementär“ bezeichnet, wenn deren Nukleotide miteinander basenpaaren können. Ursprünglich definiert wurde die Paarungsregel bei DNA nach der klassischen Paarungsregel der Nukleotidbasen nach Watson und Crick, wo über Wasserstoffbrückenbindungen Adenin (A) aus einem Nukleinsäurestrang mit Thymin (T) aus dem anderen Nukleinsäurestrang und Guanin (G) aus einem Nukleinsäurestrang mit Cytosin (C) aus dem anderen Nukleinsäurestrang interagieren (basenpaaren) können. Dadurch bildet DNA einen Doppelstrang, wobei jeder Strang sozusagen die Negativversion des anderen Stranges ist. RNA-Moleküle können nach einem ähnlichen Muster, d.h. über Wasserstoffbrückenbindungen von Adenin (A) mit Uracil (U) (RNA-Moleküle enthalten kein Thymin, sondern Uracil) und von Guanin (G) mit Cytosin (C), aber auch über andere, hier nicht ausgeführte Basenpaarungen, Doppelstränge ausbilden. Diese Doppelstränge können intermolekular, also zwischen verschiedenen RNA-Molekülen oder intramolekular, also innerhalb eines RNA-Moleküls ausgebildet werden. Wie oben ausgeführt, können doppelsträngige Bereiche einer RNA viele Nukleotidbausteine (u.U. hunderte oder tausende) und damit entsprechend viele Basenpaare umfassen. In diesem Fall wird, wie oben ausgeführt, der Begriff „dsRNA“ verwendet. Intramolekular ausgebildetet Doppelstränge sind eine wesentliche Determinante der Ausbildung komplexer Strukturen innerhalb einer RNA. Ebenso ist es möglich, dass komplementäre RNA- und DNA-Moleküle Doppelstränge, sog. DNA:RNA-Hybride oder DNA:RNA– Heteroduplexe, ausbilden. „Komplett komplementär“ definiert in der Regel zwei Nukleinsäurestränge, die über deren gesamte Länge und über deren gesamte Zahl an Nukleotidbausteinen Basenpaarungen und damit einen Doppelstrang ausbilden können. Wie ausgeführt, weisen funktionelle siRNAs und andere sRNAs Überhänge einzelner oder mehrerer Nukleotide an den Termini auf. Ebenso können dsRNAs Überhänge einzelner oder mehrerer Nukleotide an den Termini oder spacer (siehe Definition oben) aufweisen. Der Begriff „komplett komplementär“ im Sinne der Erfindung bezieht sich hier entsprechend auf die Nukleotidsequenzen der Nukleinsäuren der Gruppen a., b., c. und d. exklusive dieser Überhänge oder spacer. „Teilweise komplementär“ im Sinne der Erfindung definiert entsprechend Nukleinsäurestränge, die nicht komplett komplementär sind und entsprechend nicht über die gesamte Länge und gesamt Zahl an Nukleotidbausteinen Basenpaarungen ausbilden können. Doppelsträngige Bereiche dieser Nukleinsäuren werden durch einzelsträngige Bereiche wie z.B. mismatches, loops und/oder bulges unterbrochen. Besonders bevorzugt in der Gruppe c. ist es, wenn die Nukleinsäure eine siRNA ist, deren RNA- Doppelstrang (Duplex) aus komplett komplementären Nukleinsäuren der Gruppe a. und/oder Gruppe b. besteht. Hierbei handelt es sich im Rahmen der Erfindung um siRNAs, die über „eNA-screens“ neu identifiziert und, nach der obigen Definition, in entsprechenden AGO/RISC die Hydrolyse von 25% oder mehr, vorzugsweise 50 % oder mehr, mehr bevorzugt 75 % oder mehr, besonders bevorzugt 90 % oder mehr, insbesondere bevorzugt 95 % oder mehr der in einem standardisierten und stringent durchgeführten in vitro Slicer-Assay jeweils eingesetzten Quantität an target-RNA induzieren, damit als esiRNAs/ERNAs (effektiv wirksame siRNAs) klassifiziert wurden und in RNA silencing/RNAi- Verfahren im Pflanzenschutz als Wirkstoffe gegen variable Pflanzenpathogene eingesetzt werden können. Bevorzugt in der Gruppe c. ist auch, wenn die Nukleinsäure eine sRNA, wie z.B. eine miRNA, ist, deren RNA-Doppelstrang aus teilweise komplementären Nukleinsäuren der Gruppe a. und/oder Gruppe b. besteht. Hierbei handelt es sich um sRNAs, deren Nukleotidsequenzen von den oben genannten esiRNAs/ERNAs abgeleitet werden können und die ebenfalls in RNA silencing/RNAi-Verfahren im Pflanzenschutz als Wirkstoffe gegen variable Pflanzenpathogene eingesetzt werden können. Gemäß Gruppe d. ist die Nukleinsäure der Erfindung eine Doppelstrang-RNA, die Nukleotidsequenzen von mindestens zwei siRNAs oder sRNAs der Gruppe c. enthält. Hierbei handelt es sich um im Rahmen der Erfindung völlig neuartig konzipierte und konstruierte doppelsträngige Ribonukleinsäuren (edsRNAs; effektiv wirksame doppelsträngige RNAs), die die Nukleotidsequenzen von identifizierten esiRNAs/ERNAs oder davon abgeleiteten anderen sRNAs, wie z.B. miRNAs, enthalten und die in RNA silencing/RNAi-Verfahren im Pflanzenschutz als Wirkstoffe gegen variable Pflanzenpathogene eingesetzt werden können. Im Sinne der Erfindung bedeutet dies, dass der RNA-Doppelstrang dieser Nukleinsäuren Nukleotidsequenzen von mindestens zwei Nukleinsäuren der Gruppe a., b. oder c. enthält. In einer bevorzugten Ausführungsform enthält eine Nukleinsäure der Gruppe d. die Nukleotidsequenzen von mindestens zwei small RNAs (sRNAs, wie z.B. eine small interfering RNA, siRNA, oder z.B. einer micro RNA, miRNA), deren RNA-Doppelstrang aus komplett oder teilweise komplementären Nukleinsäuren der Gruppe a. und/oder Gruppe b. besteht. In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform weist eine Nukleinsäure der Gruppe d. die Nukleotidsequenzen von mindestens zwei siRNAs auf, deren RNA-Doppelstrang aus komplett komplementären Nukleinsäuren der Gruppe a. und/oder Gruppe b. besteht. In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform enthält eine Nukleinsäure der Gruppe d. die Nukleotidsequenzen von mindestens zwei sRNAs, wie z.B. miRNAs, deren RNA-Doppelstrang aus teilweise komplementären Nukleinsäuren der Gruppe a. und/oder Gruppe b. besteht. In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform enthält eine Nukleinsäure der Gruppe d. die Nukleotidsequenzen von zwei, drei, vier, fünf…bis unendlich vielen siRNAs und/oder sRNAs der Gruppen a., b. oder c.. Vorzugsweise enthält eine Nukleinsäure der Gruppe d. die Nukleotidsequenzen von 2 bis 100 siRNAs und/oder sRNAs der Gruppen a., b. oder c.. Besonders bevorzugt ist es, wenn die Nukleinsäure der Gruppe d. die Nukleotidsequenzen von 2 bis 90, 2 bis 80, 2 bis 70, 2 bis 60, 2 bis 50, 2 bis 40 oder 2 bis 30 siRNAs und/oder sRNAs der Gruppen a., b. oder c. enthält. Insbesondere bevorzugt ist es, wenn die Nukleinsäure der Gruppe d. die Nukleotidsequenzen von 2 bis 20 oder 2 bis 10 siRNAs und/oder sRNAs der Gruppen a., b. oder c. enthält. In einer anderen Ausführungsform der Erfindung ist es bevorzugt, wenn die Nukleinsäure der Gruppe d. die Nukleotidsequenzen von mehr als 2 siRNAs und/oder sRNAs der Gruppen a., b. oder c. enthält, also mindestens 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 oder mehr (bis zu 100) sRNAs der Gruppen a., b. oder c.. Gemäß Gruppe e. ist die Nukleinsäure eine Einzelstrang-DNA, die eine Sequenz von 12 oder mehr Nukleotiden enthält, die homolog ist (Deoxyribonukleotide statt Ribonukleotide) zu einer der Nukleotidsequenzen der Einzelstrang-RNAs der Gruppen a. oder b.. Unter Sequenzhomologie versteht man die Ähnlichkeit von Nukleotid- oder Aminosäuresequenzen aufgrund identischer chemischer Bausteine in mehr oder weniger großen Teilbereichen der Molekülketten von Peptiden, RNA oder DNA. Bei völlig identischen Molekülketten liegt eine 100%ige Sequenzhomologie vor. Im vorliegenden Fall bedeutet Homologie eine 100%ige Sequenzhomologie über 12 oder mehr Nukleotide, die in der Einzelstrang-DNA enthalten sind, zu einer der Einzelstrang- RNAs der Gruppen a. oder b., wobei die DNA aus Deoxyribonukleotiden und die RNA aus Ribonukleotiden besteht. Gruppe e. umfasst die mittels der Erfindung bereitgestellten antisense-Deoxyribonukleinsäure (DNA)- Oligonukleotide (ASO), deren Sequenz von den im Rahmen der Erfindung identifizierten esiRNAs/ERNAs abgeleitet werden kann. In analoger Terminologie zum Begriff esiRNAs/ERNAs werden hier die von den Sequenzen der Einzelstrang-RNA-Komponenten der esiRNAs/ERNAs der Gruppen a. und b. abgeleiteten ASO entsprechend als eASO bezeichnet. eASO enthalten zu den Einzelstrang-RNA- Komponenten der esiRNAs/ERNAs der Gruppen a. und b. homologe DNA-Sequenzen (d.h. Deoxynukleotide statt Ribonukleotide; Thymidin statt Uridin) und können somit auch über entsprechende Basenpaarung an die jeweiligen target-sites in den a-Sites der target-RNAs hybridisieren und aktiv werden. Die Funktionsweise von ASO ist ähnlich aber nicht identisch zu der von sRNAs. Wie oben detailliert ausgeführt, binden ASO über Basenpaarung (Hybridisierung) an komplett oder teilweise komplementäre Bereiche (target-sites) einer target-RNA. Die inaktivierende Wirkweise von ASO auf einer target-RNA erfolgt aber nicht wie bei sRNAs über RNAi sondern über Antisense- Prozesse, d.h. z.B. Inhibition der Translation oder endonukleolytischen Abbau durch RNasen vom Typus RNase H (siehe oben). Gemäß Gruppe f. ist die Nukleinsäure der Erfindung eine Einzelstrang-DNA, die Veränderungen an 1 bis 7 Positionen der Nukleotidsequenz aufweist. Die Nukleinsäuren der Gruppe f. stellen somit Varianten der Nukleinsäuren der Gruppe e. dar. „Veränderung“ im Sinne der Erfindung bedeutet „Basenaustausch“, d.h. dass eine Base, die ausgewählt ist aus Adenin (A), Thymin (T), Guanin (G) und Cytosin (C)) durch irgendeine der anderen Basen ausgetauscht sein kann. Solche Basenaustausche können an 1 bis 7 Positionen der Nukleotidsequenz einer Nukleinsäure der Gruppe e. erfolgen. Die Basenaustausche sind vorzugsweise an jeder Position unabhängig voneinander, d.h. jede der 1 bis 7 Positionen der Nukleotidsequenz einer Nukleinsäure der Gruppe e. kann unabhängig voneinander durch irgendeine der anderen Basen ausgetauscht sein. Gemäß einem Aspekt der Erfindung ist die Nukleinsäure eine Nukleinsäure zum Schutz von Pflanzen vor dem Pflanzenpathogen Cucumber mosaic virus (CMV). Vorzugsweise ist die Nukleinsäure zum Schutz vor CMV eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA des CMV gerichtet ist. Besonders bevorzugt ist es, wenn die Nukleinsäure zum Schutz vor CMV eine Nukleinsäure ist, die gegen eine target-RNA des CMV gerichtet ist, wobei die target-RNA des CMV ausgewählt ist aus den target-RNAs mit den SEQ ID NO: 189 und 190. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA des CMV ausgewählt aus den SEQ ID NO: 189 und 190 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 1 bis 92 ausgewählt ist. Die target-RNA des CMV mit der SEQ ID NO: 189 wird hierin im Weiteren auch mit „CMV-RNA 2“ bezeichnet. Die target-RNA des CMV mit der SEQ ID NO: 190 wird hierin im Weiteren auch mit „CMV- RNA 3“ bezeichnet. Wie in Anwendungsbeispiel 1 beschrieben, wurden gegen CMV-RNA 2 (SEQ ID NO: 189) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25%, vorzugsweise mindestens 50 %, mehr bevorzugt mindestens 75 %, besonders bevorzugt mindestens 90 %, insbesondere bevorzugt mindestens 95 % der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (CMV-RNA 2) induziert und Pflanzen gegen CMV- Infektionen schützt (siehe auch Figuren 2 - 4). Das Screening wurde sowohl mit AGO1 (L-Version; Gursinsky et al., 2015) als auch mit AGO2 aus Nicotiana benthamiana (Nb) durchgeführt. Wie in Anwendungsbeispiel 1 beschrieben, wurden gegen CMV-RNA 3 (SEQ ID NO: 190) Nukleinsäuren identifiziert, von denen einige im Slicer-Assay (Spalt-Assay) eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (CMV-RNA 3) induziert und Pflanzen gegen CMV-Infektionen schützt (siehe auch Figuren 5, 6). Das Screening wurde sowohl mit AGO1 (L-Version; Gursinsky et al., 2015) als auch mit AGO2 aus Nicotiana benthamiana (Nb) durchgeführt. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA CMV-RNA 2 des CMV mit der SEQ ID NO: 189 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 1 bis 52 ausgewählt ist. Besonders geeignet ist eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA CMV- RNA 2 des CMV mit der SEQ ID NO: 189 gerichtet ist, eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 1-4, 6-11, 14-17, 21-25, 27-30, 32-37, 40-43, und 47-51 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA CMV-RNA 2 des CMV mit der SEQ ID NO: 189 gerichtet ist und im Screening mit AGO1 identifiziert wurde, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 1 bis 12 und SEQ ID NO: 27 bis 38, vorzugsweise mit den SEQ ID NO: 1 bis 4, 6 bis 11, 27 bis 30 und 32 bis 37 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA CMV-RNA 2 des CMV mit der SEQ ID NO: 189 gerichtet ist und im Screening mit AGO2 identifiziert wurde, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 13 bis 26 und SEQ ID NO: 39 bis 52, vorzugsweise mit den SEQ ID NO: 14 bis 17, 21 bis 25, 40 bis 43 und 47 bis 51 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA CMV-RNA 3 des CMV mit der SEQ ID NO: 190 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 53 bis 92 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA CMV-RNA 3 des CMV mit der SEQ ID NO: 190 gerichtet ist und im Screening mit AGO1 identifiziert wurde, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 53-55, 59, 63, 64, 66, 67, 70-75, 79, 83, 84, 86, 87, 90-92 vorzugsweise mit den SEQ ID NO: 53, 55, 59, 63, 64, 66, 70, 73, 75, 79, 83, 84, 86 und 90 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA CMV-RNA 3 des CMV mit der SEQ ID NO: 190 gerichtet ist und im Screening mit AGO2 identifiziert wurde, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 56 bis 58, 60 bis 62, 65, 68, 69, 76 bis 78, 80 bis 82, 85, 88, 89 vorzugsweise mit den SEQ ID NO: 56-58, 60-62, 65, 6976-78, 80-82, 85 und 89 ausgewählt ist. Gemäß einem weiteren Aspekt der Erfindung ist die Nukleinsäure eine Nukleinsäure zum Schutz von Pflanzen vor dem Pflanzenpathogen Meloidogyne incognita. Vorzugsweise ist die Nukleinsäure zum Schutz vor Meloidogyne incognita eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Meloidogyne incognita gerichtet ist. Besonders bevorzugt ist es, wenn die Nukleinsäure zum Schutz vor Meloidogyne incognita eine Nukleinsäure ist, die gegen eine target-RNA von Meloidogyne incognita gerichtet ist, wobei die target-RNA von Meloidogyne incognita ausgewählt ist aus den target-RNAs mit den SEQ ID NO: 191, 192 und 193. Die target-RNA von Meloidogyne incognita mit der SEQ ID NO: 191 wird hierin im Weiteren auch mit „SPF“ bezeichnet. Die target-RNA von Meloidogyne incognita mit der SEQ ID NO: 192 wird hierin im Weiteren auch mit „INT“ bezeichnet. Die target-RNA von Meloidogyne incognita mit der SEQ ID NO: 193 wird hierin im Weiteren auch mit „ACT“ bezeichnet. Wie in Anwendungsbeispiel 3 beschrieben, wurden gegen SPF (SEQ ID NO: 191) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) und in vivo nach Aufnahme in den Nematoden eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (SPF) induziert und Pflanzen gegen Meloidogyne incognita- Infektionen schützt (siehe auch Figur 16 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO2 Protein von Nicotiana benthamiana (Nb) durchgeführt. Wie in Anwendungsbeispiel 3 beschrieben, wurden gegen INT (SEQ ID NO: 192) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) und in vivo nach Aufnahme in den Nematoden eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (SPF) induziert und Pflanzen gegen Meloidogyne incognita- Infektionen schützt (siehe auch Figur 17 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO2 Protein von Nicotiana benthamiana (Nb) durchgeführt. Wie in Anwendungsbeispiel 3 beschrieben, wurden gegen ACT (SEQ ID NO: 193) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) und in vivo nach Aufnahme in den Nematoden eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (SPF) induziert und Pflanzen gegen Meloidogyne incognita- Infektionen schützt (siehe auch Figur 17 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO2 Protein von Nicotiana benthamiana (Nb) durchgeführt. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Meloidogyne incognita ausgewählt aus den SEQ ID NO: 191, 192 und 193 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 93 bis 120 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Meloidogyne incognita SPF mit der SEQ ID NO: 191 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 93 bis 95 sowie 107 bis 109 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Meloidogyne incognita INT mit der SEQ ID NO: 192 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 96 bis 99, 110 bis 113 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Meloidogyne incognita ACT mit der SEQ ID NO: 193 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 100 bis 106, 114 bis 120 ausgewählt ist. Gemäß einem weiteren Aspekt der Erfindung ist die Nukleinsäure eine Nukleinsäure zum Schutz von Pflanzen vor dem Pflanzenpathogen Botrytis cinerea. Vorzugsweise ist die Nukleinsäure zum Schutz vor Botrytis cinerea eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Botrytis cinerea gerichtet ist. Besonders bevorzugt ist es, wenn die Nukleinsäure zum Schutz vor Botrytis cinerea eine Nukleinsäure ist, die gegen eine target-RNA von Botrytis cinerea gerichtet ist, wobei die target-RNA von Botrytis cinerea ausgewählt ist aus den target-RNAs mit den SEQ ID NO: 194, 195, 196, 197, 198 und 199. Die target-RNA von Botrytis cinerea mit der SEQ ID NO: 194 wird hierin im Weiteren auch mit „VDS“ bezeichnet. Die target-RNA von Botrytis cinerea mit der SEQ ID NO: 195 wird hierin im Weiteren auch mit „DCTN“ bezeichnet. Die target-RNA von Botrytis cinerea mit der SEQ ID NO: 196 wird hierin im Weiteren auch mit „SAC“ bezeichnet. Die target-RNA von Botrytis cinerea mit der SEQ ID NO: 197 wird hierin im Weiteren auch mit „ERG“ bezeichnet. Die target-RNA von Botrytis cinerea mit der SEQ ID NO: 198 wird hierin im Weiteren auch mit „EF“ bezeichnet. Die target-RNA von Botrytis cinerea mit der SEQ ID NO: 199 wird hierin im Weiteren auch mit „CHS“ bezeichnet. Wie in Anwendungsbeispiel 4 beschrieben, wurden gegen VDS (SEQ ID NO: 194) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (VDS) induziert und Pflanzen gegen Botrytis cinerea-Infektionen schützt (siehe auch Figuren 18 und 19 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO1 Protein von Colletotrichum graminicula (Cg) durchgeführt. Wie in Anwendungsbeispiel 4 beschrieben, wurden gegen DCTN (SEQ ID NO: 195) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (DCTN) induziert und Pflanzen gegen Botrytis cinerea-Infektionen schützt (siehe auch Figuren 18 und 19 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO1 Protein von Colletotrichum graminicula (Cg) durchgeführt. Wie in Anwendungsbeispiel 4 beschrieben, wurden gegen SAC (SEQ ID NO: 196) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (SAC) induziert und Pflanzen gegen Botrytis cinerea-Infektionen schützt (siehe auch Figuren 18 und 19 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO1 Protein von Colletotrichum graminicula (Cg) durchgeführt. Wie in Anwendungsbeispiel 4 beschrieben, wurden gegen ERG (SEQ ID NO: 197) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (ERG) induziert und Pflanzen gegen Botrytis cinerea-Infektionen schützt (siehe auch Figuren 18 und 19 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO1 Protein von Colletotrichum graminicula (Cg) durchgeführt. Wie in Anwendungsbeispiel 4 beschrieben, wurden gegen EF (SEQ ID NO: 198) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (ERG) induziert und Pflanzen gegen Botrytis cinerea-Infektionen schützt (siehe auch Figuren 18 und 19 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO1 Protein von Colletotrichum graminicula (Cg) durchgeführt. Wie in Anwendungsbeispiel 4 beschrieben, wurden gegen CHS (SEQ ID NO: 199) Nukleinsäuren identifiziert, von denen ein erheblicher Anteil im Slicer-Assay (Spalt-Assay) eine effiziente Hydrolyse (mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität) der target-RNA (CHS) induziert und Pflanzen gegen Botrytis cinerea-Infektionen schützt (siehe auch Figuren 18 und 19 A und B). Das Screening wurde mit dem AGO1 Protein von Colletotrichum graminicula (Cg) durchgeführt. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Botrytis cinerea ausgewählt aus den SEQ ID NO: 194, 195, 196, 197, 198 und 199 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 121 bis 180, vorzugsweise mit den SEQ ID NO: 124, 126-132, 134-138, 140-150, 154, 156-162, 164-168 and 170-180 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Botrytis cinerea VDS mit der SEQ ID NO: 194 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 121, 122 und 151, 152 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Botrytis cinerea DCTN mit der SEQ ID NO: 195 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 123-131 und 153-161, vorzugsweise aus den SEQ ID NO: 124, 126-131, 154 und 156- 161 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Botrytis cinerea SAC mit der SEQ ID NO: 196 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 132- 140 und 162-170, vorzugsweise aus den SEQ ID NO: 132, 134-138, 140, 162, 164 bis 168 und 170 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Botrytis cinerea ERG mit der SEQ ID NO: 197 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die vorzugsweise aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 141 bis 149, 171 bis 179 ausgewählt ist. Eine Nukleinsäure, die gegen eine target-RNA von Botrytis cinerea EF mit der SEQ ID NO: 198 gerichtet ist, ist vorzugsweise eine Ribonuklein- oder Deoxyribonukleinsäure, die mindestens eine Nukleinsäure enthält oder daraus besteht, die vorugsweise aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit den SEQ ID NO: 150 und 180 ausgewählt ist. In einem weiteren Aspekt der Erfindung ist die Nukleinsäure eine Doppelstrang-RNA, wobei diese Doppelstrang-RNA vorzugsweise Nukleotidsequenzen enthält, die aus sog. „pseudo-siRNA- Sequenzen“ und Sequenzen von minimal zwei und maximal einer unendlichen Zahl von sRNAs gemäß Gruppe c. bestehen. Vorzugsweise enthält die Doppelstrang-RNA Nukleotidsequenzen, die aus pseudo-siRNA-Sequenzen und Sequenzen von 2 bis 10.000 sRNAs gemäß Gruppe c. bestehen. Besonders bevorzugt ist es, wenn die Doppelstrang-RNA Nukleotidsequenzen enthält, die aus pseudo- siRNA-Sequenzen und Sequenzen von 2 bis 5.000 oder 2 bis 2.500 sRNAs gemäß Gruppe c. bestehen. Ganz besonders bevorzugt ist es, wenn die Doppelstrang-RNA Nukleotidsequenzen enthält, die aus pseudo-siRNA-Sequenzen und Sequenzen von 2 bis 1.000, 2 bis 500, 2 bis 250, 2 bis 100 oder 2 bis 50 sRNAs gemäß Gruppe c. bestehen Hierbei handelt es sich um die Nukleinsäuren der Gruppe d., „edsRNAs“, wie oben und in Anwendungsbeispiel 2 beschrieben. Eine hier so genannte „pseudo-siRNA-Sequenz“ oder „pseudo-siRNA“ im Sinne der Erfindung ist eine doppelsträngige Ribonukleotidsequenz beliebiger Komposition, die, entsprechend der geplanten Prozessierung der jeweiligen edsRNA durch Dicer-Enzyme oder DCLs, 21, 22, 23 oder 24 nt lang ist (siehe auch Anwendungsbeispiel 2). Der Name „pseudo-siRNA-Sequenz“ oder pseudo-siRNA wurde gewählt, um damit zum Ausdruck zu bringen, dass es sich um eine doppelsträngige Ribonukleotidsequenz handelt, die siRNA-ähnlich aufgebaut ist, aber keine eigentliche Funktion als siRNA, sondern andere, im Folgenden beschriebene Funktionen hat. Pseudo-siRNA-Sequenzen werden an den Termini einer erfindungsgemäß konstruierten doppelsträngigen RNA (edsRNA) platziert. Durch ihre Präsenz zwingen sie die auf dieser RNA aktiven Dicer oder DCLs in ein „getaktetes processing“. Wie in Ausführungsbeispiel 2 detailliert beschrieben, bedeutet getaktetes processing, dass entsprechend Position und Länge der pseudo-siRNA-Sequenzen und entsprechend der Aktivität der beteiligten Dicer/DCLs die endonukleolytischen Spaltungen der doppelsträngigen RNA so erfolgen, dass die dabei präferenziell generierten sRNAs die gleiche Länge wie die pseudo-siRNAs aufweisen. Dass dies so erfolgt wurde erfindungsgemäß demonstriert (Figur 14). In pseudo-siRNA-Sequenzen können zudem funktionelle Elemente Im Sinne der Erfindung untergebracht sein: Dies können Elemente sein, die für die Transkription und Prozessierung der jeweiligen RNA wichtig sind. Dabei kann es sich z.B. um Bereiche eines Transkriptionspromotors oder -terminators handeln; es können aber auch Transportsignale oder Teile eines Ribozyms (ribozymes) sein, welches das korrekte 5’- bzw. 3’- Ende der jeweiligen RNAs durch self-splicing (eigenkatalysierte Spaltung) generiert. Unter Transkriptionspromotoren versteht man Signalsequenzen in einem DNA-Doppelstrang, dessen einer Strang (template-Strang) für ein RNA-Molekül kodiert. Der Transkriptionspromotor wird von einem DNA-abhängigen RNA-Polymerasekomplex erkannt und, bedingt durch die Assoziation an diese Promotorsequenz, kann der RNA-Polymerasekomplex die Transkription (Synthese) eines RNA- Moleküls initiieren, dessen Nukleotidsequenz komplementär zum DNA template-Strang ist. Transkriptionsaktivatoren, die an den RNA-Polymerasekomplex und/oder andere DNA-Sequenzen binden, können die Transkription spezifisch induzieren. Beispiele für Transkriptionspromotoren sind virale Promotoren wie z.B. der Promotor des T7-Phagen (T7-Promotor). Beispiele für zelluläre Promotoren sind z.B. der Pol I und der Pol II-Promotor. Andere Beispiele gebräuchlicher viraler Promotoren sind: T3-Promotor (Promotor des T3-Phagen), SP6-Promotor (Promotor des SP6-Phagen), CMV-Promotor (Promotor des humanen Cytomegalievirus). Andere Beispiele gebräuchlicher zellulärer Promotoren sind: GAL-Promotoren, LAC4-Promotoren, Actin-Promotor, Pol III-Promotor. Andere geeignete Transkriptionspromotoren sind dem Fachmann bekannt. Unter Transkriptionsterminatoren versteht man Nukleotidsequenzen, die, wie Transkriptionspromotoren von einer RNA-kodierenden DNA kodiert werden. Werden diese Sequenzen vom RNA-Polymerasekomplex transkribiert, kommt es zur Bildung von Protein-RNA-Komplexen, die den RNA-Polymerasekomplex zur Termination der Transkription veranlassen. Beispiel eines Transkriptionsterminators ist z.B. der Transkriptionsterminator des Vesicular stomatitis virus (VSV). Andere geeignete Transkriptionsterminatoren sind dem Fachmann bekannt. Transportsignale in RNA-Moleküle bedingen die Bindung von Proteinen, die den gezielten Transport dieser RNA-Moleküle in oder aus bestimmten Zellkompartimenten ermöglichen. Ein Beispiel sind nukleare RNA-Exportsignale, die den Export von RNA-Molekülen aus dem Zellkern in das Zellzytoplasma ermöglichen. Andere Transportsignale sind dem Fachmann bekannt. Ribozyme (ribozymes) sind katalytisch aktive RNA-Moleküle, die wie Enzyme chemische Reaktionen katalysieren. Beispiele sind z.B. Hammerhead (hammerhead; HH)-Ribozyme (Meyer und Masquida 2014) oder das Hepatitis Delta Virus (HDV)-Ribozym (Avis et al. 2012). Diese Ribozyme können selbständig eine endonukleolytische Spaltung des RNA-Moleküls katalysieren, dessen Bestandteil sie sind (self-cleavage oder self-splicing). Das Grundprinzip des Aufbaus im Sinne der Erfindung konzipierter edsRNAs stellt sich somit folgendermaßen dar (siehe auch Figuren 8 - 11): Die Sequenz enthält mindestens eine pseudo-siRNA-Sequenz, die, wie ausgeführt, ein getaktetes processing durch Dicer/DCLs ermöglicht. Zudem enthält die Sequenz der edsRNA eine Anzahl von 5’ nach 3’ „aufgereihter“ Sequenzen von esiRNAs/ERNAs oder von esiRNAs/ERNAs abgeleiteter anderer sRNAs wie z.B. miRNAs. Diese Sequenzen können aus verschiedenen „eNA-screens“ stammen, und entsprechend können die esiRNA/ERNAs bzw. davon abgeleiteten sRNAs in verschiedenen AGO/RISC aktiv sein. Die esiRNA/ERNAs bzw. davon abgeleiteten sRNAs, die eine edsRNA konstituieren, können somit gegen unterschiedliche target-RNAs gerichtet sein, die aus einem oder aus unterschiedlichen Organismen stammen. Die Generierung einer edsRNA kann auf zweierlei Weise erfolgen: Aus zwei unabhängig transkribierten komplementären RNA-Molekülen oder aus einem transkribierten RNA-Molekül, das zwei komplementäre Teilbereiche enthält (Figur 8). Im zweiten Fall werden die beiden komplementären Teilbereiche der transkribierten RNA durch einen spacer miteinander verbunden und bilden einen hairpin. Der spacer ist eine Sequenz beliebiger Komposition mit einer Minimallänge von 4 Nukleotiden (siehe Definition oben), die für den spezifischen Zweck der edsRNA-Konstruktion aber funktionelle Bereiche wie beispielsweise Ribozyme (wie HH- oder HDV-Ribozyme), Transkriptionspromotoren oder Transkriptionsterminatoren, Transportsignale oder Splice-Stellen enthalten kann. Splice-Stellen sind Sequenzmotive in Bereichen von Vorläufer-RNA-Molekülen wie Introns, die von der Splice-Maschinerie einer Zelle erkannt werden. Die Splice-Maschinerie katalysiert die vollständige oder teilweise Entfernung der Intronsequenz. Durch die Präsenz dieser Elemente dient die spacer-Sequenz, zusätzlich zu der Funktion die beiden komplementären Einzelstrangkomponenten einer dsRNA zu verbinden, weiteren Zwecken: Enthält sie beispielsweise Splice-Stellen kann der spacer im Zuge der Expression der RNA in vivo durch die Splice-Maschinerie der Zelle, verkürzt werden. Da der spacer im Gegensatz zu den doppelsträngigen RNA-Regionen sensitiv ist gegenüber Ribonukleasen (wie z.B. die Einzelstrang-spezifischen RNasen T1 oder A), die in der Zelle präsent sind, kann diese Sequenz durch diese RNasen auch komplett entfernt werden (siehe auch Figur 8). Beispiele für spacer sind Sequenzen von Introns aus mRNA-Vorläufermolekülen („prä-mRNAs“), die alle für ein splicing notwendigen Erkennungssequenzen enthalten. Diese Erkennungssequenzen sind dem Fachmann bekannt. Die Transkription der RNAs kann in vitro oder in vivo erfolgen. Der Doppelstrang wird durch Hybridisierung der komplementären RNA-Stränge erhalten (Figur 8). Die Transkription kann durch verschiedenste Promotoren (siehe beispielhaft Figur 11) erfolgen. Die Transkriptionstermination kann durch jedwede Art von Transkriptionsterminatoren (wie z.B. VSV Transkriptionsterminator siehe beispielhaft Figur 11) erfolgen. Je nach Art der Generierung sind die Termini der edsRNAs entweder stumpf (blunt), oder sie enthalten einen Überhang (-Ü) (Figur 15). Sie können auf unterschiedliche Weise, z.B. über „run-off Transkription“ („Herunterlaufen des RNA-Polymerasekomplexes vom DNA-template“) bzw. Termination des jeweiligen RNA-Polymerasekomplexes über einen Transkriptionsterminator oder durch die Aktivität von Ribozymen über self-splicing generiert werden. Die Sequenzen beider Stränge sind so konzipiert, dass bei der Prozessierung durch DCLs jeweils die authentischen sRNA guide und passenger strand-Sequenzen generiert werden. Das processing, das überwiegend zur Generierung der konstituierenden esiRNAs/ERNAs bzw. davon abgeleiteten sRNAs führt, wird durch die Präsenz der pseudo-siRNA-Sequenzen und das damit „getaktete processing“ durch die DCLs/Dicer sichergestellt (siehe Anwendungsbeispiel 2 und Figuren 8-14). Die Doppelstrang-RNA der Erfindung kann in einer Ausführungsform somit stumpfe (blunt), in einer anderen Ausführungsform überhängende Enden aufweisen. In einer weiteren Ausführungsform der Erfindung kann die Doppelstrang-RNA einen spacer enthalten. In einer weiteren Ausführungsform der Erfindung enthalten die pseudo-siRNAs und/oder spacer in der Nukleinsäure gemäß der Erfindung Elemente, die ausgewählt sind aus Transkriptionspromotoren, Transkriptionsterminatoren, Transportsignalen, Splice-Stellen und Ribozymen. In einer besonders bevorzugten Ausführungform der Erfindung ist die Doppelstrang-RNA der Erfindung ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus den Nukleinsäuren mit der SEQ ID NO: SEQ ID NO: 181, 182, 185, 186 sowie 200 bis 204. Die Funktionalität und gegenüber konventionellen dsRNAs deutlich verbesserte Protektivität derart neuartig aufgebauter edsRNAs gegen Pathogene wurde erfindungsgemäß demonstriert (siehe z.B. Figuren 14 und 15). Die Nukleinsäure gemäß der Erfindung weist in einer weiteren Ausführungsform eine oder mehrere chemische Modifikationen auf, wobei die chemischen Modifikationen ausgewählt sind aus Konjugaten wie GalNac, Basenmodifikationen wie 5-methylcytosin, 2’-Zuckermodifikationen wie 2’-O-methyl, 2’- fluoro, 2’-O-methoxyethyl (2’-MOE), cETBNA ((S)-gebundene ethylbicyclisch), andere Zuckermodifikationen wie „locked“ (LNA) oder „unlocked“ (UNA), „Backbone“-Veränderungen wie Phosphorothioate (PS) oder „peptide nucleic acids“ (PNA) sowie Zuckerphosphat-Modifikationen wie Morpholino/PMO (phosphorodiamidate morpholino). Andere Modifikationen sind dem Fachmann bekannt. In einem weiteren Aspekt betrifft die Erfindung eine Zusammensetzung enthaltend mindestens eine, ggf. mehrere Nukleinsäure(n) der Erfindung, wie hierin beschrieben. Die Nukleinsäuren gemäß der vorliegenden Erfindung können in transgener Form, z.B. HIGS-Verfahren zur Pathogenbekämpfung oder zur gezielten, transkriptionellen und post-transkriptionellen Regulation der Genexpression eingesetzt werden. Sie eignen sich besonders zur Verwendung in der Pathogenbekämpfung bei Pflanzen/Nutzpflanzen. In einer Ausführungsform betrifft die Erfindung daher die Verwendung einer Nukleinsäure oder Zusammensetzung gemäß der Erfindung bei Pflanzen zur Prophylaxe und/oder Behandlung gegen Befall und/oder Infektionen durch Pathogene, insbesondere zur Prophylaxe und/oder Behandlung gegen Befall und/oder Infektionen durch Pathogene, ausgewählt aus Cucumber mosaic virus, Meloidogyne incognita und Botrytis cinerea. Transgen bedeutet, dass die genetische Information die für mindestens eine, ggf. mehrere der Nukleinsäure(n) der Erfindung kodiert, in das Genom eines Wirtsorganismus, vorzugsweise einer Pflanze, eines Mikroorganismus oder eines der genannten Pathogene, stabil eingebracht wird und über entsprechende Promotoren induzierbar oder nicht induzierbar in diesem Organismus produziert (exprimiert) wird. Ist der Organismus eine Pflanze, kann diese so gegen Befall und/oder Infektionen eines oder mehrerer der entsprechenden Pathogene resistent gemacht werden. Ist dieser Organismus ein Mikroorganismus wie z.B. Bakterien oder Hefe kann die entsprechende Nukleinsäure in diesen Mikroorganismen produziert werden. Die Nukleinsäuren gemäß der vorliegenden Erfindung können auch in transienter (non-transforming) Form, z.B. SIGS-Verfahren, zur Pathogenbekämpfung oder zur gezielten, transkriptionellen und post- transkriptionellen Regulation der Genexpression eingesetzt werden. Sie eignen sich besonders zur Verwendung in der Pathogenbekämpfung in Pflanzen/Nutzpflanzen. In einer Ausführungsform betrifft die Erfindung daher die Verwendung einer Nukleinsäure oder Zusammensetzung gemäß der Erfindung bei Pflanzen zur Prophylaxe und/oder Behandlung gegen Befall und/oder Infektionen durch Pathogene, insbesondere zur Prophylaxe und/oder Behandlung gegen Befall und/oder Infektionen durch Pathogene, ausgewählt aus CMV, Meloidogyne incognita und Botrytis cinerea. Bei transienten Anwendungen sog. topical/transient applications werden eine oder mehrere Nukleinsäuren der Erfindung auf Zielorgane einer Pflanze wie z.B. Blätter, Stengel oder Wurzeln aufgebracht. Die Nukleinsäuren werden dann durch die Pflanze entweder aufgenommen, um z.B. die Replikation infizierender Viren zu inhibieren, oder aber attackierende (befallende) Pathogene wie Nematoden und Pilze, nehmen die Nukleinsäuren über die Oberfläche der zu schützenden Pflanze auf, und diese werden dann im RNA silencing/RNAi- oder RNA silencing/Antisense-Mechanismus der jeweiligen Organismen gegen essenzielle target-RNAs der Pathogene aktiv. In einer Ausführungsform betrifft die Erfindung entsprechend eine Zusammensetzung, umfassend mindestens eine Nukleinsäure der Erfindung und fakultativ ein oder mehrere Trägersubstanzen und /oder Hilfsstoffe, die zur Verabreichung in/auf Pflanzen geeignet ist. Die Zusammensetzung ist vorzugsweise eine Lösung, die in direkter Form z.B. als Nährlösung oder als Aerosol/Spray, verabreicht werden kann. Damit lassen sich besonders einfach Erkrankungen an Pflanzen/Nutzpflanzen vorbeugen oder behandeln. Vorzugsweise umfasst die Zusammensetzung wenigstens einen physiologisch verträglichen Träger, Verdünnungsmittel, und/oder Hilfsstoff. Die Nukleinsäuren gemäß der vorliegenden Erfindung können in einem pharmazeutisch verträglichen Träger, z.B. in einem herkömmlichen Medium, wie einem wässrigen Salzmedium oder einer Pufferlösung als Zusammensetzung für ein Aerosol/Spray enthalten sein. Ein solches Medium kann auch herkömmliche Hilfsstoffe enthalten, wie zum Beispiel Salze zur Einstellung des osmotischen Drucks, Puffer, Konservierungsmittel, Nanopartikel und dergleichen. Weitere geeignete verträgliche Trägerstoffe sind dem Fachmann beispielsweise aus Remington‘s Practice of Pharmacy, 13. Ausgabe und J. of. Pharmaceutical Science & Technology, Vol.52, Nr.5, Sept- Okt., S.238-311, bekannt. In einer besonders bevorzugten Ausführungsform der Erfindung erfolgt die Verwendung der Nukleinsäuren der Erfindung in transgener oder transienter Form in RNA silencing/RNAi-Verfahren, wobei die Nukleinsäuren der Erfindung in Form von Doppelstrang-RNA-Molekülen gemäß Gruppe d. erfolgt, dadurch gekennzeichnet, dass diese entsprechend Ansprüchen 8 bis 12 aufgebaut sind und durch Dicer bzw. Dicer-like Enzyme zu den betreffenden sRNAs prozessiert werden. Eine derartige Verwendung ist in Anwendungsbeispiel 2 beschrieben. Die aufgeführten Aufgaben wurden durch die nachfolgend beschriebene Erfindung und die beschriebenen Anwendungsbeispiele gelöst. Es wurden Nukleinsäurewirkstoffe, esiRNAs/ERNAs und davon abgeleitete sRNAs und eASO (eNAs), neu identifiziert, die in verschiedenen Anwendungen (RNA silencing/RNAi- bzw. RNA silencing/Antisense-Verfahren) als Wirkstoffe im Pflanzenschutz gegen die Pathogene Cucumber Mosaic Virus bzw. Meloidogyne incognita bzw. Botrytis cinerea eingesetzt werden können. Die Erfindung betrifft ferner die Konstruktion von doppelsträngigen Ribonukleinsäuren (edsRNAs; effektiv wirksame doppelsträngige RNAs), die aus identifizierten esiRNAs/ERNAs und/oder davon abgeleiteten sRNAs aufgebaut sind und die im RNA silencing/RNAi-Verfahren als Wirkstoffe gegen genannte Pathogene im Pflanzenschutz eingesetzt werden können. Die Erfindung wird nachfolgend anhand von 19 Figuren, 8 Tabellen und 4 Anwendungsbeispielen näher erläutert. Es zeigen: Figur 1: Wirksame esiRNAs/ERNAs und edsRNAs. Links: Schematische Darstellung eines RNA silencing/RNAi-Prozesses mit einem natürlichen siRNA-Pool, der durch DCL-Aktivität beispielhaft aus einer viralen dsRNA erzeugt wird: Der siRNA-pool enthält nur wenige esiRNAs/ERNAs (mit einem „e“ markiert); das RNA silencing/RNAi ist entsprechend ineffizient. Mitte: RNA silencing/RNAi durchgeführt mit esiRNAs/ERNAs, die mit dem „eNA-screen“ identifiziert wurden; das RNA silencing/RNAi ist effizient. Rechts: Sequenzinformationen der identifizierten esiRNAs/ERNAs werden zur Erzeugung von edsRNA verwendet; das RNA silencing/RNAi mit diesen edsRNAs/daraus erzeugten esiRNAs/ERNAs ist ebenfalls effizient. DCL-Dicer-like proteins; AGO-Argonaute Proteine; RISC-RNA induced silencing complex. Der siRNA guide strand ist bei gewöhnlichen siRNAs schwarz, bei esiRNAs/ERNAs rot markiert. Figur 2: Slicer-Assays mit esiRNAs/ERNAs die gegen CMV-RNA 2 (SEQ ID NO: 189) identifiziert wurden. Wie in den Anwendungsbeispielen beschrieben wurden „eNA-screens“ mit CMV-RNA 2 (Typ Fny, hier mit einer doppelsträngigen Version der RNA, durchgeführt. Im hier gezeigten letzten Schritt wurden Slicer-Assays mit den erhalten siRNA Kandidaten durchgeführt. Wichtig anzumerken ist, dass hier, wie auch in allen folgend gezeigten Slicer-Assays alle getesteten siRNAs gegen die (+)-orientierte Ziel-RNA gerichtet waren. AGO1- bzw. AGO2-mRNA wurde in Gegenwart der zu testenden siRNA in BYL (Gago-Zachert et al., 2019) translatiert. Die entsprechend dem beschriebenen Verfahren gebildeten RISC wurden so mit der zu charakterisierenden siRNA programmiert und die endonukleolytische Hydrolyse einer definierten Quantität an radioaktiv markierter CMV-RNA 2 (target-RNA) mittels Gelelektrophorese und Autoradiographie detektiert. Sternchen (*) markieren die durch slicer-Aktivität des AGO/RISC generierten Spaltprodukte der target-RNA. Die Spaltungseffizienz kann durch autoradiographische Messung der Quantität der ursprünglich eingesetzten target-RNA im Vergleich zur Negativkontrolle und zu den entstandenen Spaltprodukten quantifiziert werden (ImageOuantTL; siehe auch Tabelle 1). Wie im Text beschrieben, wurde hier, wie auch in allen im folgenden gezeigten Figuren eine neu etablierte standardisierte und stringente Form des Slicer- Assays verwendet: Die Bildung des AGO/RISC mit der jeweils zu testenden siRNA (10 nm) wurde in Gegenwart eines 10-fachen Überschusses (100 nM einer unspezifischen Kompetitor-siRNA („siR gf698“, gerichtet gegen die mRNA des green fluorescent protein, GFP) durchgeführt (siehe auch Anwendungsbeispiele). Dieser standardisierte und stringent durchgeführte Typ des Slicer-Assays diente der finalen Definition einer esiRNA/ERNA: Als effizient wirksam - und damit als esiRNAs/ERNAs bezeichnet - werden die siRNAs, die in einem derart durchgeführten Slicer-Assay die AGO/RISC- mediierte Hydrolyse von mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität an target-RNA induzieren (siehe auch Tabelle 1). (A) SiRNA-Kandidaten aus „eNA-screen“ getestet mit AGO1/RISC. (B) SiRNA-Kandidaten aus „eNA-screen“ mit AGO2/RISC. Alle identifizierten esiRNAs/ERNAs sind in Tabelle 1 zusammengefasst. (C) Schematische Darstellung der Bindestellen der effizientesten siRNAs auf CMV-RNA 2. Proteinkodierende Regionen sind als graue Kästen dargestellt. Die Nummern der siRNA-Kandidaten entsprechen den im Folgenden in den Figuren, Tabellen und im Text gegebenen Bezeichnungen (mit Abkürzung siR oder siRCV2). Figur 3: Charakterisierung der Protektionseffizienz CMV-RNA 2-spezifischer esiRNAs/ERNAs in planta. Vier bis fünf Wochen alte N. benthamiana-Pflanzen wurden mit den genomischen CMV-RNAs 1, 2 und 3, die von infektiösen cDNAs generiert wurden, sowie individuellen, synthetischen siRNA- Kandidaten mechanisch inokuliert und über eine Dauer von 35 Tagen auf das Auftreten CMV- spezifischer Symptome überprüft (dpi = days post inoculation). (A) Die repräsentativen Bilder einzelner Individuen veranschaulichen die Unterschiede zwischen asymptomatischen und symptomatischen Pflanzen 35 Tage nach der Inokulation. Angegeben ist die Zahl asymptomatisch verbliebener Pflanzen. (B) Der Graph zeigt den prozentualen Anteil asymptomatischer Pflanzen über den Gesamtverlauf des Experiments: Die Verläufe mit AGO1-spezifischen siRNAs sind in schwarz, mit AGO2-spezifischen siRNAs sowie der siR gf698-Kontrolle in grau dargestellt. Die Ergebnisse stammen aus drei unabhängigen Pflanzenexperimenten. Die Anzahl der verwendeten Pflanzen ist angegeben (n = 12-15). Wie gezeigt, schützen esiRNA/ERNAs die Pflanzen sehr effizient vor einer CMV Infektion. (C) Dargestellt sind Agarose-Gele einer RT-PCR zum Nachweis der viralen Infektion auf RNA-Ebene. Blattscheiben asymptomatischer sowie symptomatischer Pflanzen wurden zum Zeitpunkt 35 dpi entnommen, die RNA extrahiert und cDNA mit Reverser Transkriptase synthetisiert. Anschließend erfolgte eine PCR zum Nachweis einer konservierten Sequenz, die in RNAs 1, 2 sowie 3 des Cucumber mosaic virus vorhanden ist. Die Amplifikation der CMV-spezifischen Sequenz erfolgte von Plasmiden, die die cDNA-Sequenz der jeweiligen viralen RNA enthalten (Positivkontrolle) sowie in Proben der symptomatischen Pflanzen. Wie ersichtlich ist, konnte aus cDNA asymptomatischer Pflanzen kein PCR-Produkt abgeleitet von CMV-RNA erhalten werden. Die RT-PCR bestätigt somit die auf visueller Basis getroffene Klassifizierung in symptomatische und asymptomatische Pflanzen. Die Ziffern entsprechen der Nummerierung der jeweiligen Pflanzen aus dem Infektionsexperiment. (–) RT-Assays (keine Zugabe der Reversen Transkriptase während der Reaktion) sowie die „Wasserkontrolle“ (Zugabe von Wasser statt cDNA während der PCR-Reaktion) dienten als Negativkontrollen. (M = GeneRuler 100 bp DNA-Leiter, Thermo Scientific). Die Nummern der siRNA-Kandidaten entsprechen den zuvor und im Folgenden in den Figuren, Tabellen und im Text gegebenen Bezeichnungen (mit Abkürzung siR oder siRCV2). Tabelle 1. esiRNA/ERNA Kandidaten gegen CMV-RNA 2 (SEQ ID NO: 189). Aufgelistet sind im Rahmen der „eRNA-screens“ aus CMV-RNA 2 identifizierte 21 nt lange siRNAs. Aufgeführt sind jeweils die einzelsträngigen guide- und komplementären passenger-strands. Die siRNAs wurden als siRCV (CV für CMV) entsprechend der jeweiligen target-RNA (CMV-RNA 2) und der Position des 5’-Endes des identifizierten guide strands benannt. Die siRNAs wurden wie beschrieben über Slicer-Assays klassifiziert: Angegeben ist hier der Prozentsatz der durch die esiRNAs/ERNAs gespaltenen Quantität der jeweiligen target-RNA in den standardisierten und stringent durchgeführten Slicer-Assays. esiRNAs/ERNAs, die der Definition entsprechend im „eNA-screen“ identifiziert wurden (siehe Text) sind fett markiert: AGO1-selektiert schwarz; AGO2-selektiert grau. Andere siRNAs, die ebenfalls im screen identifiziert wurden, jedoch nicht der Definition von esiRNAs/ERNAs entsprechen, sind in normaler Schrift wiedergegeben. Einige dieser siRNAs (z.B. siRCV21844 und 2634) dienten als Negativkontrollen in den Infektionsexperimenten in N. benthamiana, deshalb sind sie hier mit aufgeführt. Die Effizienz in Protektionsexperimenten mit N. benthamiana ist für in planta getestete siRNAs angegeben (n.a. - nicht angegeben): Angegeben ist der Anteil asymptomatischer Pflanzen 35 Tage nach Infektion. Für die fett markierten siRNAs und Varianten hiervon (siehe Tabelle 6), eingesetzt in Form von esiRNAs/ERNAs oder davon abgeleiteter sRNAs oder eASO (eNAs) gegen CMV, wird entsprechend den Ansprüchen bevorzugt ein Patentschutz beantragt. Die jeweiligen SEQ ID NO sind angegeben und als „Zusatz zu Tabelle 1“ extra gelistet. Figur 4. Wirksamkeit 21 nt und 22 nt langer esiRNAs/ERNAs gegen CMV-RNA 2 in vitro und in planta. (A) Slicer-Assay (durchgeführt in standardisierter und stringenter Form wie in Figur 2 beschrieben) unter Verwendung von Beispielen 21 nt langer esiRNA/ERNAs sowie davon abgeleiteter 22 nt langer Varianten. Wie gezeigt haben beide Varianten eine hohe slicer-Aktivität. Vor allem AGO1 aber auch AGO2 weisen in Kombination mit 21 nt langen esiRNAs/ERNAs eine leicht höhere slicer-Aktivität als mit 22 nt langen esiRNAs/ERNAs auf. Dagegen unterscheidet sich die slicer-Aktivität von AGO2 in Kombination mit 21 nt bzw. 22 nt langen esiRNAs/ERNAs nur minimal. Sternchen (*) markieren die durch slicer-Aktivität des AGO/RISC generierten Spaltprodukte. (B) Vergleich der protektiven Wirkung 21 nt und 22 nt langer siRNAs (Beispiele) in planta. Vier bis fünf Wochen alte N. benthamiana-Pflanzen wurden mit 21 nt bzw.22 nt langen synthetischen esiRNAs/ERNAs sowie den genomischen CMV-RNAs mechanisch ko-inokuliert. Dargestellt ist der prozentuale Anteil asymptomatischer Pflanzen (dpi = days post inoculation). Beide esiRNA/ERNA Versionen haben einen deutlichen antiviralen Effekt. (C) Repräsentative Pflanzenbilder 28 Tage nach der mechanischen Ko-Inokulation. Der prozentuale Anteil asymptomatischer Pflanzen pro siRNA ist angegeben. Es wurden jeweils neun Pflanzen für die CMV- spezifischen siRNAs und drei Pflanzen für die siR gf698-Kontrolle eingesetzt. Alle weiteren Kontrollen wurden ähnlich durchgeführt wie in Figur 3. Die Nummern der siRNA-Kandidaten entsprechen den zuvor und im Folgenden in den Figuren, Tabellen und im Text gegebenen Bezeichnungen (mit Abkürzung siR bzw. siRCV). Figur 5. Slicer-Assay mit esiRNAs/ERNAs, die gegen CMV-RNA 3 (SEQ ID NO: 190) identifiziert wurden. Wie in den Anwendungsbeispielen beschrieben wurden „eNA-screens“ mit einer doppelsträngigen Version von CMV-RNA 3 (Typ Fny) durchgeführt, und im letzten Schritt wurden Slicer- Assays mit den erhalten siRNA Kandidaten durchgeführt (siehe auch analoge Beschreibung in Figur 2). AGO1- bzw. AGO2-mRNA wurde in Gegenwart der zu testenden siRNA im BYL translatiert. Die jeweiligen RISC wurden so mit der zu charakterisierenden siRNA programmiert und die endonukleolytische Hydrolyse der radioaktiv markierten CMV target-RNA 3 mittels Agarose- Gelelektrophorese und Autoradiographie detektiert. Sternchen (*) markieren die durch slicer-Aktivität des AGO/RISC generierten Spaltprodukte. Der standardisierte und stringent durchgeführte Typ des Slicer-Assays diente der finalen Definition einer esiRNA/ERNA: Als effizient wirksam - und damit als esiRNAs/ERNAs bezeichnet - werden die siRNAs, die in einem derart durchgeführten Slicer-Assay die AGO/RISC-mediierte Hydrolyse von mindestens 25% der ursprünglich im jeweiligen Assay eingesetzten Quantität an target-RNA induzieren (siehe auch Tabelle 2). (A) SiRNA-Kandidaten aus screen mit AGO1. (B) SiRNA-Kandidaten aus screen mit AGO2. Alle identifizierten esiRNAs/ERNAs sind in Tabelle 2 zusammengefasst. (C) Schematische Darstellung der Bindestellen der effizientesten esiRNAs/ERNAs auf CMV-RNA 3. Proteinkodierende Regionen sind als graue Kästen dargestellt. Die Nummern der siRNA-Kandidaten entsprechen den zuvor und im Folgenden in den Figuren, Tabellen und im Text gegebenen Bezeichnungen (mit Abkürzung siR oder siRCV). Wie gezeigt und beschrieben war eine enge Korrelation zwischen RNA-Spaltungsaktivität in vitro und antiviraler Aktivität in vivo zu beobachten. Tabelle 2. esiRNA/ERNA-Kandidaten gegen CMV-RNA 3 (SEQ ID NO: 190). Aufgelistet sind im Rahmen der „eRNA screens“ aus CMV-RNA 3 identifizierte 21 nt lange siRNAs. Aufgeführt sind jeweils die einzelsträngigen guide- und komplementären passenger-strands. Die siRNAs wurden als siRCV (CV für CMV) entsprechend der jeweiligen target-RNA (CMV-RNA3) und der Position des 5’-Endes des identifizierten guide strands benannt. Die siRNAs wurden wie beschrieben über standardisierte und stringente Slicer-Assays klassifiziert: Angegeben ist hier der Prozentsatz der durch die esiRNAs/ERNAs gespaltenen Quantität der jeweiligen target-RNA in den standardisierten und stringent durchgeführten Slicer-Assays. esiRNAs/ERNAs, die der Definition entsprechend identifiziert wurden (siehe oben und Figur 2) sind fett markiert: AGO1-selektiert schwarz; AGO2-selektiert grau. Andere siRNAs, die ebenfalls im screen identifiziert wurden, jedoch nicht der Definition von esiRNAs/ERNAs entsprechen, sind in normaler Schrift wiedergegeben. Einige der letzteren siRNAs (z.B. siRCV32061, 1132) dienten als Negativkontrollen für Infektionsexperimente in N. benthamiana. Die Effizienz in Protektionsexperimenten mit N. benthamiana ist für in planta getestete siRNAs angegeben (n.a. - nicht angegeben): Angegeben ist der Anteil asymptomatischer Pflanzen 35 Tage nach Infektion. Für die fett markierten siRNAs und Varianten hiervon (siehe Tabelle 6), eingesetzt in Form von esiRNAs/ERNAs oder davon abgeleiteter sRNAs oder eASO (eNAs) gegen CMV, wird entsprechend den Ansprüchen bevorzugt ein Patentschutz beantragt. Die jeweiligen SEQ ID NO sind angegeben und als „Zusatz zu Tabelle 2“ extra gelistet. Wie gezeigt und beschrieben war eine Korrelation zwischen RNA- Spaltungsaktivität in vitro und antiviraler Aktivität in vivo zu beobachten. Diese war jedoch nicht so ausgeprägt wie im Falle der gegen CMV-RNA 2 identifizierten esiRNAs/ERNAs (siehe auch Text). Figur 6. Charakterisierung der Protektionseffizienz von esiRNAs/ERNAs in planta, die gegen CMV- RNA 3 gerichtet sind. Vier bis fünf Wochen alte N. benthamiana-Pflanzen wurden mit den genomischen CMV-RNAs sowie individuellen, synthetischen esiRNAs/ERNAs mechanisch inokuliert (siehe Figur 3) und über eine Dauer von 28 Tagen auf das Auftreten CMV-spezifischer Symptome überprüft (dpi = days post inoculation). (A) Der Graph zeigt den prozentualen Anteil asymptomatischer Pflanzen über die Dauer des Experiments. Verläufe mit AGO1-spezifischen esiRNAs/ERNAs sind in schwarz, mit AGO2-spezifischen esiRNAs/ERNAs sowie der siR gf698-Kontrolle in grau dargestellt. (B) Die repräsentativen Pflanzenbilder veranschaulichen die Unterschiede zwischen asymptomatischen und symptomatischen Pflanzen 28 Tage nach der Inokulation. Die Ergebnisse stammen aus drei unabhängigen Pflanzenexperimenten. Der prozentuale Anteil asymptomatischer Pflanzen sowie die Anzahl der verwendeten Pflanzen ist angegeben (n = 9-15). Alle weiteren Kontrollen wurden ähnlich durchgeführt wie in Figur 3 angegeben. Die Nummern der siRNA-Kandidaten entsprechen den zuvor und im Folgenden in den Figuren, Tabellen und im Text gegebenen Bezeichnungen (mit Abkürzung siR bzw. siRCV). Figur 7. Vergleich der target-sites CMV(Fny)-spezifischer esiRNAs/ERNAs in RNA 2 mit den entsprechenden potenziellen target-sites dieser esiRNAs/ERNAs in den RNA 2 Molekülen anderer CMV-Stämme. (A) Das Schema („phylogenetic tree“) fasst exemplarische CMV-Stämme und ihre Zugehörigkeit zu bestimmten Untergruppen (II, IB, IA) zusammen. Das zum screening verwendete Virus Fny aus der Untergruppe IA ist mit einem Pfeil markiert (modifiziert nach Roossinck, 1999). (B) Die Übersichten zeigen exemplarische AGO1-spezifische (oben) und AGO2-spezifische (unten) esiRNAs/ERNAs aus CMV-RNA 2 und deren Sequenzübereinstimmung mit den target-sites in den target-RNAs verschiedener CMV-Stämmen. Der „expectation“-Wert ist ein Maß für die mismatches zwischen siRNA guide strand und der komplementären target-site. Je höher der Wert, desto geringer ist die Komplementarität zwischen siRNA und target-site in der CMV-RNA 2 des jeweiligen CMV- Stammes (https://www.zhaolab.org/psRNATarget/help#maxexpectation). Die aufgeführten esiRNAs/ERNAs haben entsprechend eine sehr hohe Komplementarität zu den aufgeführten genomischen RNAs der anderen CMV-Stämme. Tabelle 3. CMV(Fny)-spezifische esiRNAs/ERNAs, die gegen RNAs 2 und 3 gerichtet sind und einen kompletten match (komplette Übereinstimmung der entsprechenden target-sites) auf den RNAs 2 und 3 anderer CMV-Stämme haben. (A) Die Tabelle listet esiRNAs/ERNAs auf (schwarz aus AGO1 screening; grau aus AGO2 screening), die aus CMV(Fny) identifiziert wurden und deren target-sites vollständig mit potenziellen target-sites ausgewählter CMV-Stämme der Untergruppe IA (siehe auch Figur 7) übereinstimmen. Die Nummern entsprechen den jeweiligen siR bzw. siRCV in den vorangegangenen Figuren und Tabellen. (B) Die Tabelle listet esiRNAs/ERNAs auf (Markierung wie oben), die aus CMV(Fny) identifiziert wurden und deren target-sites vollständig mit potenziellen target-sites ausgewählter CMV-Stämme der Untergruppe IB übereinstimmen. Die aus CMV(Fny) identifizierten esiRNAs/ERNAs hatten keine vollständige Übereinstimmung (match) mit potenziellen target-sites in den RNAs 2 und 3 ausgewählter CMV-Stämme der Untergruppe II (siehe Tabelle 6). Die Nummern der siRNA-Kandidaten entsprechen den zuvor und im Folgenden in den Figuren, Tabellen und im Text gegebenen Bezeichnungen (mit Abkürzung siR bzw. siRCV). Die Angaben sind analog für andere sRNAs und eASO, deren Sequenz von diesen esiRNAs/ERNAs abgeleitet ist. Tabelle 4. Protektionspotenzial gegen CMV 2 RNAs. Die mit einem (+) markierten esiRNAs/ERNAs besitzen vollständig komplementäre target-sites in den genomischen RNA-Molekülen ausgewählter CMV-Stämme. Entsprechend den mit Stamm Fny erhaltenen Daten kann ein besonders breiter Schutz vor einer CMV-Infektion durch den Einsatz der grau hinterlegten und mit einem (+) markierten aus CMV-RNA 2 identifizierten esiRNAs/ERNAs erzielt werden, da diese vollständig komplementäre target- sites in jeweils fünf bis sechs der zum Vergleich ausgewählten CMV-Stämme besitzen. Mit einer Kombination verschiedener esiRNAs/ERNAs kann somit gegen alle hier betrachteten CMV-Stämme der Untergruppen IA sowie IB (und wahrscheinlich noch weitere Vertreter dieser Untergruppen) in Protektionsexperimenten geschützt werden. Durch entsprechende Variation der esiRNAs/ERNAs, d.h. Austausch einer oder mehrerer indizierter Nukleotide (siehe Tabelle 6) können die identifizierten esiRNAs/ERNAs ebenfalls gegen Stämme der Untergruppe II eingesetzt werden. Die Angaben sind analog für andere sRNAs und eASO, deren Sequenz von diesen esiRNAs/ERNAs abgeleitet ist. Tabelle 5. Protektionspotenzial gegen CMV 3 RNAs. Die mit einem (+) markierten siRNAs besitzen vollständig komplementäre target-sites in den ausgewählten CMV-Stämmen. Ein besonders breiter Schutz vor einer CMV-Infektion kann durch den Einsatz der grau hinterlegten und mit einem (+) markierten aus CMV-RNA 3 identifizierten esiRNAs/ERNAs erzielt werden, da diese vollständig komplementäre target-sites in jeweils fünf bis sechs der zum Vergleich ausgewählten CMV-Stämme besitzen. Mit einer Kombination verschiedener esiRNAs/ERNAs kann somit gegen alle hier betrachteten CMV-Stämme der Untergruppen IA sowie IB (und weitere Vertreter dieser Untergruppen) in Protektionsexperimenten geschützt werden. Durch entsprechende Variationen der esiRNAs/ERNAs, d.h. Austausch einer oder mehrerer indizierter Nukleotide (siehe Tabelle 6), können die identifizierten esiRNAs/ERNAs ebenfalls gegen Stämme der Untergruppe II eingesetzt werden. Die Angaben sind analog für andere sRNAs und eASO, deren Sequenz von diesen esiRNAs/ERNAs abgeleitet ist. Tabelle 6. Übereinstimmung der target-sites CMV(Fny)-spezifischer esiRNAs/ERNAs mit potenziellen target-sites dieser esiRNAs/ERNAs in den genomischen RNAs anderer CMV-Stämme. (A) Die Tabelle zeigt esiRNAs/ERNAs (die Nummern entsprechen den jeweiligen siR bzw. siRCV in den vorangegangenen Figuren und Tabellen), die aus CMV(Fny) identifiziert wurden und deren target-sites teilweise mit potenziellen target-sites ausgewählter CMV-Stämme der Untergruppe IA übereinstimmen. Die Anzahl jeweiliger mismatches ist in Klammern angegeben. (B) Die Tabelle zeigt esiRNAs/ERNAs, die aus CMV(Fny) identifiziert wurden und deren target-sites teilweise mit potenziellen target-sites ausgewählter CMV-Stämme der Untergruppen IB und II übereinstimmen. Die Spezifität der Bindung einer sRNA an die target-site einer target-RNA ist gewährleistet bei mismatches bis zu einer Anzahl von 5, bei höheren Schmelztemperaturen der komplementären RNA-Stränge jedoch oft auch noch bei einer Zahl an mismatches, die mindestens um 2 Nukleotide darüber liegt (Liu et al., 2014). Wie in Tabelle 6 gezeigt, besteht bis auf 4 Stämme, in denen die Anzahl der mismatches höher ist, durch die identifizierten esiRNAs/ERNAs, auch mit einer Anzahl von 7 mismatches zur target- site, für alle übrigen Stämme ein potenzieller Schutz in RNA silencing-Verfahren. Auf dieser Basis ist der beanspruchte Schutzumfang (siehe unten) für eNAs, die Veränderungen an 1-7 Positionen haben, begründet. Die Nummern der Kandidaten entsprechen den zuvor und im Folgenden in den Figuren, Tabellen und im Text gegebenen Bezeichnungen (mit Abkürzung siR bzw. siRCV). Die Angaben sind analog für andere sRNAs und eASO, deren Sequenz von diesen esiRNAs/ERNAs abgeleitet ist. Figur 8: Schematische Darstellung der Organisationsformen von edsRNAs. edsRNAs werden entweder durch Hybridisierung zweier separater komplementärer RNA-Moleküle (a) oder durch Hybridisierung komplementärer Bereiche eines RNA-Moleküls (b) erzeugt. Im Falle von (b) enthält das RNA-Molekül einen spacer (Definition siehe Text). Dieser spacer kann durch unterschiedliche Mechanismen (z.B. splicing oder Endonuklease-Aktivitäten) verkleinert oder komplett entfernt (prozessiert) werden, wodurch andere Formen von RNA hairpin-Molekülen oder ähnlich aufgebaute dsRNAs wie im Fall (a) entstehen können. edsRNAs, wie unter (a) werden im einfachsten Fall durch Hybrisierung unabhängig voneinander erzeugter komplementärer RNA-Moleküle gewonnen (siehe auch Anwendungsbeispiele und Figuren 9 und 10). Schwarze und graue Kästen: pseudo (p)-siRNAs (Definition siehe Text) mit variabler Sequenz am 5’ - bzw.3’-Ende; (s) sense, (as) antisense. A, B….Y…Z stehen für 1 bis n (bzw. in umgekehrter Reihenfolge n-1) esiRNA/ERNA-Sequenzen, die aus einem screen mit einem AGO-Protein (A), oder anderen AGO-Proteinen (B…, Y, Z) identifiziert und in die edsRNA-Sequenz aufgenommen wurden; (s) sense, (as) antisense. R: Hammerhead- oder Hepatitis delta virus (HDV)-Ribozym. Die Ribozyme wurden zur Generierung der Transkriptenden über „self- splicing“ verwendet. Sie sind nach der Generierung der jeweiligen edsRNA nicht mehr funktional vorhanden. Beispiele für edsRNAs, die entsprechend a) aufgebaut sind, sind in Figuren 9 und 10 gegeben. Beispiele für die Komposition von cDNA-Konstrukten, mit denen nach a) und/oder b) konzipierte edsRNAs generiert werden können, sind in Figur 11 gegeben. Figur 9. Exemplarische edsRNA und Kontroll-dsRNAs. Gezeigt ist der Aufbau einer edsRNA, die entsprechend des Schemas aus Figur 8 A) aus zwei Transkripten generiert wurde. Die edsRNA enthält 21 nt lange esiRNA/ERNA Sequenzen, für die gezeigt wurde, dass sie gegen die CMV-RNA 2 im RNA- silencing/RNAi-Prozess wirksam und in planta antiviral protektiv sind (Nummerierung entsprechend Figur 2 und Tabelle 1). Zudem sind zwei dsRNAs gezeigt, die klassisch, d.h. nicht aus esiRNA/ERNA- Sequenzen, sondern aus ununterbrochenen (kontinuierlichen) Bereichen der target-RNAs bestehend aufgebaut sind und als Kontrollen eingesetzt wurden. (A) Exemplarische edsRNA ‚dsCMV6si21‘. Diese besteht aus je einer 21 nt langen pseudo-siRNA an beiden Enden (durch Sternchen (*) symbolisiert) sowie sechs 21 nt langen Sequenzen gegen die CMV-RNA 2 gerichteter esiRNAs/ERNAs, die in pflanzlichen AGO1/RISCs oder AGO2/RISCs aktiv sind. Guide strands (gs) sind jeweils als Pfeile dargestellt, die in sense-Richtung 5’-3’ weisen. Die AGO1-spezifischen gs befinden sich auf dem einen, die AGO2-spezifischen gs auf dem anderen RNA-Strang. Die hier gezeigte Beispiel-RNA ist blunt, d.h. es stehen keine Nukleotide an den Enden über. Es wurden aber auch edsRNAs mit überstehenden Enden (Ü) generiert und getestet (siehe unten). Bezüglich ihrer Protektionseffizienz waren die erzielten Ergebnisse mit beiden Formen der edsRNAs identisch. Analog war die Protektionseffizienz auch mit edsRNAs, die nach dem Schema der Figur 8 B) oder Figur 11 aus einem Transkript generiert wurden (nicht gezeigt). (B) Kontroll-dsRNA 1. Die dsCMV besteht ebenfalls aus pseudo-siRNA-Sequenzen an den Enden sowie einem doppelsträngigen 126 nt langen Teilbereich (entsprechend einer Länge von sechs 21 nt langen siRNAs) aus CMV-RNA 2 und dem Teilbereich der CMV-RNA 2 entsprechender komplementärer Sequenz. Wichtig: In der dsCMV sind durch Zufall auch die Sequenzen von zwei siRNAs enthalten, die im eNA-screen gegen CMV-RNA 2 (s.o.) als esiRNAs/ERNAs identifiziert wurden (siehe Figur 10). (C) Kontroll-dsRNA 2. Die dsGFP besteht ebenfalls aus pseudo-siRNA-Sequenzen an den Enden und einem 126 nt langen doppelsträngigen Teilbereich aus der GFP-mRNA (mRNA kodierend für das green fluorescent protein) und diesem Teilbereich der GFP-mRNA entsprechender komplementärer Sequenz. Die exakten Sequenzen der gezeigten dsRNAs sind in Figur 10 gezeigt. Figur 10. Aufbau/Sequenzen von exemplarischen edsRNAs und der verwendeten Kontroll-dsRNAs (schematisch gezeigt in Figur 9). Gezeigt sind die Sequenzen zweier edsRNAs, dsCMV6si21 und dsCMV6si22, die aus pseudo-siRNA-Sequenzen (an den Termini) und esiRNAs/ERNA-Sequenzen aufgebaut sind, sowie der in Figur 9 gezeigten Kontroll-dsRNAs, dsCMV und dsGFP, die aus pseudo- siRNA-Sequenzen an den Termini und sonst kontinuierlichen Bereichen der CMV-RNA 2 bzw. GFP mRNA aufgebaut sind (jeweils gezeigt sind der sense und der antisense-Strang). Die edsRNAs enthalten 21 nt oder 22 nt lange esiRNA/ERNA-Sequenzen, für die gezeigt wurde, dass sie gegen die CMV-RNA 2 im RNA silencing/RNAi-Prozess wirksam und in planta antiviral protektiv sind (Figuren 2-4). dsCMV6si21 besteht aus je einer 21 nt langen pseudo-siRNA an beiden Enden sowie sechs 21 nt langen CMV-spezifischen esiRNAs/ERNAs (je drei aktiv in AGO1/RISC bzw. AGO2/RISC). Die AGO1-spezifischen guide strands (gs) befinden sich auf dem einen, die AGO2-spezifischen gs auf dem anderen RNA- Strang. Da der gs einer siRNA auf der dsRNA mit dem 2 nt 3’-Überhang des passenger-Stranges der jeweils nachfolgenden siRNA überlappt, wurden an diesen Stellen teilweise Modifikationen an den zwei 3’-terminalen Nukleotiden der passenger-Stränge vorgenommen, um eine vollständige Komplementarität der edsRNA zu erhalten. Die dsCMV6si22 ist nach dem gleichen Prinzip aufgebaut und besteht aus je einer 22 nt langen pseudo-siRNA an beiden Enden sowie sechs 22 nt langen CMV- spezifischen esiRNAs/ERNAs (je drei aktiv in AGO1/RISC bzw. in AGO2/RISC). Die AGO1-spezifischen gs befinden sich auf dem einen, die AGO2-spezifischen gs auf dem anderen RNA-Strang. Die verschiedenen Teilbereiche der RNA sind folgendermaßen kenntlich gemacht. dsCMV6si21 bzw.22 (5’-3’): fett schwarz-pseudo-siRNA, dunkelgrau-siRCV21172 gs, hellgrau-siRCV2 1489 gs, kursiv schwarz-siRCV2359 gs. gs – guide strand dsCMV6si21 bzw.22 (3’-5’): fett schwarz-pseudo-siRNA, hellgrau-siRCV2380 gs, kursiv schwarz-siRCV2 2041 gs, dunkelgrau-siRCV21020 gs Die dsCMV besteht ebenfalls aus pseudo-siRNA-Sequenzen an den Enden sowie einem 126 nt langen doppelsträngigen Teilbereich (entsprechend einer Länge von sechs 21 nt langen siRNAs) aus der CMV- RNA 2. Wichtig: In dem aus der CMV-RNA 2 ausgewählten Teilbereich waren durch Zufall zwei siRNAs enthalten, die im eNA-screen (s.o.) als esiRNAs/ERNAs identifiziert wurden (siRCV2557 und siRCV2 540: unterstrichen bzw. kursiv). Die dsGFP besteht ebenfalls aus pseudo-siRNA-Sequenzen an den Enden und einem 126 nt langen doppelsträngigen Teilbereich der GFP-mRNA. Diese dsRNA enthält die Sequenz der in früheren Experimenten verwendeten Kontroll-siRNA siR gf698 (Kleinbuchstaben). Die jeweiligen SEQ ID NO sind angegeben. Figur 11. Exemplarischer Aufbau von cDNA-Konstrukten/Templaten, mit denen auf verschiedene Weise in vitro oder in vivo edsRNAs mit unterschiedlichem Aufbau generiert werden können. Die gezeigten cDNAs enthalten unterschiedliche, beispielhafte Promotoren (Phage T7 RNA Polymerase-, Pol II- und Pol I-Promotoren (Pol II und Pol I-Promotoren beispielhaft aus Saccharomyces cerevisiae)), über die edsRNAs von diesen cDNAs trankribiert werden können. Die generierten edsRNAs enthalten mindestens eine pseudo-siRNA-Sequenz und esiRNA-Sequenzen, die hier beispielhaft den esiRNA- Sequenzen entsprechen, die gegen CMV gerichtet identifiziert wurden (identisch zu den esiRNA/ERNA- Sequenzen in den edsRNA Konstrukten gezeigt in Figuren 9 und 10). Wie erwähnt sind die verwendeten esiRNA-Sequenzen beispielhaft, d.h. in entsprechend anderen, sonst analog aufgebauten cDNA-Konstrukten können völlig unterschiedliche pseudo-siRNA-Sequenzen oder esiRNA/ERNA- Sequenzen enthalten sein (siehe Figur 8 und Text). Die cDNAs kodieren zusätzlich zu den komplementären pseudo-siRNA- bzw. esiRNA Sequenzen noch eine spacer-Sequenz, die hier, wiederum beispielhaft, für ein zelluläres Intron (Actin 1) kodiert und durch die zelluläre Speißmaschinerie gespleißt werden oder durch zelluläre RNAasen abgebaut werden kann. Zusätzlich kodieren die cDNAs für Ribozyme (HH Ribozym bzw. HDV Ribozym), die nach Transkription einen Terminus oder beide Termini der edsRNA durch self-splicing generieren. Zudem kodieren sie für Transkriptionsterminatoren (hier beispielhaft VSV- oder zelluläre Pol-Terminatoren) und Restriktionsstellen zu Klonierungszwecken. Die jeweiligen Sequenzen, die sich z.T. auch überlappen können (siehe Text oben) sind in unterschiedlicher Form kenntlich gemacht. Die jeweiligen SEQ ID NO sind angegeben. edsRNAs generiert via T7-RNA Polymerase Konstrukt 1.1. edsRNA wird als hairpin-Transkript generiert. Konstrukt enthält: Promotor der T7-RNA Polymerase (T7 Promotor); esiRNA-Sequenzen sowie eine pseudo-siRNA-Sequenz, die einseitig terminal der esiRNA-Sequenzen lokalisiert ist; das Actin-1 Intron als spacer, das Hepatitis D Virus (HDV) Ribozym; den Vesicular stomatitis Virus (VSV) Transkriptionsterminator; Restriktionsstellen (Spe I / Xba I) für die Klonierung. Konstrukt 1.2. edsRNA wird als hairpin-Transkript generiert, das weiter prozessiert wird. Konstrukt enthält: T7 Promotor; esiRNA-Sequenzen sowie zwei pseudo-siRNA-Sequenzen, die zweiseitig terminal der esiRNA-Sequenzen lokalisiert sind; das Actin-1 Intron als spacer; das HDV Ribozym; den VSV Transkriptionsterminator; Restriktionsstellen (Spe I / Xba I) für die Klonierung. edsRNAs generiert via RNA polymerase II (Pol II) Konstrukt 2. edsRNA wird als hairpin-Transkript generiert, das weiter prozessiert wird. cDNA wird hinter zellulären Pol II Promotor kloniert, der potenziell induzierbar ist (z.B. Gal1 Promotor von Saccharomyces cerevisiae) und die Termination erfolgt durch einen 3’-seitigen Pol II-Termintor (z.B. CYC1 Terminator aus Saccharomyces cerevisiae). Konstrukt enthält: Hammerhead Ribozym (HH Ribozym); esiRNA-Sequenzen sowie eine pseudo-siRNA-Sequenz, die einseitig terminal der esiRNA- Sequenzen lokalisiert ist; das Actin-1 Intron als spacer; das Hepatitis D Virus (HDV) Ribozym; Restriktionsstellen (Hind III / Xba I) für die Klonierung. edsRNAs generiert via RNA polymerase I (Pol I) Konstrukt 3.1. edsRNA wird als hairpin-Transkript generiert. Konstrukt enthält: Einen zellulären Pol I Promotor; esiRNA-Sequenzen sowie eine pseudo-siRNA-Sequenz, die einseitig terminal der esiRNA- Sequenzen lokalisiert ist; das Actin-1 Intron als spacer; das Hepatitis D Virus (HDV) Ribozym; einen minimalen Pol I Terminator; Restriktionsstellen (SpeI / Xba I) für die Klonierung Konstrukt 3.2. edsRNA wird als hairpin-Transkript generiert, das weiter prozessiert wird. Konstrukt enthält: Pol I Promotor; esiRNA-Sequenzen sowie zwei pseudo-siRNA-Sequenzen, die 5’- und 3’-seitig der esiRNA-Sequenzen lokalisiert sind; das Actin-1 Intron als spacer; das HDV Ribozym; den Pol I- Terminator; Restriktionsstellen (Spe I / Xba I) für die Klonierung. Figur 12. Prozessierung einer edsRNA durch DCLs in vitro. Radioaktiv markierte dsCMV6si21 wurde BYL zugesetzt und die Prozessierung durch die im Extrakt endogen enthaltenen DCL4, DCL2 und DCL3 über einen Zeitraum von 24 h verfolgt. Proben, die nach den indizierten Zeitpunkten nach Zugabe der dsRNA dem BYL entnommen wurden, wurden mittels PAGE aufgetrennt und mittels Autoradiographie visualisiert (M = 21 nt siRNA als Marker). Das definierte Bandenmuster lässt auf eine definierte Prozessierung der edsRNA durch die DCL-Proteine schließen. Dabei entsteht ein signifikanter Anteil an 21 nt siRNAs. Figur 13. Slicer-Assay mit einzelnen AGO1- und AGO2-spezifischen esiRNAs/ERNAs aus CMV-RNA 2 sowie mit den analogen esiRNAs/ERNAs die aus einer edsRNA in BYL generiert werden. In BYL wurden AGO1- bzw. AGO2/RISC mit individuellen esiRNAs/ERNAs, mit einem entsprechenden Mix aus diesen esiRNAs/ERNAs, oder esiRNAs/ERNAs rekonstituiert, die im BYL durch die dort präsenten DCL aus der edsRNA ‚dsCMV6si21‘ prozessiert wurden. Die endonukleolytische Hydrolyse der radioaktiv markierten target-RNA wurde mittels Agarose-Gelelektrophorese und Autoradiographie detektiert. Sternchen (*) markieren die durch slicer-Aktivität der AGO/RISC generierten Spaltprodukte. Sowohl die individuellen siRNAs als auch die aus der edsRNA prozessierten siRNAs führen zur effizienten Spaltung der target-RNA in die erwarteten Spaltprodukte. Figur 14. NGS RNA-seq-Analyse von siRNAs, die in BYL aus einer edsRNA (die die Sequenzen von 21 nt esiRNAs/ERNAs enthält) generiert wurden. Angegeben sind die Anteile der reads von 21 nt esiRNAs/ERNAs an der Gesamtheit aller 21 nt reads. (A) Anteil der esiRNA/ERNA guide- und passenger strand-reads basierend auf deren Position auf der hier eingesetzten edsRNA dsCMV6si21. (B) Anteil der guide- und –passenger strand-reads pro esiRNA/ERNA. Alle CMV-spezifischen esiRNAs/ERNAs konnten detektiert werden. Somit konnte gezeigt werden, dass diese durch das in BYL enthaltene DCL4 aus der entsprechenden edsRNA prozessiert werden. (C) Vergleich der prozentualen aus der edsRNA generierten und detektierbaren Anteile der guide- und passenger strands CMV-spezifischer siRNAs. Es wird deutlich, dass die eingesetzten esiRNAs/ERNAs zu einem hohen Anteil (zu ca. 60% der reads) gefunden werden und somit präferenziell durch DCL4 aus der edsRNA generiert werden. Figur 15. Vergleich der protektiven Wirkung verschiedener dsRNAs in planta. Vier bis fünf Wochen alte N. benthamiana-Pflanzen wurden mit verschiedenen dsRNAs oder Einzelstrang-Komponenten bestimmter dsRNAs mechanisch inokuliert. Gleichzeitig wurden die genomischen, infektiösen CMV- RNAs verabreicht (ko-inokuliert), die, bei nicht vermitteltem Schutz, eine Infektion auslösen. Dargestellt ist jeweils der prozentuale Anteil asymptomatischer N. benthamiana-Pflanzen über einen Zeitraum von 35 Tagen (dpi = days post inoculation). (A) Prozentualer Anteil asymptomatischer Pflanzen nach Verabreichung von dsCMV62i21-Ü, dsCMV6si22-Ü, dsCMV und dsGFP. (B) Repräsentative Pflanzenbilder zu dem Experiment gezeigt in (A). Der Einsatz der dsCMV6si21-Ü, bestehend aus sechs 21 nt langen CMV-spezifischen esiRNAs/ERNAs vermittelt einen sehr effizienten (100%) Schutz vor einer CMV Infektion. Mit dem analogen Konstrukt, bestehend aus 22 nt langen Varianten derselben esiRNAs/ERNAs, wurde ein verminderter Schutz (30%) der Pflanzen vor einer CMV-Infektion erreicht. Die konventionell aufgebaute dsCMV (enthält zwei esiRNA/ERNA-Sequenzen) vermittelt einen dagegen nochmals deutlich verminderten Schutz, die dsGFP vermittelt keinen Schutz. (C) Vergleich der protektiven Wirkung von dsRNAs und einzelsträngiger RNAs, die den konstituierenden Einzelsträngen der dsRNAs entsprechen (siehe Text Anwendungsbeispiel). Wie gezeigt, schützt lediglich die doppelsträngige RNA bestehend aus mehreren CMV-spezifischen esiRNAs/ERNAs (dsCMV6si21-Ü) sehr effektiv vor einer CMV-Infektion. Die konventionell aufgebaute dsCMV und ebenso alle Einzelstrangkomponenten der dsRNAs vermitteln dagegen keinen Schutz. Dies lässt darauf schließen, dass der durch die edsRNA vermittelte Schutz gegen die Virusinfektion auf deren Prozessierung in esiRNAs/ERNAs durch pflanzliche DCLs beruht (siehe Text Anwendungsbeispiele). Tabelle 7. Sequenzen und Aktivitäten der in den jeweiligen screenings gegen drei verschiedene mRNA-targets identifizierten esiRNAs/ERNAs gegen M. incognita. Die siRNAs, aufgeführt sind wiederum jeweils die einzelsträngigen guide- und komplementären passenger-strands, wurden in der in den Anwendungsbeispielen beschriebenen Weise über „eNA-screens“ identifiziert und über Slicer- Assays als esiRNAs/ERNAs klassifiziert: Angegeben ist hier der Prozentsatz der durch die esiRNAs/ERNAs gespaltenen Quantität der jeweiligen target-RNA in den standardisierten und stringent durchgeführten Slicer-Assays. Wie über die Markierung angezeigt (fett), erfüllten alle aufgeführten siRNAs das entsprechende Kriterium von mindestens 25% Spaltungseffizienz der ursprünglich eingesetzten target-RNA. Die siRNAs wurden als siRMI (MI für M. incognita) und entsprechend der jeweiligen target-RNA (SPF - Splicing factor SEQ ID NO: 191; INT – Integrase SEQ ID NO: 192; ACT - Actin 4 SEQ ID NO: 193) und der Position des 5’-Endes des identifizierten guide strands benannt. Angegeben ist zudem, ob die esiRNAs/ERNAs eine nematizide Wirkung in planta haben (ja/n.t. – bisher nicht getestet). Schließlich ist auch die Aktivität der esiRNAs/ERNAs nach Behandlung der Tiere (soaking) in vivo angegeben: Hier ist die Normalisierte Expressionsrate (NER) der jeweiligen mRNAs, bestimmt durch qRT-PCR (siehe auch Figur 14) angegeben (ermittelt über qRT-PCR). Die Werte (in Prozent) geben den Anteil an gespaltenem Produkt wieder: Z.B. im Falle der siRMISPF 441 erfolgt nach Behandlung bei 90% der mRNA ein slicing in vivo (im Vergleich zu 0% bei Behandlung mit siR gf698). Wie gezeigt und beschrieben war eine enge Korrelation zwischen RNA-Spaltungsaktivität in vitro und in vivo zu beobachten. Aufgelistet sind solche RNAs, für die und Varianten hiervon, entsprechend den Ansprüchen und eingesetzt gegen M. incognita in Form von esiRNAs/ERNAs oder davon abgeleiteter sRNAs oder eASO (eNAs), ein Patentschutz beantragt wird. Die jeweiligen SEQ ID NO sind angegeben und als „Zusatz zu Tabelle 7“ extra gelistet. Figur 16. Silencing der Splicing factor mRNA von M. incognita durch identifizierte esiRNAs/ERNAs in vivo und in planta. A) In vivo: Normalisierte Expressionsrate (NER) der Splicing factor mRNA (SPF SEQ ID NO: 191), bestimmt durch qRT-PCR (gezeigt ist die noch messbare Quantität an mRNA) nach der Inkubation von Nematodenlarven im J2-Stadium (J2s) für 24 Stunden in siRNA-Lösung (siRMISPF 166, siRMISPF 220 und siRMISPF 441). Für die genspezifische reverse Transkription (RevertAid Reverse Transkriptase) zu cDNA nach einem Standardverfahren, wurden ca.500 ng der Gesamt-RNA bzw.1/5 verdünnte cDNA als PCR-template verwendet. Die MI 18S rRNA (HE667742) wurde in der quantitativen RT-PCR als Referenzgen verwendet. Die Berechnung der normalisierten Expressionsraten (NER) erfolgte nach der mathematischen Methode 2 ^-ddCt unter Verwendung des mittleren Ct-Wertes des Referenzgens. Zwei repräsentative Experimente mit je zwei Wiederholungen sind gezeigt (water – Wasserkontrolle ohne siRNA; siR GFP (bzw. siR gf698) – Negativkontrolle: gemessene mRNA Quantität 100%). B) In planta/Anzahl der Eier (eggs-J2 s) in Tomatenwurzeln. J2s wurden 24 Stunden lang in Gegenwart von Kontroll-siRNA (siR GFP bzw. siR gf698) oder Test-siRNA in Wasser inkubiert. Die Fähigkeit der Nematoden, eine Infektion in Wurzeln von Tomatenpflanzen (zwei Wochen alt n=15) zu etablieren und ihren Lebenszyklus abzuschließen, wurde durch Zählen der Eier (eggs J2) 56 Tage nach der Infektion analysiert. Fehlerbalken: Standardabweichung des Mittelwerts (SDM). Sternchen zeigen statistische Unterschiede zu den Kontrollen bei p≤ 0,05 (*), p≤ 0,01 (**) und p≤ 0,001 (***) an, die mit einem zweiseitigen Student’s t-Test ermittelt wurden. Ein repräsentatives Experiment ist gezeigt. Figur 17. Silencing der Actin 4 und Integrase mRNAs in vivo. Die hier gezeigten repräsentativen Experimente wurden analog zu Figur 17 durchgeführt. A: Normalisierte Expressionsrate (NER) der Actin 4-mRNA (ACT SEQ ID NO: 193), bestimmt durch qRT-PCR (siehe Figur 15) nach 24-stündiger Inkubation von Nematodenlarven im J2-Stadium (J2s) in siRNA-Lösungen (siR 154, siR 200, siR 303, siR 419, siR 433, siR 435 und siR 661). B: Normalisierte Expressionsrate (NER) der Integrase-mRNA (INT SEQ ID NO: 192), bestimmt durch qRT-PCR (siehe Figur 15) nach 24-stündiger Inkubation von Nematodenlarven im J2-Stadium (J2s) in siRNA-Lösungen (siR 135, siR 273, siR 423 und siR 444). Fehlerbalken: Standardabweichung des Mittelwerts (SDM). Sternchen zeigen statistische Unterschiede zu den Kontrollen bei p≤ 0,05 (*), p≤ 0,01 (**) und p≤ 0,001 (***) an, die mit einem zweiseitigen Student’s t- Test ermittelt wurden. Tabelle 8. Sequenzen der in den jeweiligen screenings gegen verschiedene mRNA-targets identifizierte esiRNAs/ERNAs gegen B. cinerea. Die siRNAs, aufgeführt sind jeweils die einzelsträngigen guide- und komplementären passenger-strands, wurden in der in den Anwendungsbeispielen beschriebenen Weise über „eNA-screens“ identifiziert und über Slicer-Assays als esiRNAs/ERNAs klassifiziert: Angegeben ist hier der Prozentsatz der durch die esiRNAs/ERNAs gespaltenen Quantität der jeweiligen target-RNA in den standardisierten und stringent durchgeführten Slicer-Assays. Die siRNAs wurden als siRBC (BC für B. cinerea) und entsprechend der jeweiligen target-RNA (VDS - VDS51 SEQ ID NO: 194; DCTN - DCTN1 SEQ ID NO: 195; SAC - Sac1 SEQ ID NO: 196; ERG - ERG27 SEQ ID NO: 197; EF - EF2 SEQ ID NO: 198; CHS - CHS1 SEQ ID NO: 199) und der Position des 5’-Endes des identifizierten guide strands benannt. esiRNAs/ERNAs sind fett markiert: Für diese fett markierten siRNAs und Varianten hiervon (siehe Tabelle 6), eingesetzt in Form von esiRNAs/ERNAs oder davon abgeleiteter sRNAs oder eASO (eNAs) gegen B. cinerea, wird entsprechend den Ansprüchen bevorzugt ein Patentschutz beantragt. Die jeweiligen SEQ ID NO sind angegeben und als „Zusatz zu Tabelle 8“ extra gelistet. Figur 18. Slicer-Assays mit esiRNAs/ERNAs die gegen verschiedene B. cinerea mRNAs identifiziert wurden. Die siRNAs wurden in der in den Anwendungsbeispielen beschriebenen Weise über „eNA- screens“ identifiziert und über standardisierte und stringent durchgeführte Slicer-Assays klassifiziert. Die Slicer-Assays wurden wie oben beschrieben mit AGO1 aus Colletotrichum graminicula (siehe Text) durchgeführt. Die Translationsreaktion von C. graminicula AGO1 wurde in Gegenwart der zu testenden, synthetischen siRNA-Duplexe durchgeführt, sodass es zum Einbau der gewünschten siRNAs in den AGO/RISC kam. Anschließend wurden die radioaktiv markierten mRNAs als target-RNA zugegeben. Aus den Ansätzen wurde Gesamt-RNA isoliert und mittels denaturierender PAGE und Autoradiographie auf Spaltprodukte analysiert. Die verwendeten target-RNAs (VDS steht für VDS51; DCTN für DCTN1; SAC für Sac1; ERG für ERG27; EF für EF2) und die entstandenen Spaltprodukte sind jeweils markiert. Die siRNAs sind entsprechend Tabelle 8 benannt. Zum Vergleich wurden jeweils siRNAs (257, 470, 653, 808) im Assay eingesetzt, die durch in silico-Prognose (https://www.zhaolab.org/pssRNAit/) ermittelt wurden. Als Kontrolle wurde der Slicer-Assay ohne siRNA (-) durchgeführt. Als weitere Kontrolle wurden ursprünglich verwendete dsRNAs (ds) bzw. pools von siRNAs („pool“) auf das Gel aufgetragen. Figur 19. Inhibition des Wachstums von B. cinerea durch topical application von esiRNAs/ERNAs, die gegen definierte target-RNAs gerichtet sind. (A) Balkendiagramme, die die Größe der von B. cinerea auf Blättern von Arabidopsis thaliana (Wildtyp-Form; Col-0) entwickelten Läsionen wiedergeben. Die Pflanzen wurden mit Suspensionen von B. cinerea-Sporen und verschiedenen Kombinationen von siRNAs inokuliert: i) einer Mischung aus sechs esiRNAs/ERNAs, die gegen die Erg27 mRNA gerichtet sind (siRBCERG); ii) einer Mischung aus vier esiRNAs/ERNAs, die gegen die Erg27 mRNA gerichtet sind, sowie zwei esiRNA/ERNAs, die gegen die SacI mRNA gerichtet sind und eine esiRNA/ERNA, die gegen die Ef2 mRNA gerichtet ist (siRBCMIX); und iii) eine siRNA, die gegen die GFP-mRNA gerichtet ist (siR gf698 bzw. siR GFP). Für jede Behandlung wurden zwölf Pflanzen verwendet, und pro Pflanze wurden drei Blätter (Blätter 8, 9 und 10) inokuliert. Auf jedes Blatt wurde ein Tropfen der Suspensionen mit den Sporen und 400 ng (siR gf698 bzw. siR GFP), 2400 ng (siRBCERG) oder 2800 ng (siRBCMIX bzw. siR GFP) der RNAs gegeben. Suspensionen ohne RNAs („Water“) wurden als Pilzwachstumskontrolle verwendet. Die Läsionsfläche auf den Blättern (siehe Beispiele unteres Feld) wurde 3 Tage nach der Inokulation (dpi) mit der Software ImageJ bestimmt, und die Größen wurden in fünf Kategorien eingeteilt: i) >50 mm ² (+++), ii) 20-50 mm ² (++), iii) 10-20 mm ² (+), iv) 1-10 mm ² (+/-), und v) 0 mm ² (-). Die verschiedenen Kategorien sind in Prozent angegeben. Repräsentative Bilder von Blättern mit Läsionen der verschiedenen Kategorien (unteres Feld). (B) qRT-PCR-Bestimmung der Erg27 mRNA- Level in vivo (während des pilzlichen Infektionsprozesses).3 dpi wurde aus den Pilzläsionen der Blätter Gesamt-RNA extrahiert und cDNA mit einem Standardprotokoll generiert. Für die nachfolgende PCR- Amplifikation wurden zwei primer-Sätze verwendet, die die Regionen abdecken, auf die die verschiedenen esiRNA/ERNAs abzielen (oberer Bereich). Der Level an Erg27 mRNA wurde auf den endogenen Level der B. cinerea Actin mRNA („house-keeping“) normiert. Angegeben ist die Normalisierte Expressionsrate (NER; siehe auch vorangegangene Figuren). Die Balken stellen den Mittelwert von vier biologischen Wiederholungen dar (die jeweils sechs Läsionen von unabhängigen Blättern enthielten), die Fehlerbalken und die SDM (Standardabweichung des Mittelwerts; unterer Bereich). Statistisch signifikante Unterschiede zur Wasserkontrolle („Water“) wurden mit einem zweiseitigen Student’s t-Test ermittelt: *p≤0,05, *p≤0,01, ***p≤0,001. Anwendungsbeispiele Anwendungsbeispiel 1: Nukleinsäure-Wirkstoffe gegen Cucumber mosaic virus, CMV Das beschriebene „eNA-screen“-Verfahren wurde, in dieser Form erstmals, auf zwei RNA-Segmente des CMV-Genoms (Stamm Fny) als target-RNAs angewendet: RNA 2 (SEQ ID NO: 189) kodiert für das 2a-Protein und die subgenomische RNA 4A, die wiederum für den viralen Suppressor des RNA silencing (VSR), 2b kodiert. RNA 3 (SEQ ID NO: 190) kodiert für das 3a Protein und die subgenomische RNA 4, die wiederum für das Kapsid-Protein (CP) kodiert (Figur 2 D und Figur 5). Das screening wurde sowohl mit AGO1 (L-Version; Gursinsky et al., 2015) als auch mit AGO2 aus Nicotiana benthamiana (Nb) durchgeführt. Die target-RNAs wurden in doppelsträngiger Form in den screens eingesetzt. Gegen CMV-RNA 2 wurden so mit NbAGO1L und NbAGO2 eine Reihe von siRNAs identifiziert, die als esiRNAs/ERNAs klassifiziert wurden (Figur 2; Tabelle 1). Wie oben beschrieben, erfolgte die Klassifizierung als esiRNAs/ERNAs im finalen Schritt des „eNA-screens“, in standardisierten und stringent durchgeführten Slicer-Assays (Protokoll abgewandelt aus WO 2019/001602; WO 2022/200407und Gago-Zachert et al., 2019; siehe auch generelle Beschreibung des Verfahrens oben): Zur Bildung der RISC wurden in einer Reaktionslösung (Gago-Zachert et al., 2019), enthaltend 50% (v/v) BYL mit definierter Proteinquantität und Translationsaktivität, 0,5 pmol der mRNA des zu verwendenden AGO-Proteins in Gegenwart von 10-100 nM der synthetischen zu charakterisierenden siRNA sowie einem 10-fachen Überschuss (0,1-1 µM) einer Kompetitor-siRNA (siR gf698) translatiert. Die eingesetzte Quantität der zu testenden siRNA wurde dabei auf die Aktivität des jeweiligen AGO- Proteins mit der siRNA siR gf698 auf deren GFP-mRNA target eingestellt. siR gf698 erfüllt auf der GFP mRNA die Kriterien einer esiRNA/ERNA (Schuck et al., 2013). Nach einer Inkubationszeit von 2,5 h bei 25 °C wurden pro Ansatz 3,4 pmol einer unspezifischen mRNA (kodierend für das Firefly-Luciferase Protein) als weitere Kompetitor-RNA sowie 10 fmol der radioaktiv markierten target-RNA zugegeben und die Reaktionsansätze erneut für 15 min bei 25 °C inkubiert. Während dieser Inkubation erfolgt ggf. die Spaltung der target-RNA durch die gebildeten AGO/RISC. Die weiteren Bedingungen und die Analyse der Spaltungsreaktion entsprachen Gago-Zachert et al., 2019: Nach Gelelektrophorese der extrahierten RNA erfolgte die Quantifizierung der im Vergleich zu einer Kontrollreaktion (ohne siRNA durchgeführt) verbliebenen Quantität an target-RNA bzw. der entstandenen Spaltprodukte über Messung der Badenintensitäten (ImageQuantTL oder ImageJ). Die Klassifizierung als esiRNA/ERNAs erfolgte anhand der so gemessenen Spaltungsaktivität (slicer-Aktivität) des jeweils mit dieser siRNA gebildeten RISC auf der target-RNA (siehe auch Tabellen): Wurde mindestens 25% der in den Assay ursprünglich eingesetzten Quantität der target-RNA unter den standardisierten und stringenten (kompetitiven) Bedingungen endonukleolytisch zu Spaltprodukten umgesetzt, wurde diese siRNA als effektiv, als esiRNA/ERNA, bezeichnet. Die Festlegung auf 25% Spaltungseffizienz als Schwellenwert erfolgte aufgrund früherer (Gago-Zachert et al.2019) sowie der hier erhaltenen Daten, die zeigen, dass esiRNAs/ERNAs, die diese Charakteristik in vitro aufweisen, in vivo eine klar messbare antipathogene Wirkung im Vergleich zu Kontroll-siRNAs (siehe unten) haben. Auf dieser Basis wurden esiRNAs/ERNAs charakterisiert, die mit AGO1 auf der CMV-RNA 2 besonders spaltungsaktiv sind. Es waren dies z.B. siRCV2359, siRCV21172 und siRCV21489 (Benennung der Kandidaten erfolgt mit „siR“, „CV“ für CMV, der jeweiligen RNA und der Position der viralen (+)RNA, zu der das 5’-Nukleotid des siRNA-guide strands komplementär ist). Eine hohe Spaltungsaktivität hatten auch siRCV2149, siRCV2 186, siRCV21613, siRCV21982, siRCV22441, siRCV22562 und siRCV22727. Die funktionellen in vitro Daten mit diesen siRNAs sind in Figur 2 gezeigt; die Sequenzen dieser siRNAs sind in Tabelle 1 (im Zusatz zu Tabelle 1 mit den jeweiligen SEQ ID NO) zusammengefasst. Analog wurden siRCV2 380, siRCV2 1020 und siRCV2 2041 als besonders spaltungsaktive RNA Wirkstoffe im RISC-Komplex zusammen mit AGO2 identifiziert. Eine hohe Spaltungsrate hatten auch siRCV2407, siRCV2449, siRCV2540, siRCV2557, siRCV21054 und siRCV21248 (Figur 2; Tabelle 1). Die auf der RNA 2 lokalisierten Bindestellen der besonders spaltungsaktiven (effizientesten) siRNAs sind in Figur 2 C schematisch aufgezeigt. Beispielhaft wurden die in vitro identifizierten esiRNAs/ERNAs siRCV21020, 1172, 359, 1489, 380 und 2041 in Protektionsexperimenten in planta eingesetzt. Dazu wurde eine statistisch repräsentative Anzahl an N. benthamiana Pflanzen (n=12-15) mit Carborundum über ein Standard-Protokoll („rub-in“) - mit 150 pmol (~1 µg) der zu testenden siRNA (synthetisch bezogen von einer Firma) und je 20 fmol der genomischen CMV-RNAs (1-3; hergestellt durch in vitro Transkription ausgehend von „infektiösen cDNAs“ (erhalten von Prof. Fernando García-Arenal Rodríguez (Polytechnische Universität Madrid) und Prof. John Carr (Universität Cambridge); Rizzo und Palukaitis 1990) pro Pflanze ko-inokuliert (RNAs gelöst in 15 mM KH2PO4, 25 mM Glycin Lösung). Die Infektion mit den CMV-RNAs wurde dabei so durchgeführt, dass die jeweilige Quantität an RNAs, wenn sie ohne Zusatz in N. benthamiana inokuliert wird, zu 100% zu einer Infektion mit signifikanter Symptomentwicklung führt (sog. „maximaler challenge“). Als Kontrollen wurden die unspezifische siR gf698 bzw. siRNAs eingesetzt, die im zuvor durchgeführten screen keine oder eine nur geringfügige Spaltungsaktivität auf der target-RNA aufwiesen (siRCV21844 und siRCV22634) eingesetzt. Die Pflanzen wurden über 35 Tage (dpi; days post infection) auf Symptomentwicklung untersucht. Figur 3 A zeigt repräsentative Bilder von Pflanzen, die in der genannten Weise behandelt wurden, Figur 3 B zeigt die Gesamtverläufe über mehrere Experimente (drei biologische Wiederholungen). Dabei wurde deutlich, dass mit siRCV2 359 und siRCV21489 jeweils zu 93% ein Schutz und mit siRCV21020 und siRCV21172 jeweils zu 100% ein Schutz gegen eine CMV-Infektion erreicht werden kann: D.h. alle bzw. die klare Mehrheit der so behandelten Pflanzen blieben bei dem angewandten maximalen challenge symptomlos. Mit siRCV2380 und siRCV2 2041 wurde zu 60% ein Schutz gegen eine CMV-Infektion erreicht, d.h. 40% dieser Pflanzen entwickelten bei challenge Symptome. Die verschiedenen Negativkontroll-siRNAs vermittelten geringen oder keinen Schutz: Nur 0-7 % der so behandelten Pflanzen blieben während des challenge symptomlos. Diese Schutzwirkung konnte auch dadurch bestätigt werden, dass in Pflanzen, die nach Behandlung mit den jeweils protektiven esiRNAs/ERNAs „per Auge“ nach 35 dpi als asymptomatisch identifiziert wurden, genomische CMV-RNA nicht mehr über RT-PCR (Standardprozedur) nachweisbar war (Figur 3 C). Mit 22 nt Versionen der jeweiligen esiRNAs/ERNAs ließ sich ebenfalls ein Pflanzenschutz gegen eine CMV-Infektion erreichen. Exemplarisch gezeigt ist dies in Figur 4: 22 nt esiRNA/ERNA-Versionen zeigten in in vitro Slicer-Assays eine ähnliche, in manchen Fällen etwas geringere slicer-Aktivität in den jeweiligen AGO/RISC auf der target-RNA. In Pflanzenprotektionsexperimenten zeigte sich eine ähnliche Tendenz: Entweder war die Protektion mit 22 nt siRNAs vergleichbar gut, oder sie war leicht vermindert im Vergleich zur Situation mit eingesetzten 21 nt esiRNAs/ERNAs (in Figur 4 exemplarisch gezeigt mit siRCV2359 und siRCV21020). Slicer-Assays und Protektionsexperimente mit 24 nt langen Versionen der jeweiligen esiRNAs/ERNAs zeigten ähnliche Ergebnisse wie die mit den 22 nt esiRNAs/ERNAs durchgeführten Experimente (nicht gezeigt). Mit dem gleichen Verfahren wurden gegen CMV-RNA 3 esiRNAs/ERNAs identifiziert; dabei wurden wieder NbAGO1L und NbAGO2 verwendet. Auch hier wurden wieder eine Reihe von siRNAs identifiziert, die mit AGO1 eine sehr hohe (siRCV3239, siRCV3507, siRCV3985) bzw. eine hohe (siRCV3 151, siRCV3988, siRCV31098) und mit AGO2 eine sehr hohe (siRCV3593, siRCV31019, siRCV31569) bzw. eine hohe (siRCV3358, siRCV3478, siRCV3496, siRCV3592, siRCV3733, siRCV31394) slicer- Aktivität gegen die CMV target-RNA 3 induzieren (Figur 5 A, B). Die Positionierung der im Slicer-Assay effizientesten siRNA-guide strands auf der RNA 3 ist in Figur 5 C gezeigt. Tabelle 2 fasst die Ergebnisse aus dem screen von esiRNAs/ERNAs (im Zusatz zu Tabelle 2 mit den jeweiligen SEQ ID NO) gegen CMV- RNA 3 zusammen. Im Vergleich zeigten die gegen CMV-RNA 2 charakterisierten esiRNAs/ERNAs eine tendenziell höhere slicer-Aktivität als die gegen RNA 3 identifizierten esiRNAs/ERNAs (siehe Tabellen 1 und 2). Die Gründe hierfür könnten in einer leicht höheren Stabilität oder grundsätzlich kompakteren Strukturierung der CMV-RNA 3 (geringeren Zugänglichkeit von a-Sites) im Vergleich zu der Situation von CMV-RNA 2 liegen (Daten nicht gezeigt). In Protektionsexperimenten in Pflanzen zeigten die gegen CMV-RNA 3 charakterisierten 21 nt und 22 nt esiRNAs/ERNAs einen wirksamen Schutz gegen das Virus. Wie aus den in vitro Experimenten zu erwarten, war dieser etwas geringer als dies bei den esiRNA/ERNA-Wirkstoffen gegen CMV-RNA 2 der Fall war (Figur 6). Slicer-Assays und Protektionsexperimente mit 24 nt langen Versionen der jeweiligen esiRNAs/ERNAs zeigten ähnliche Ergebnisse wie die mit den 22 nt esiRNAs/ERNAs durchgeführten Experimente (nicht gezeigt). Durch Sequenzvergleiche konnte ermittelt werden, dass viele der hier aus dem CMV-Stamm Fny identifizierten esiRNAs/ERNAs auch auf den analogen RNA-Segmenten anderer CMV-Stämme wirksam sind, weil eine komplette Komplementarität zwischen den Sequenzen der jeweiligen guide strands dieser esiRNAs/ERNAs und den jeweiligen target-sites auf den viralen RNAs vorliegt. Figur 7 zeigt für sechs esiRNAs/ERNAs exemplarisch die Übereinstimmungen der Sequenzen zu den komplementären target-sites auf den RNA 2-Genomsegmenten von CMV (modifiziert nach Roossinck, 1999). Ferner sind in der Figur berechnete expectation rates für RNA-RNA mismatches (fehlende Basenpaarung an einer oder mehrerer Positionen in der Nukleinsäure bei der Bindung des siRNA guide strands an die target- site) aufgeführt. Basierend auf diesen Daten ist in Tabelle 3 eine komplette Übersicht der identifizierten esiRNAs/ERNAs gegeben, deren guide strands vollständig komplementär, d.h. ohne mismatches, an die target-sites in RNAs 2 bzw. 3 der jeweiligen CMV-Stämme binden. Wie aus der Tabelle hervorgeht sind diese esiRNAs/ERNAs somit, entweder einzeln oder in Kombination eingesetzt, gegen praktisch alle CMV- Stämme der Gruppen IA sowie IB protektiv. Dies ist in den Tabellen 4 und 5 verdeutlicht. Wie aus den Tabellen 3 - 5 hervorgeht bindet keine der identifizierten esiRNAs/ERNAs ohne mismatch an die entsprechenden target-sites in den RNAs 2 und 3 der CMV-Stämme der Untergruppe II. Wie oben ausgeführt und zuvor in einer Anmeldung (WO 2022/200407) beschrieben, indizieren esiRNAs/ERNAs sog. a-Sites, d.h. Bereiche, die die target-sites dieser esiRNAs/ERNAs in komplex strukturierten target-RNAs enthalten, die trotz Strukturierung zugänglich für RISC oder andere Endonuklease-haltige zelluläre Komplexe sind (WO 2022/200407). Dementsprechend kann, über eine jeweilige Anpassung der Sequenzen der hier identifizierten esiRNAs/ERNAs auf die target-sites in den target-RNAs, d.h. über die Vermeidung von mismatches, dennoch ein silencing der genomischen RNAs 2 und 3 der Stämme der Untergruppe II erfolgen. Dies wird in Tabelle 6 zusammengefasst: Hier ist die Zahl an mismatches der guide strands der identifizierten esiRNAs/ERNAs bei Bindung an die jeweiligen target-sites in den RNAs 2 und 3 der verschiedenen CMV-Stammuntergruppen wiedergegeben. Die Tabelle zeigt dabei alle Formen von mismatches an. Diese können sowohl die sog. seed-Region der siRNAs, die wichtigste Interaktionsregion einer siRNA mit der target-RNA während des AGO/RISC vermittelten silencing-Prozesses (Jackson und Linsley, 2010), als auch das 5’-Ende der RNA betreffen, das nachweislich nicht an der Bindung der siRNA beteiligt ist. Die Spezifität der Bindung einer sRNA an die target-site einer target-RNA ist gewährleistet bei mismatches bis zu einer Anzahl von 5, bei höheren Schmelztemperaturen der komplementären RNA-Stränge jedoch oft auch noch bei einer Zahl an mismatches, die mindestens um 2 Nukleotide darüber liegt (Liu et al., 2014). Wie in Tabelle 6 gezeigt, besteht bis auf 4 Stämme, in denen die Anzahl der mismatches höher ist, durch die identifizierten esiRNAs/ERNAs, auch mit einer Anzahl von 7 mismatches zur target-site, für alle übrigen Stämme ein potenzieller Schutz in RNA silencing-Verfahren. Fasst man diese Daten zusammen, so kann die hier identifizierte Population an esiRNAs/ERNAs entweder in der unveränderten Form (wie bei den meisten Mitgliedern der 1a und 1b Untergruppen) oder variiert an 1 bis maximal 7 Nukleotiden (Tabelle 6) zu Protektionszwecken gegen die meisten CMV-Stämme eingesetzt werden. Wie in der Tabelle deutlich wird, können erfindungsgemäß durch die jeweils gemappten esiRNAs/ERNAs, bereits mit einer Variationsbreite an 7 Positionen, praktisch 95% aller verglichenen CMV-Stämme anvisiert werden. Im gleichen Zusammenhang ist wichtig anzumerken, dass die esiRNAs/ERNAs entweder einzeln oder, nochmals deutlich wirksamer, als Kombination (Mix) in RNAi-Verfahren eingesetzt werden können (siehe auch unten). Auf diese Weise kann, auch bei existierenden mismatches einzelner esiRNAs/ERNAs, besonders wirksam ein escape über antigenic drifts oder shifts verhindert werden. Die analoge Feststellung gilt für andere sRNAs und eASO (gesamt als eNAs bezeichnet), deren Sequenzen von den entsprechenden esiRNAs/ERNAs abgeleitet werden konnte. Zusammenfassung zu Anwendungsbeispiel 1: Die gestellten Aufgaben wurden gelöst. Erfindungsgemäß wurden esiRNA/ERNA-Wirkstoffe bzw. davon abgeleitete eNA-Wirkstoffe identifiziert, die gegen CMV eine antivirale Wirkung haben und im Pflanzenschutz gegen CMV eingesetzt werden können. Die identifizierten eNAs können entweder in der unveränderten Form oder verändert an 1 bis 7 Nukleotidpositionen zu Protektionszwecken gegen 95% der bekannten CMV Varianten eingesetzt werden. Die eNAs können entweder einzeln oder, nochmals deutlich wirksamer, als Kombination (Mix) in RNA silencing Ansätzen gegen CMV im Pflanzenschutz eingesetzt werden. Anwendungsbeispiel 2: Doppelsträngige-RNA-Wirkstoffe, die esiRNA/ERNA-Sequenzen oder Sequenzen anderer, verwandter sRNAs enthalten Aufgabe war es, für die praktische Anwendung von esiRNAs/ERNAs oder verwandter sRNAs im RNA- silencing/RNAi-Prozess optimierte doppelsträngige RNAs, sog. edsRNAs, zu konstruieren. edsRNAs sollten entsprechend die Sequenzen mehrerer esiRNAs/ERNAs und/oder davon abgeleiteter sRNAs enthalten (siehe Figur 1). Die edsRNAs sollen bei Einsatz im Zielorganismus durch die dort präsenten DCLs/Dicer zu einem hohen Anteil in die ursprünglich konstituierenden esiRNAs/ERNAs bzw. sRNAs prozessiert werden, und diese sollen dann in entsprechenden RISC gegen anvisierte target-RNAs aktiv werden. Um durch diese edsRNAs eine maximal wirksame silencing-Antwort gegen eine oder sogar mehrere target-RNAs zu erzeugen sollen diese edsRNAs als weitere Eigenschaft aus Sequenzen von esiRNAs/ERNAs oder verwandter sRNAs bestehen, die in verschiedenen AGO-Proteinen und damit verschiedenen RISC im RNA silencing/RNAi aktiv sein können. Erfindungsgemäß wurde bei der Konstruktion von edsRNAs eine bis dahin unvollständig belegte Hypothese zugrundgelegt. Diese geht davon aus, dass DCLs/Dicer an beiden Enden (Termini) einer dsRNA aktiv sein können. Die Hypothese beinhaltet ferner, dass DCLs/Dicer durch die Präsenz sog. „pseudo-siRNA-Sequenzen“ an den Enden der dsRNA in ein „getaktetes processing“ gezwungen werden können. Eine pseudo-siRNA-Sequenz im Sinne der Erfindung ist demnach eine doppelsträngige Ribonukleotidsequenz beliebiger Komposition, die, entsprechend der geplanten Prozessierung der jeweiligen edsRNA durch DCLs/Dicer 21, 22, 23 oder 24 nt lang ist. Pseudo-siRNA-Sequenzen sollten sich entsprechend an den Termini der Doppelstrang-RNA befinden und durch ihre Präsenz die auf dieser dsRNA aktiven DCLs/Dicer in ein getaktetes processing zwingen. Getaktetes processing bedeutet, dass entsprechend Position und Länge der pseudo-siRNA-Sequenzen und entsprechend der Aktivität der beteiligten DCLs/Dicer die endonukleolytischen Spaltungen der dsRNA so erfolgen, dass die dabei präferenziell generierten sRNAs die gleiche Länge wie die pseudo-siRNAs aufweisen. Ein Beispiel: Sind die pseudo-siRNA-Sequenzen 21 nt lang und ist DCL4 das prozessierende Enzym (DCL4 generiert präferenziell 21 nt siRNAs aus einer dsRNA), dann werden aus einer so konstruierten edsRNA präferiert 21 nt sRNAs generiert und zwar in der Reihenfolge, wie sie in der Sequenzabfolge nach den pseudo-siRNAs in der edsRNA gereiht sind. Dabei agiert DCL4 prozessiv: Ausgehend von den pseudo- siRNA-Sequenzen an den Termini der edsRNA erfolgen die endonukleolytischen Schnitte des Enzyms nacheinander. Wird eine edsRNA entsprechend so aufgebaut, dass z.B. auf 21 nt lange pseudo-siRNA- Sequenzen unmittelbar 21 nt lange esiRNA/ERNA-Sequenzen folgen (siehe Figuren 8-11), sollten also präferenziell 21 nt lange esiRNAs/ERNAs entstehen. Pseudo-siRNA-Sequenzen können darüber hinaus Elemente enthalten, die für eine erfolgreiche Transkription und Prozessierung der jeweiligen edsRNAs wichtig sind: Dies können Bereiche des jeweiligen Transkriptionspromotors oder -terminators sein; es können aber auch Teile eines Ribozyms (ribozyme) sein, welches das korrekte 5’- bzw.3’-Ende der jeweiligen RNAs generiert (siehe Figuren 8 und 11). Letzteres trifft beispielsweise zu auf HH-Ribozyme; ein Beispiel wurde in diesem Anwendungsbeispiel verwendet: Hier enthält die pseudo-siRNA-Sequenz eine definierte Anzahl an Nukleotiden, die komplementär zum 5’-Ende des Ribozyms sind und durch Hybridisierung dessen Helix I und damit dessen funktionelle Struktur mit ausbilden können (Figur 11). Das Grundprinzip des Aufbaus so konzipierter edsRNAs stellt sich somit folgendermaßen dar (Figur 8 und folgende): - Die Sequenz enthält mindestens eine pseudo-siRNA-Sequenz, die, wie ausgeführt, ein getaktetes processing durch Dicer/DCLs ermöglicht. Zudem enhält die Sequenz der edsRNA eine Anzahl von 5’ nach 3’ „aufgereihter“ Sequenzen von esiRNAs/ERNAs oder von esiRNAs/ERNAs abgeleiteter anderer sRNAs wie z.B. miRNAs, in Figur 8 als 1-n in sense (s) Richtung und mit n-1 in antisense (as) Richtung beschrieben. Diese Sequenzen können aus verschiedenen „eNA-screens“ stammen, und entsprechend können die esiRNA/ERNAs bzw. davon abgeleiteten sRNAs in verschiedenen AGO/RISC (in Figur 8 als A-Z beschrieben) aktiv sein. Im optimalen Fall können die esiRNA/ERNAs bzw. davon abgeleiteten sRNAs, die eine edsRNA konstituieren, auch gegen unterschiedliche target-RNAs aus einem oder aus unterschiedlichen Organismen gerichtet sein. n in Figur 8 ist dabei eine Zahl zwischen 2 und unendlich, vorzugsweise zwischen 2 und 100 oder wie für Anspruch 1 d. oben beschrieben. - Die Generierung einer edsRNA kann auf zweierlei Weise erfolgen: Aus zwei komplementären RNA-Molekülen oder aus einem RNA-Molekül, das zwei komplementäre Teilbereiche enthält (Figur 8). Im zweiten Fall werden die beiden komplementären Teilbereiche der transkribierten RNA durch einen spacer miteinander verbunden und bilden einen hairpin. Der spacer ist eine Sequenz beliebiger Komposition mit einer Minimallänge von 4 Nukleotiden (Definition wie für hairpins ist oben gegeben), die für den spezifischen Zweck der edsRNA-Konstruktion aber funktionelle Bereiche wie beispielsweise Ribozyme, Transkriptionspromotoren oder Transkriptionsterminatoren, Transportsignale oder Splice-Stellen enthalten kann. Auf diese Weise erfüllt die spacer-Sequenz zusätzlich zu der Funktion die beiden komplementären Einzelstrangkomponenten einer dsRNA zu verbinden noch andere Zwecke: Enthält sie beispielsweise Splice-Signale kann der spacer im Zuge der Expression der RNA in vivo durch die splice-Maschinerie der Zelle verkürzt werden. Da der spacer im Gegensatz zu den doppelsträngigen RNA-Regionen sensitiv ist gegenüber Ribonukleasen (wie z.B. die Einzelstrang-spezifischen RNasen T1 oder A) kann diese Sequenz durch diese RNasen auch komplett entfernt werden (siehe auch Figur 8). - Die Transkription der RNAs kann in vitro oder in vivo erfolgen. Der Doppelstrang wird durch Hybridisierung der komplementären RNA-Stränge erhalten (Figur 8). Die Transkription kann durch verschiedenste Promotoren (siehe beispielhaft Figur 11) erfolgen. Die Transkriptionstermination kann durch jedwede Art von Transkriptionsterminatoren (siehe beispielhaft Figur 11) erfolgen. - Je nach Art der Generierung sind die Termini der edsRNAs entweder stumpf (blunt), oder sie enthalten einen Überhang (-Ü). Sie können auf unterschiedliche Weise, z.B. über ‚run-off Transkription‘ bzw. Termination der jeweiligen Polymerasen oder durch die Aktivität von Ribozymen (z.B. HH oder HDV-Ribozyme, wie in diesem Anwendungsbeispiel verwendet) über self-splicing generiert werden. - Die Sequenzen beider Stränge sind so konzipiert, dass bei der Prozessierung durch DCLs jeweils die authentischen sRNA guide und passenger strand-Sequenzen generiert werden. Das processing, das überwiegend zur Generierung der konstituierenden esiRNAs/ERNAs bzw. davon abgeleiteten sRNAs führt, wird durch die Präsenz der pseudo-siRNA-Sequenzen und das damit getaktete processing durch die DCLs/Dicer sichergestellt (siehe oben und Figuren 8-14). Die Hypothese des ‚getakteten processing‘ und damit die Funktionalität verschiedener edsRNA- Konstrukte, die nach diesen Prinzipien aufgebaut waren, wurde erfindungsgemäß, d.h. empirisch über iteratives trial and error-Prinzip, überprüft und bestätigt. Beispiele der Komposition einfach konzipierter edsRNAs, die über die Hybridisierung zweier komplementärer RNA-Moleküle generiert werden können, sind in Figuren 9 und 10 (SEQ ID NO: 181 und 185 sowie 182 und 186) gegeben. Derartige edsRNAs können über in vitro Transkription von klassisch aufgebauten cDNAs, bestehend aus einem Promotor, der kodierenden Sequenz und einem Terminator/run-off, generiert werden. Erfindungsgemäße Beispiele für die Komposition von edsRNAs, die sowohl in vitro als auch in vivo generiert werden können, sind über die Darstellung der zugrundeliegenden cDNA-Konstrukte (SEQ ID NO: 200, 201, 201, 203 und 204) in Figur 11 gegeben. Letztere edsRNAs enthalten alle einen spacer, der für den Einsatz bestehen bleiben kann oder, wie oben beschrieben, verkürzt oder abgebaut werden kann. In Figuren 12 - 15 ist die Funktionalität derart konzipierter edsRNAs demonstriert. Beispielhaft gezeigt ist dies am Beispiel der edsRNA ‚dsCMV6si21‘ (Figuren 9, 10 und 15; SEQ ID NO 181 und 185). Diese edsRNA enthält sechs verschiedene, 21 nt lange esiRNAs/ERNA-Sequenzen, die gegen die CMV-RNA 2 gerichtet sind. Für drei dieser esiRNAs/ERNAs wurde in Anwendungsbeispiel 1 gezeigt, dass sie im pflanzlichen AGO1/RISC gegen CMV-RNA 2 aktiv sind; für weitere drei dieser esiRNAs/ERNAs wurde zuvor gezeigt, dass sie im pflanzlichen AGO2/RISC gegen CMV-RNA 2 aktiv sind. Die Funktionalität der edsRNA war dabei unabhängig davon ob sie in vitro oder in vivo generiert wurde (Figur 11 und nicht gezeigt) und ob diese RNA stumpfe (blunt) oder überhängende Enden (-Ü) hatte. Die Funktionalität der edsRNA war dabei ebenfalls unabhängig davon, ob sie aus 21, 22 oder 24 nt langen pseudo-siRNAs und esiRNAs/ERNAs aufgebaut war. Zunächst wurde demonstriert, dass die edsRNA in BYL, das erwiesenermaßen die DCLs 4, 2 und 3 in aktiver Form enthält (Schuck et al., 2013), zu 21 nt, 22 nt bzw.24 nt langen siRNAs prozessiert wird. Somit wurde die grundsätzliche Prozessierbarkeit der konzipierten edsRNA-Konstrukte durch Dicer/DCL demonstriert (Figur 12). Durch den Einsatz der edsRNA in in vitro Slicer-Assays mit der target-RNA konnte gezeigt werden, dass aus der target-RNA (exemplarisch CMV-RNA 2), die durch die Aktivität der enthaltenen esiRNAs/ERNAs zu erwartenden Spaltprodukte generiert werden (Figur 13). Dies wurde auch in einem Folgeexperiment bestätigt. Dort wurden die aus einer edsRNA, dsCMV6si21, in BYL (durch die dort aktiv vorliegenden DCLs) prozessierten siRNAs durch NGS (RNA-seq) bestimmt: So ist deutlich zu erkennen, dass sowohl die pseudo-siRNAs als auch die esiRNAs/ERNAs zu hohen Anteilen (erkennbar an den detektierbaren guide oder passenger strands) aus der edsRNA prozessiert werden (Figur 14 A+B; gezeigt sind jeweils 21 nt reads). Die erfindungsgemäß gestellte Hypothese, die zu dem ermittelten Aufbau von edsRNAs führte, erwies sich damit als korrekt: Aus so aufgebauten dsRNAs werden durch DCL4 bevorzugt die 21 nt pseudo-siRNAs und esiRNAs/ERNAs generiert: In der Summe sind dies ca.60% aller generierten 21 nt siRNAs (Figur 14 C). Erfindungsgemäß wurde gezeigt, dass die Prozessierung durch die DCLs von beiden Enden der dsRNA aus in Form eines „getakteten processing“ erfolgt. In Pflanzenprotektionsexperimenten wurde schließlich die hohe Wirksamkeit (Protektivität) des Einsatzes von edsRNAs gegen einen CMV-challenge (Infektion mit einer letalen Konzentration an CMV) und damit final die Funktionalität der edsRNAs demonstriert (Figur 15). Aus den exemplarisch gezeigten Experimenten wurden mehrere, wichtige Aspekte deutlich: -Zum einen wurde gezeigt, dass im Vergleich zu einer unspezifischen dsRNA (Kontroll-dsRNA 2, dsGFP; bestehend aus der analog langen Sequenz aus der GFP-mRNA und der dazu komplementären RNA) eine aus 21 nt esiRNA/ERNAs aufgebaute edsRNA (dsCMV6si21 oder dsCMV621-Ü) zu 100% protektiv wirksam ist. D.h. alle der mit der edsRNA behandelten Pflanzen blieben im challenge-Experiment mit CMV im Vergleich zur unspezifisch aufgebauten dsRNA ohne Symptome (Figur 15). -Im Vergleich zu einer konventionell* aufgebauten dsRNA, die eine zu dsCMV6si21 analog lange ds Sequenz aus der CMV-RNA 2 enthielt (Kontroll-dsRNA 1, dsCMV; bestehend aus einem ähnlich langen Bereich der CMV RNA2 und der dazu komplementären RNA; siehe Figuren 9 und 10), hatten edsRNAs eine deutlich effizientere antivirale Wirksamkeit: * Konventionelle dsRNAs heißt, dass ein Strang dieser RNAs aus einer exakten Kopie der anvisierten target-RNAs besteht und dass dieser Strang dann mit einem jeweils komplementären RNA-Strang hybridisiert ist: nach diesem Prinzip aufgebaute dsRNAs werden derzeit im RNAi-mediierten Pflanzenschutz eingesetzt. So zeigte die konventionell aufgebaute dsCMV (Kontroll-dsRNA 1) zwar einen gewissen Schutz im Vergleich zu dsGFP (Kontroll-dsRNA 2), dieser hielt aber nicht über den kompletten Testzeitraum von 35 dpi an. Im Vergleich dazu hatte, wie erwähnt, die aus esiRNA/ERNAs aufgebaute edsRNA einen über den gesamten Testzeitraum anhaltenden Schutz von 100% (Figur 15). Wichtig ist hier anzumerken, dass die als Kontrolle angewendete dsCMV auch zwei der hier zuvor als esiRNAs/ERNAs charakterisierten Sequenzen enthielt (gezeigt in Figur 9). Somit spiegelte diese Kontrolle die Situation einer Behandlung mit einer konventionellen dsRNA sehr gut wieder, in der, wenn überhaupt, nur wenige esiRNA/ERNA-Sequenzen enthalten sind (schematisch gezeigt in Figur 1). - edsRNAs, die 21 nt esiRNAs/ERNAs generierten, waren am effizientesten protektiv gegen CMV; edsRNAs, die die gleichen esiRNAs/ERNAs, aber als 22 nt Versionen produzierten, waren weniger protektiv: Im Gegensatz zu der 21 nt edsRNA zeigte die 22 nt edsRNA keinen 100% Schutz über den gesamten Testzeitraum. Im Vergleich zu der konventionell aufgebauten dsCMV war der Schutz durch die 22 nt esiRNAs/ERNAs generierende edsRNA dennoch deutlich ausgeprägter (Figur 15). Das gleiche gilt für eine 24 nt esiRNAs/ERNAs generierende edsRNA (nicht gezeigt). -Wurden die 170 nt langen Einzelstrangkomponenten der dsRNAs (dsCMV6si21 oder dsCMV621-Ü und dsCMV) in Protektionsexperimenten getestet, so zeigte sich, dass diese keinen Schutz vermittelten (Figur 15 C). Dieses als weitere Kontrolle durchgeführte Experiment demonstrierte, dass eingesetzte edsRNAs tatsächlich ausschließlich in der doppelsträngigen Form aktiv sind. Die beobachtete Schutzwirkung musste demzufolge auf der (getakteter) Prozessierung der edsRNAs in esiRNA/ERNAs durch die pflanzlichen DCLs in vivo beruht. Mit anderen Worten; es konnte so ausgeschlossen werden, dass 21, 22 oder 24 nt lange Abschnitte aus den Einzelstrangkomponenten der dsRNAs im Verlauf des Experimentes zufällig an die target-RNAs assoziierten und so ein AGO/RISC-mediiertes slicing und damit eine Protektion auslösten. Zusammenfassung zu Anwendungsbeispiel 2: Erfindungsgemäß wurden völlig neuartig konzipierte und aufgebaute edsRNA-Wirkstoffe entwickelt, die einfach über Transkription in vitro oder in vivo hergestellt werden können und aus denen, über die Prozessierung durch Dicer/DCLs, signifikante Quantitäten der verschiedenen konstituierenden sRNAs generiert werden. So aufgebaute edsRNAs können als effiziente antipathogene Wirkstoffe eingesetzt werden. Anwendungsbeispiel 3: Nukleinsäure-Wirkstoffe gegen Meloidogyne incognita esiRNAs/ERNAs wurden in BYL mit dem beschriebenen Verfahren mit dem AGO2 Protein von Nicotiana benthamiana (Nb) gegen drei mRNAs von Meloidogyne incognita target-Genen (SEQ ID NO: 191 bis 193) identifiziert: Diese target-Gene kodieren für die Proteine „Splicing factor“, „Actin-4“ sowie „Integrase“. Neben anderen Faktoren war für diese Proteine eine jeweils essenzielle Funktion im Lebenszyklus von Meloidogyne incognita anzunehmen (siehe auch oben). Die jeweiligen Gen- bzw. target-RNA-Sequenzen (siehe Anhang) wurden folgendermaßen erstellt. Im Fall von Actin-4: Mit der Accession No. von Actin-4 für C. elegans wurde in https://wormbase.org//#012-34-5 die Sequenz ermittelt. Damit wurde in der database https://meloidogyne.inrae.fr/ ein Sequenzvergleich (Blast N) durchgeführt. So wurde die Sequenz der vorhergesagten cDNA in M. incognita ermittelt. Diese wurde wiederum durch einen Sequenzvergleich der abgeleiteten Proteinsequenz (Blast P) in der NCBI-Datenbank (National Center for Biotechnology Information) bestätigt und kloniert. Im Fall von Splicing factor und Integrase: Hier wurden EST (expressed sequence tag) - Sequenzen von M. incognita (AW828516 bzw. AW871671) aus der NCBI- Datenbank verwendet. Diese wurden für einen Blast N in der database https://meloidogyne.inrae.fr/ verwendet. Nachdem die vorhergesagten cDNA-Sequenzen gefunden waren, wurde ein Blast P mit den abgeleiteten Proteinsequenzen durchgeführt, mit dem bestätigt werden konnte, dass diese homolog zu den Sequenzen von Splicing factor und Integrase von C. elegans sind. Entsprechend wurden diese cDNAs kloniert. Die in Tabelle 7 zusammengefassten esiRNAs/ERNAs (SEQ ID NO in Zusatz zu Tabelle 7) wurden entsprechend der oben definierten Charakteristika identifiziert bzw. klassifiziert. Die Benennung erfolgt mit „siR“, „MI“ für M. incognita, der jeweiligen mRNA (SPF, Splicing factor; INT, Integrase; ACT, Actin 4) und der Position der RNA, zu der das 5’-Nukleotid des siRNA-guide strands komplementär ist). Sie wurden auf verschiedene Weise validiert (siehe Figuren 16 und 17). - Standardisierte Slicer-Assays nach dem oben beschriebenen Protokoll. Die esiRNAs/ERNAs und davon abgeleitete edsRNAs (Figuren 8 und 11) wurden in Slicer-Assays mit NbAGO2 bezüglich ihrer Spaltungs (slicer)-Aktivität der jeweiligen target-RNAs in vitro validiert. Alle 14 der mit dem „eNA-screen“ identifizierten siRNAs zeigten dabei eine induzierte Hydrolyse der target-RNAs, die mehr als 25% der ursprünglichen eingesetzten Quantität dieser target-RNAs umfasste (zusammengefasst in Tabelle 7). - In vivo. Zum anderen wurde in vivo (d.h. im Tier) auf die Effizienz der Spaltung der jeweiligen mRNA nach Aufnahme der siRNAs getestet. Dazu wurden M. incognita J2 Tiere gewonnen, und 10.000 der Tiere wurden in 40 µl Wasser inkl.50-200 ng/µl RNA für 24 Stunden inkubiert (soaked - ‚durchtränkt‘), sodass sie die RNAs aufnahmen. Als Negativkontrolle wurde die siRNA siR gf698 (siR GFP) verwendet. Anschließend wurden die Nematoden mit einem Standardverfahren aufgeschlossen, die Gesamt-RNA extrahiert und die Spaltung der jeweiligen target-mRNA mit entsprechenden primern und quantitativer Echtzeit-RT-PCR (qRT-PCR) untersucht. Für die genspezifische reverse Transkription (RevertAid Reverse Transkriptase, ThermoFisher) zu cDNA, ebenfalls nach einem Standardverfahren, wurden ca. 500 ng der Gesamt-RNA bzw. 1/5 verdünnte cDNA als PCR-template verwendet. Als Referenzgen wurde das M. incognita GAPDH-Gen (Minc3s07075g40689) verwendet. Die Berechnung der normalisierten Expressionsraten (NER), die die nach der Spaltung verbleibende messbare Quantität an ursprünglich in den Assay eingesetzten target-mRNA wiedergibt (siehe auch Figur 14), folgte nach der mathematischen Methode 2 ^-ddCt unter Verwendung des mittleren Ct-Wertes des Referenzgens. - In vivo/in planta. Schließlich wurde die Fähigkeit der esiRNAs/ERNAs getestet, den kompletten Lebenszyklus der Nematoden in planta zu unterdrücken. In einer ersten Form der Experimente wurden J2 Tiere, wie oben beschrieben, 24 Stunden in wassergelösten RNAs oder Kontroll-RNA eingelegt („gesoakt“). Anschließend wurde eine Infektion zwei Wochen alter Tomatenpflanzen mit den so behandelten Nematoden nach einem Standardprotokoll (500 Tiere per Pflanze) durchgeführt und untersucht, ob diese Behandlung zu einer Verminderung der Eiablage nach der Infektion bzw. zu einer verringerten Pathogenese (insbesondere Gallenbildung) der infizierten Pflanzen führt. In einer zweiten Form dieser Experimente wurden Infektionsstudien an frischen Keimlingen durchgeführt. Dazu wurden Tomatensamen durch Einweichen in 70% Ethanol oberflächensterilisiert. Nach Entfernen des Ethanols wurden die Samen zur Weiterbehandlung mit einer Lösung behandelt, die 30% (v/v) NaOCl und 0,02% Triton X-100 enthält und 20-30 Minuten lang inkubiert. Anschließend wurden sie mit sterilem, destilliertem Wasser gewaschen und in Petrischalen gegeben, die etwa 6 mm 0,6% Phytagel pH 6,4 in ¼ MS (Murashige and Skoog Medium) inklusive 0,5% Sucrose enthielten. Zehn Samen wurden nach dem Zufallsprinzip in jeder Petrischale verteilt, diese dann mit Nescofilm versiegelt und bei 28°C mit einem 16-Stunden-Licht/8-Stunden-Dunkel-Zyklus gehalten. Sieben bis zehn Tage nach der Aussaat wurde jeder Keimling mit 100-200 sterilen und gesoakten J2 beimpft. Die J2 Tiere wurden dazu 5 Minuten lang in einer Lösung mit 0,004% Quecksilberchlorid, 0,004% Natriumazid und 0,002% Triton X-100 oberflächensterilisiert, mit sterilem Wasser gewaschen und in Agarose (0,1 %) suspendiert. Das soaking wurde wie oben beschrieben ausgeführt. Die inokulierten Sämlinge wurden unter den oben beschriebenen Bedingungen aufgezogen. Der Infektionsprozess wurde überwacht, indem die Gallenbildung drei Wochen nach der Inokulation untersucht wurde. Die in Tabelle 7 aufgeführten esiRNAs/ERNAs hatten in den genannten Tests einen signifikanten silencing bzw. nematiziden Effekt (siehe Figuren 16 und 17). Zusammenfassung zu Anwendungsbeispiel 3: Die gestellten Aufgaben wurden gelöst. Erfindungsgemäß wurden esiRNA/ERNA-Wirkstoffe bzw. davon abgeleitete eNA-Wirkstoffe identifiziert, die gegen M. incognita eine nematizide Wirkung haben und im Pflanzenschutz gegen M. incognita eingesetzt werden können. Die identifizierten eNAs können entweder in der unveränderten Form oder verändert an 1 bis zu 7 Nukleotiden zu Protektionszwecken gegen alle bekannten M. incognita Varianten eingesetzt werden. Die eNAs können entweder einzeln oder, nochmals deutlich wirksamer, als Kombination (Mix) in RNA silencing Ansätzen im Pflanzenschutz gegen M. incognita eingesetzt werden. Zudem können edsRNAs, die die Sequenzen von identifizierten esiRNAs/ERNAs bzw. davon abgeleiteten anderen sRNAs enthalten, im Pflanzenschutz gegen M. incognita eingesetzt werden. Anwendungsbeispiel 4: Nukleinsäurewirkstoffe gegen Botrytis cinerea esiRNAs/ERNAs wurden in BYL über das beschriebene Verfahren mit dem AGO1 Protein von Colletotrichum graminicula (C. graminicula ist, wie B. cinerea, ein pflanzenpathogener Pilz) gegen verschiedene mRNAs von B. cinerea target-Genen identifiziert bzw. klassifiziert. Drei der target-RNAs (SEQ ID NO: 197, 199, 198); wurden dabei aufgrund der Tatsache ausgewählt, dass die jeweils kodierten Proteine, „Cytochrome P450-Monooxygenase“ (Erg27), „Chitin-Synthase 1“ (CHS1) und „Elongationsfaktor 2“ (EF2), bereits als Zielmoleküle verschiedener Fungizide bekannt sind (siehe Einleitung zu B. cinerea). Drei weitere target-RNAs (SEQ ID NO: 194, 195, 196) wurden ausgewählt, weil die jeweils kodierten Proteine, „Vacuolar protein sorting 51“ (VPS51), „Dynactin“ (DCTN1) und „Suppressor of actin“ (SAC1), in den vesikularen Transportweg im Pilz involviert sind und essenzielle Virulenzfaktoren von B. cinerea während der Interaktion mit Pflanzenwirten sind. Die cDNAs für diese Gene wurden aus einer mRNA-Präparation generiert und kloniert. Die mRNA- Präparation wurde nach einem Standardverfahren aus B. cinerea-infizierten Arabidopsis thaliana Pflanzen präpariert. Die in Tabelle 8 zusammengefassten und markierten esiRNAs/ERNAs wurden identifiziert (SEQ ID NO in „Zusatz zu Tabelle 8“). Die Benennung der Kandidaten erfolgt mit „siR“, „BC“ für B. cinerea, der jeweiligen RNA (ERG - Erg 27; CHS - Chitin-Synthase 1; EF - Elongation factor 2; VPS - Vacuolar protein sorting 51; DCTN - Dynactin1; SAC - Suppressor of actin) und der Position der RNA, zu der das 5’- Nukleotid des siRNA-guide strands komplementär ist. Sie wurden folgendermaßen validiert. - Standardisierte Slicer-Assays nach dem oben beschriebenen Protokoll. Dazu wurden die RNAs mit C. graminicula AGO1 hinsichtlich der Spaltungs (slicer)-Aktivität der jeweiligen target-RNAs in vitro getestet: 24 von insgesamt 30 mit dem „eNA-screen“ identifizierten siRNAs zeigten dabei eine induzierte Hydrolyse der jeweiligen target-RNA, die mehr als 25% der ursprünglichen eingesetzten Quantität dieser target-RNA umfasste (Figur 18 und Tabelle 8). - In vitro Pilzwachstumsexperimente. B. cinerea B05.10 wurde auf Früchten kultiviert. Nachdem der Pilz fünf Tage lang sporulieren konnte, wurden die Sporen gesammelt und in entsprechendem Medium auf eine Endkonzentration von 1x10 ⁵ Sporen/ml verdünnt (Standardverfahren). Anschließend wurde die Keimung der Sporen durch Zugabe von Phosphat initiiert. Um dies gleichmäßig zu ermöglichen, wurden 10 µl 1M Phosphatpuffer, pH 6.4, zu 990 µl Sporenlösung hinzugefügt. Die Auswirkungen der esiRNAs/ERNAs auf das Wachstum von B. cinerea wurden in vitro auf Kartoffel-Dextrose-Agar-Platten (PDA) getestet. Von einer Sporenlösung mit einer Endkonzentration von 1x10 ⁵ /ml wurden 10 µl in die Mitte einer Platte gegeben. Für die Behandlung wurden 400-8000 ng RNA in die Sporenlösung gegeben und dann kontinuierlich alle 12 h zugeführt. Neben den B. cinerea-spezifischen esiRNAs/ERNAs und edsRNAs wurden den Sporen als Kontrollen siR gf698 (siR GFP) und Wasser zugesetzt. Die Wachstumsdynamik unter Einfluss der RNAs im Vergleich zu den Kontrollen wurde durch Messung des Pilzkoloniedurchmessers (ImageJ software) an Tag 1, 2, 3 bzw.5 nach der Inokulation bewertet. - In vivo/in planta Pilzwachstumsexperimenten. Hier wurde die Fähigkeit der esiRNAs/ERNAs getestet, den kompletten Lebenszyklus von B. cinerea in planta zu unterdrücken. Dazu wurden RNAs mit einer Endkonzentration von 400-8000 ng in die Lösung induzierter Sporen (1x10 ⁵ /ml, siehe oben) gegeben und die Lösung für anderthalb Stunden bei Raumtemperatur inkubiert. Für eine Infektion wurden die Blätter von A. thaliana mit einem 10 µl Tropfen der Inkubationslösung benetzt. Anschließend wurden die Pflanzen zwei Tage lang in Kammern mit hoher Luftfeuchtigkeit aufbewahrt; danach wurde die Größe der durch den Pilz verursachten Läsionen mit denen von Kontrollpflanzen verglichen (ImageJ software), die mit Sporen infiziert wurden, die die siR gf698 Kontrolle bzw. Wasser enthielten (siehe auch Figur 19). Zur weiteren Bestimmung des Pilzwachstums wurde das Gewebe der Blattabschnitte entnommen und die B. cinerea-DNA mittels qPCR unter Verwendung der Standardkurvenmethode quantifiziert. Nachgewiesen wurden dazu das B. cinerea Actin-Gen und ein Kontrollgen aus einem Plasmidpräparat, das in die Pflanzenproben gespiked wurde. Das Plasmid-Kontrollgen wurde verwendet, um die Effizienz des DNA-Extraktionsprozesses abzuschätzen und die Amplifikation von cut A zu normalisieren. Schließlich wurde die Menge der B. cinerea-DNA durch Interpolation der normalisierten cut A-Werte auf der Standardkurve bestimmt. - Durch Transkriptanalyse. Um das silencing der target-RNAs in B. cinerea zu bewerten, wurde eine mRNA-Expressionsanalyse mittels quantitativer Echtzeit-RT-PCR (qRT-PCR) durchgeführt. Dazu wurden 1 x 10 ⁵ Sporen in 2 mL flüssigem Medium aufgenommen und RNA zugegeben (siehe oben). Die Proben wurden anschließend bei Raumtemperatur unter Schütteln 24, 48 und 72 Stunden lang gezüchtet. Die RNA-Extraktion aus der Pilzprobe erfolgte mit TRIzol gemäß den Anweisungen des Herstellers. Die qRT-PCR erfolgte wie in Anwendungsbeispiel 3 beschrieben (siehe auch Figur 19). Die in Tabelle 8 aufgeführten esiRNAs/ERNAs hatten einen signifikanten silencing Effekt in vitro (Figur 19) bzw. fungiziden Effekt (Figur 19). Wie auch aus Figur 19 hervorgeht, hatte die Behandlung in planta, auch mit unspezifischen NAs, einen leichten fungiziden Effekt, die Behandlung mit spezifisch gegen target-RNAs gerichteten eNAs hatte jedoch eine signifikant stärkere fungizide Wirkung. Zusammenfassung zu Anwendungsbeispiel 4: Die gestellten Aufgaben wurden gelöst. Erfindungsgemäß wurden esiRNA/ERNA-Wirkstoffe bzw. davon abgeleitete eNA-Wirkstoffe identifiziert, die gegen B. cinerea eine nematizide Wirkung haben und im Pflanzenschutz gegen B. cinerea eingesetzt werden können. Die identifizierten eNAs können entweder in der unveränderten Form oder verändert an 1 bis zu 7 Nukleotiden zu Protektionszwecken gegen alle bekannten B. cinerea Varianten eingesetzt werden. Die eNAs können entweder einzeln oder, nochmals deutlich wirksamer, als Kombination (Mix) in RNA silencing Ansätzen im Pflanzenschutz gegen B. cinerea eingesetzt werden. Zudem können edsRNAs, die die Sequenzen von identifizierten esiRNAs/ERNAs bzw. davon abgeleiteten anderen sRNAs enthalten, im Pflanzenschutz gegen B. cinerea eingesetzt werden.

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